Сериновые протеазы каталитический механизм

ЯВЛЯЮТСЯ каталитические центры сериновых протеаз химотрипсина и субтилизина [18, 239, 240]. Для обоих ферментов при взаимодействии с субстратом характерно одинаковое расположение водородных связей, фиксирующих основную цепь субстрата, идентичное положение полости, принимающей боковые цепи, один и тот же механизм переключения заряда при расщеплении связей н один и тот же набор доноров водородных связей (NH-rpynn остова), фиксирующих карбонильные 0 -группы каталитического промежуточного продукта [537]. Несмотря на все это, оба фермента совершенно не скоррелированы в отношении их аминокислотных последовательностей, укладки цепей и, например, нумерации остатков Asp, His, Ser [18, 239, 240] в цепи переключения заряда. [c.233]

Таким образом, именно совершенствование каталитических поверхностей химотрипсина и субтилизина привело к принятию ими одинаковой функции. Как показано на рис. 11.1, механизм каталитического действия протеаз папаина и глицеральдегид-З-фосфатдегид-рогеназы, фермента гликолитнческого пути, по-видимому, аналогичен механизму действия сериновых протеаз. Однако имеются и другие пути расщепления полипептидных цепей, как видно на примерах термолизина, катепсинов и кислых протеаз [539, 596]. [c.233]

В отличие от сериновых протеаз, у которых главным специфическим центром связывания служит подцентр 5ь у папаина специфичностью к гидрофобным аминокислотам обладает подцентр 82, а за специфичность к изолейцину или триптофану ответствен подцентр 51 [97]. Гидролиз эфиров, а возможно, и пептидов сопровождается образованием ацилфермента (как и в случае сериновых протеаз, за исключением того, что ацилируется Су8-25) [98—101]. График, построенный в координатах pH ксг11К1л , представляет собой колоколообразную кривую с максимумом при рН 6, что обусловлено ионизацией Н18-159 и Су8-25, р/Са которых равен 4,2 и 8,2 соответственно. Обозначим гистидин через 1т, а цистеин — через К5Н. При низком pH неактивна ионная форма К5Н.Н1т+, тогда как при высоком — форма К5-.1т. При нейтральном pH каталитически активная форма представляет собой один из таутомеров — КЗНЛт или К5 .Н1т+ исследование рН-зависимости не позволяет различить два ионных состояния, несущих одинаковый суммарный заряд ( принцип кинетической эквивалентности , гл. 2, разд. Е). рН-зависимость ксах для деацилировання определяется ионизацией основания с р/Са около 4. Возможно, этим основанием является группа, принадлежащая Н18-159, поскольку цистеин блокирован в ацилферменте. Механизм реакции можно представить с помощью следующей схемы [c.374]

Механизм действия карбоксипептидазы изучен не столь хорошо, как для сериновых и тиоловых протеаз. Роль всех каталитических групп однозначно не установлена. Ион цинка, по всей вероятности, играет роль электрофильного катализатора, поляризуя карбонильную группу и стабилизируя образующийся на атоме кислорода отрицательный заряд (гл. 2, разд. Б.7) [118]. Характер рН-зависимости скорости реакции позволяет сделать вывод, что в каталитическом процессе участвует ионизированная карбоксильная группа 01и-270. График зависимости активности фермента от pH представляет собой колоколообразную кривую с максимумом при pH 7,5 положение максимума определяется ионизацией основной формы группы с р/Са = 6 и кислой формы группы с р/Са = 9,1 в свободном ферменте [119, 120]. Более низкий р/Са соответствует 01и-270, более высокий пока не отнесен ни к какой группе. По всей видимости, гидроксильная группа Туг-248 выступает в этой реакции в роли обшей кислоты [ПО]. Хотя прямых данных в пользу высказанного предположения нет, данный остаток, несомненно, важен для проявления пептидаз-ной активности. Модификация боковой цепи тирозина в результате ацетилирования или диазотирования подавляет пептидаз-ную активность, но усиливает эстеразную активность фермента [121]. Интересно, что при замешении цинка атомом ртути, кадмия или свинца эстеразная активность не изменяется, а пеп-тидазная подавляется [122]. [c.379]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология