Листья стерильная. культура

Рис. 4.1. Выявление вирусов по местным некрозам, зонам лизиса или стерильным пятнам. А. Местные некрозы, вызванные вирусом табачной мозаики на листе табака. Б. Зоны лизиса, возникшие в культуре ткани под действием вируса полиомиелита. В, Стерильные пятна, или бляшки , на бактериальном газоне — результат заражения бактериофагом.

Техника этого метода заключается в следующем. Стерильную бумагу пропитывают суспензией бактерий, содержащей не менее 10 клеток/мл, и высушивают на воздухе или под вакуумом [2]. Бактерии лучше выживают при высушивании под вакуумом. Полоски или диски бумаги хранят в запечатанных пробирках в эксикаторах или между листами стерильной прозрачной пластмассы [7] Если эксикаторы поместить в холодильник, то срок жизни культуры удлиняется. [c.516]

Рис. 21.11. Культура ткани. А. Растение первоцвета с хорошо развитыми листьями, которые можно разрезать на много мелких частей для клонирования. Б. Фрагменты листа перенесены на агар с соблюдением стерильности. В. Один из фрагментов листа, на котором образовался каллус и новый побег. Г. Побег отделили от фрагмента листа и поместили на достаточно толстый слой агара, чтобы стимулировать рост корней. Д. Молодые клоны перенесли в рыхлую культуральную среду, чтобы усилить развитие корней. Е. Идентичные растения, полученные из одного фрагмента листа путем клонирования.

Семена до набухания стерилизуют для снятия эпифитной и субэпидермальной микрофлоры одним из стерилизующих агентов, трижды промывают стерильной водой и оставляют для набухания в стерильной чашке Петри. Затем семена стерилизуют второй раз, отмывают 3 раза стерильной водой и с помощью стерильных инструментов вычленяют зародыш или его структуры, которые помещают на питательные среды для роста зародыша или индукции каллусов, кроме того, стерильные семена можно использовать для получения каллуса из семян, помешенных на агаризованную среду, содержащую фитогормоны, а также для получения проростков из семян на агаризованной среде без фитогормонов, с последующим использованием стерильных корней, побегов, листьев в качестве эксплантатов для получения каллусных культур. При помещении кусочков или дисков стебля на питательную среду требуется соблюдать условия физиологической полярности, т. е. помещать их апикальным концом в среду. У фрагментов пластинок листа надсекают в нескольких местах жилки и помешают их нижней стороной пластинки на среду. [c.238]

По данным Стейнберга (Steinberg, 1956), в условиях цинковой недостаточности увеличивается содержание общего растворимого азота в растениях табака. Когда проростки табака в стерильной культуре получали различные аминокислоты, наблюдалось повреждение и хлороз листьев. Особенно активен был в этом отношении L(-l-) изолейцин. Большое сходство симптомов, возникающих при недостатке цинка и в результате повреждающего действия аминокислот, позволило автору связывать цинковую недостаточность с накоплением специфических аминосоединений. Этому выводу противоречит, однако, факт, что глутамин и аспарагин в этом отношении не очень активны, лейцин же и пролин не накапливаются в листьях цинкнедостаточного табака. Показано, что высокие дозы азота делают неподвижным цинк корней подземного клевера. [c.140]

Наиболее чувствительны к условиям длины дня ткани листа, однако у некоторых видов ткани стебля также проявляют определенную чувствительность хорошим примером этого служит КДР Plumbago indi a. В самом деле, изолированный отрезок стебля этого вида, помещенный в стерильную культуру, можно индуцировать к цветению в условиях КД (рис. 9.4), тогда как в условиях ДД он остается вегетятивным. [c.328]

Данные, касающиеся прогрессивных изменений, подготавливающих цветение, были получены в экспериментах с выращиванием отрезков стебля табака в стерильной культуре. Такие отрезки образовывали каллус и регенерировали ночки. Отрезки междоузлий молодых растений (или нижних частей более старых растений) образовывали вегетативные почки, тогда как из сегментов, полученных от верхних частей цветущих растений, возникали генеративные ночки с песколькимп листочками или прицветниками. Сегменты, взятые из средней части стебля,, вначале образовывали листья и прицветники, а затем цветки. Таким образом, по-видимому, существует градиент предрасположенности к образованию цветков от нижней к верхней части растения. [c.377]

Вегетативное размножение растений методом культур тканей. Метод культур тканей, или микроразмножение in vitro исключительно удобен для быстрого размножения и сохранения здоровых растений. Для этого производят отбор соответствующих эксплантов, подвергают стерилизации с последующим переносом на подходящую питательную среду. Качество эксплантов зависит от вида и фазы развития растения органа, из которого взят эксплант сезона года. Установлено, что меристемные ткани, сердцевина луковиц, клубнелуковиц и корневищ, надежно защищенные листьями и чешуйками, являются стерильными. Перед удалением покрывающих структур их каждый раз протирают 70% этанолом. Открытые органы — источники эксплантов подвергают стерилизации ртуть- или хлорсодержащими агентами (таблица 30). [c.500]

Шерффенберг применял для выделения агар с суслом и другие среды, поверхность которых смазывалась жиром, что предотвращало рост сапрофитных грибов, не прорастающих через пленку жира. Из дешевых сред для массового размножения гриба используют субстраты, нарезанные на кусочки размером 1—2x1 см или более мелкие частицы. Сырьем служат очищенный картофель, морковь, столовая и сахарная свекла, различные органические материалы (разлагающиеся листья, навоз), наклюнувшиеся зерна и т. п. Подготовленный для среды материал помещают в колбы или нанизывают на деревянные палочки. Колбы заполняют средой на Уз объема, закрывают ватной пробкой и стерилизуют в течение 40 минут при 112° С в автоклаве. После охлаждения среду инокулируют суспензией спор, смытых с культуры на косом агаре стерильной водой (3—5 мл на пробирку). Суспензию разбрызгивают специальным пульверизатором. При выделении моноспоровых изолятов на агар с суслом споры высевают с помощью пастеровской пипетки, в которую набирают разбавленную суспензию спор и наносят на агар порции, содержащие одну спору. Полная споруляция культуры наступает через 18—25 дней. [c.366]

На искусственных средах размножали гусениц некоторых бабочек, питающихся в естественных условиях тканями растений, в особенности те виды, гусеницы которых вбурав-ливаются в ткани растений. Большинство требований к пище было определено для гусениц трех видов, живущих внутри растений, путем использования агаровой среды при стерильных условиях. Некоторые виды разводили на кормовой среде, состоящей в основном из рас-теиий-хозяев, обычно из мелко нарезанных и смешанных листьев. Некоторые из этих сред использовали в стерильных условиях, а три вида бабочек разводили на специфичных плесневых культурах также в стерильных условиях. [c.277]

Оба мутагена в изученных концентрациях вызывали появление в Мг мутантных форм люцерны, среди которых можно было отобрать хозяйственно-ценные, представляющие определенный интерес в селекции этой культуры. Колхицин у обоих сортов индуцировал формы с высокой продуктивностью, увеличенным размером листьев и числом листочков на черешке, а также скороспелые, с частичной стерильностью и высокой облиственностью. ЭИ индуцировал формы с измененной величиной и формой листочков, увеличенным числом их на черешке, высокой облиственностью и высокой продуктивностью. [c.252]

И наконец, ассоциации растений люцерны и А. variabilis оказались способны к росту на среде В5 без азота (наблюдение за ними проводили в течение 4 мес). Неинокулированные растения в тех же условиях уже через 1 мес обнаруживали признаки деградации, а через 2 мес у них обесцвечивались и опадали листья, растения вскоре погибали. Инокулированные растения продолжали расти в песчаной культуре в отсутствие связанного азота. Цианобактерии при этом локализовались на поверхности корней преимущественно в зоне поглощения, в контакте с корневыми волосками и распространялись на те участки корней, которые образовались в ходе их роста после перенесения растений в песок. Причем ииокулированиые растения и контрольные (не инокулированные цианобактериями) через 10 сут роста в песчаной культуре более чем в 2 раза различались по своей высоте. Растения, ассоциированные с цианобактериями, росли и в стерильной почве, при этом через 4 мес роста цианобактерии интенсивно развивались как в непосредственном контакте с корнями, так и в прикорневой зоне почвы. [c.86]

Подходящими эксплантатами считаются целые стерильные проростки, эксплантаты проростков (например, гипокотили, семядоли, листья и корни), эксплантаты выращенной в теплице рассады, более зрелые или размножаемые in vitro растения (например, корень, стебель, лист, черешок, фрагменты цветковых и запасающих органов). Состав используемых сред в какой-то мере зависит от вида растения и типа эксплантата. Например, для роста проростков или эксплантатов побегов может подойти среда, используемая для поддержания культуры побегов того же вида растения. С другой стороны, фрагменты запасающих тканей (клубней, главных корней) часто сохраняют жизнеспособность в течение нескольких недель при культивировании на агаризованной среде, содержащей только неорганические соли. У большинства видов растений корончатые галлы или косматые корни развиваются на больших эксплантатах, культивируемых на простых средах, не содержащих фитогормонов. Главное требование к ростовой среде, используемой при трансформации и развитии опухоли, заключается в том, чтобы она обеспечивала жизнеспособность эксплантата при ограниченном образовании каллуса. При использовании небольших эксплантатов в состав среды можно включить и микродобавки ростовых веществ, чтобы сохранить эксплантат и обеспечить ограниченное деление окружающих рану клеток во время инкубации с агробактериями. Проблему выживаемости эксплантата можно решить, [c.108]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология