Цистамин почках

Из табл. 14 и 16 видно, что при оценке радиозащитного эффекта цистамина по модификации летального действия тотального облучения различия между внутрибрюшинным и внутримышечным введением цистамина несущественны. У мышей-самок величины ФУД при внутри-брюшинном введении цистамина (150 мг/кг) варьируют в диапазоне 1,55—1,71, при внутримышечном введении диапазон несколько меньше 1,43—1,58. У крыс ФУД составляет 1,28—1,37 при внутрибрюшинном введении цистамина (50 мг/кг) и 1,18—1,39 — при внутримышечном (см. табл. 16). [c.127]

Выход цистамина по этому способу достигает 37%. [c.251]

Рис. 1, Радиозащитное действие цистамина (150 мг/кг внутримышечно), оцениваемое по состоянию кроветворения в селезенке мышей на 8-е сутки после тотального облучения в дозе 8 Гр.

В почках, 150%—в печени, 132%—в селезенке, 130% —в легких и 106% —в костном мозге. Наименьшие величины отмечены в крови (36%), скелетных мышцах (44%) и головном мозге (36%). Наблюдалось идеальное равномерное распределение активности в организме крыс. Распределение 8-цистамина после внутривенного введения меченого цистамина крысам (30 мг/кг) и собакам (20 мг/кг) было неравномерным. Через 15 мин после введения наибольшая концентрация определялась в почках, печени, легких, селезенке и кишке. Мало цистамина выявлено в крови, головном мозге, скелетных мышцах и миокарде. Содержание 8 в крови, селезенке, кишечнике и почках собак было значительно выше, чем у крыс. [c.45]

Радиозащитное действие парентерального введения мы проверяли в последующих опытах на кроликах и собаках. У кроликов при анализе защитного действия внутривенно вводимого цистамина было установлено [Кипа, 1972], что однократное его введение в вену продолжительностью 20— 30 с не усиливает радиорезистентности, тогда как внутривенное вливание в дозах по основанию 60,3 и 67,0 мг/кг, продолжающееся 4—6 мин и заканчивающееся за 7— 10 мин до начала тотального гамма-облучения в дозах 10—12 Гр (20,6—32,2 Гр/мин), каждый раз заметно повышает выживаемость кроликов. Значительным радиозащитным действием обладал и цистамин, внутримышечно введенный кроликам (рис. 35) в дозе 70 мг/кг за 15 мин до начала облучения. Уменьшение дозы, цистамина до 50 мг/кг (внутримышечно) приводило к исчезновению защитного [c.129]

Результаты опытов на мелких лабораторных животных показали, что гаммафос при меньшей токсичности обладает большим, чем цистамин, радиозащитным действием, оцениваемым по выживаемости летально облученных животных. [c.139]

Степень поражения тонкой кишки, точнее ее отрезка длиной 10 см, примыкающего к пилорической части желудка, оценивали по уменьшению ее массы на 3-и сутки после облучения в дозах 7—16 Гр. Оба радиопротектора создавали для тонкой кишки значительную защиту (рис. 44). Гаммафос существенно увеличивал массу отрезка кишки у мышей, облученных более низкими дозами— 8 и 10 Гр, а цистамин — у мышей, облученных более высокими дозами —10 и 14 Гр. Никакого протективного действия на кишку не оказали радиозащитные вещества при облучении мышей в самой большой из использованных доз—16 Гр. У мышей, облученных в дозе 14 Гр, гаммафос обнаружил намного меньшее защитное действие на исследуемый отрезок кишки, нежели цистамин. У контрольных мышей дозы выше 10 Гр уже не вызывали дальнейшего уменьшения массы исследуемого отрезка тонкой кишки. Масса тонкой кишки после облучения в дозах 10—16 Гр была значительно меньше, чем после облучения в дозе 8 Гр, [c.140]

Дозы 6, 8 и 10 Гр тотального гамма-облучения вызывали у мышей значительное снижение массы селезенки по сравнению с ее массой после облучения в дозе 4 Гр. Гаммафос предотвращал выраженное уменьшение массы селезенки у мышей, облученных в дозах 6 и 8 Гр, а цистамин— только у мышей, облученных в дозе 6 Гр. У мышей на 8-е сутки после облучения наблюдали обратно пропорциональную зависимость между количеством эндогенных колоний селезенки и дозами тотального гамма-облучения [c.141]

И 8 Гр (рис. 45). Во всех группах мышей, облученных в дозах 4—10 Гр и защиш енных гаммафосом, количество колоний было значительно выше, чем в соответствующих незащищенных группах. По сравнению с гаммафосом цистамин обеспечивал более слабую защиту стволовых клеток кроветворения в селезенке мышей, облученных в дозе 4 Гр. При сравнении с контрольными животными цистамин не обнаруживал выраженного защитного действия в отношении селезеночного кроветворения у мышей, облученных в наиболее высокой дозе- 10 Гр. [c.142]

За 15 мни до начала облучения животным внутримышечно вводили изотонический раствор хлорида натрия (сплошная линия), гаммафос—100 мг/кг (пунктир) или цистамин — 70 мг/кг (штриховая линия). Величины р получены при сравнении процента выживаемости с незащищенной группой по Генесу (1964). [c.146]

Удобным модифицирующим веществом Стрельников считает (1969) бензонал (1-бензол-5-этил-5-фенобарбитуро-вая кислота), который заметно уменьшает токсичность цистамина у мышей, крыс и кошек. Комбинация бензонал а с циетамином снижает далее токсичность цистамина по сравнению с применением одного бензонала [Жеребченко, [c.117]

Aebi и соавт. (1957) вводили з З-МЭА двум группам крыс первой — за 5 мин до облучения в дозе 5 Гр, второй — через час после облучения. Показано, что в течение 24 ч половина цистамина выводится в виде МЭА, таурина и сульфатов. До 10-х суток, когда крысы были забиты, в первой группе отмечено выведение с мочой 66% активности, в трупах оставалось 19,5% активности во второй группе соответствующие величины составили 72 и 13,4%. Еще в одной работе Lauber и соавт. (1958) определяли в моче с 1-х по 9-е сутки после внутрибрюшинного введения меченого цистеамина (75 мг/кг) 68—81% активности, в кале —4—6%. В теле забитых крыс на 11-е сутки после инъекции МЭА зарегистрировано 13—19% активности S. [c.47]

При сравнении метаболизма цистамина у мышей и крыс Титов и соавт. (1974) после внутрибрюшинного введения цистамина в дозе 150 мг/кг отметили, что содержание в крови тиолов и дисульфидов достигает максимума у мышей уже через 5 мин, у крыс несколько позже, через 15 мин. К 5-й минуте суммарное содержание цистамина и МЭА было у мышей в 2 раза выше, чем у крыс, а отношение цистамина к МЭА составляло у мышей 1 8, а у крыс только 1 2. Эти данные говорят о замедленном всасывании цистамина из брюшной полости крыс. К 5-й минуте содержание цистамина и МЭА в печени и головном мозге мышей быдо в 1,8—2,1 раза выше, чем у крыс. К 15-й минуте концентрация обоих препаратов у мышей и крыс становилась одинаковой, через 30 мин после введения она была выше у крыс. Видовые различия заметно проявлялись в суммарном увеличении количества небелковых дисульфидов в тканях. Не участвовавшего в метаболизме цистамина в тканях крыс выявлено значительно больше, чем у мышей, что свидетельствует о замедленном ферментативном расщеплении цистамина в организме крыс по сравнению с мышами. По-видимому, эти видовые различия и являются причиной большей чувствительности крыс к цистамину. [c.49]

Артериальное давление, частота сердечных сокращений и дыхания постепенно уменьшаются в течение первой половины 5-минутного внутривенного вливания цистамина дигидрохлорида (100 мг/кг) фиксированным ненаркоти-зированным кроликам (только необходимые операционные вмешательства проводились нами с использованием тиопенталового наркоза). Падение артериального давления прекращалось с окончанием вливания, значительное уменьшение частоты дыхания продолжалось до 3-й минуты, а пониженное давление сохранялось вплоть до 8-й минуты после окончания вливания цистамина. Минутный объем крови и систолический объем были намного выше (по сравнению с исходными величинами) как в конце вливания цистамина, так и через 10—30 мин после него. На общий объем крови и гематокрит у кроликов введение цистамина не повлияло (табл. 8). [c.68]

Отмечено влияние цистамина и па почки. Уже Robber.s (1937) указывал, что цистамин уменьшает диурез вследствие умеренного понижения кровяного давления. К такому же выводу приходит Ba q (1965) в опытах па собаках. Мы зарегистрировали у крыс ухудшение кровоснабжения почек через 10 и 20 мин после внутрибрюшинной инъекции цистамина [Kuna, 1974]. [c.75]

Подобно цистамину, АЭТ обладает выраженным анти-диуретическим действием [Русинов и соавт., 1960 Саксонов и соавт., 1968]. По данным S hweitzer и Benko (1982), однократная внутрибрюшинная или подкожная инъекция АЭТ (280 мг/кг) не вызывает в течение последующих 24 ч язвы двенадцатиперстной кишки, что отмечается после введения МЭА или цистамина. [c.84]

Испытанная внутримышечная комбинация цистамина (24 мг/кг), с мексамином (4 мг/кг), несмотря на положительное защитное действие у мышей и крыс, не обеспечивала защиты от летального действия тотального облучения у морских свинок [Dostal, неопубликованные данные]. Комбинация протекторов значительно (на 45—50%) снижала парциальное давление кислорода в селезенке мышей, а в селезенке крыс и подкожной клетчатке морских свинок —на 30%. Падение парциального давления кислорода происходило в течение первых 10 мин после инъекции [Кипа, Molitor, 1979]. У мышей и крыс оно сохранялось до 1 ч после введения, у морских свинок через 20 мин начиналось постепенное возвращение давления кислорода к нормальным ве тичинам. По данным Жеребченко (1971), уменьшение давления кислорода в радиочувствительных тканях животных ниже 50% исходного уровня резко повышает их радиорезистентность. Этот вывод находится в полном соответствии с результатами наблюдений за защитным действием примененной нами комбинации цистамина и мексамина. [c.99]

По неопубликованным данным Dostal, внутримышечное введение цистамина (24 мг/кг) и мексамина (4 мг/кг) не давало защиты от летального действия тотального облучения кроликов. Эта же комбинация не вызывала у кроликов выраженной реакции артериального [c.99]

По данным Maisin и соавт, (1968), АЭТ снижает уровень глутатиона в печени и почках мышей, что можно компенсировать введением экзогенного глутатиона и тем самым уменьшить токсическое действие АЭТ. Глутатион ослаблял токсические эффекты радиозащитной комбинации АЭТ и мексамина у мышей, не оказывая влияния ка их защитное действие [Misustova et al., 1975]. Количество восстановленного глутатиона в тканях крыс сокращается и после введения МЭА [Zins et al., 1959]. Исходя из этого, мы с целью уменьшения побочных эффектов цистамина проверили влияние экзогенного глутатиона на токсическое и радиозащитное действие цистамина у мышей. [c.103]

СИЛИ на счет токсического действия протектора, а йе летального облучения) глутатион не уменьшал [Kuna et al., 1978а]. По этой причине мы отказались от дальнейшего исследования модифицирующего действия глутатиона на побочные эффекты цистамина. [c.105]

В опытах на мышах мы установили [Kuna et al., 1978], что предварительное введение атропина (5 мг/кг) не препятствует выраженному защитному действию цистамина, оцениваемому по уровню репарации кроветворения на 8-е сутки после тотального гамма-облучения в дозе 8 Гр или по выживаемости животных к 30-м суткам после облучения. Введение атропина снижает (иногда существенно, но в большинстве случаев незначительно) степень защиты, обусловленной циетамином. Эти данные не подтвердили значения активизации парасимпатической системы в механизме токсического действия цистамина у необлученных и облученных мышей. Предварительное введение атропина в дозах 5 и 20 мг/кг не повлияло статистически значимо на величину токсических доз цистамина. [c.105]

Результаты анализа влияния атропина на радиозащитные, токсические и сердечно-сосудистые эффекты цистамина у взрослых мышей и крыс исключили вероятность того, что активизация парасимпатической системы играет в механизмах действия цистамина большую роль. По нашему мнению, на практике нельзя рассчитывать на использование атропина для модификации побочных эффектов цистамина. И все же эти исследования дают важную в практическом отношении информацию. В современной войне следует считаться с возможностью применения ядерного и химического оружия. Атропин в качестве компонента антидотов при отравлении оргаиофосфатами может использоваться незадолго до обязательного приема радиопротектора цистамина. Наши исследования показали, что неблагоприятного взаимодействия атропина с циетамином не может произойти. [c.107]

Рис. 24. Влияние глюконата кальция (200 мг/кг внутрибрюшинно) ца радиозаш,итное действие цистамина (50 мг/кг внутрибрюшинно) у крыс (слева) и 60 мг/кг внутрибрюшинно у самцов крыс (справа). оцениваемое по уровню ЛД50/30 тотального облучения. Группы животных перед облучением получали изотонический раствор хлорида натрия (1), цистамин (2), глю-конат кальция-Ьцистамин (3), глюко-нат кальция (4). Треугольник — выраженное отличие от 1-й группы крыс, кружок — от 4-й группы.

Возможным серьезным препятствием для практического использования внутримышечного способа введения цистамина могла бы быть выраженная местная реакция мышечной ткани на протектор. При гистопатологическом исследовании мы наблюдали у крыс в месте инъекции цистамина, растворенного в изотоническом растворе хлорида иатрия и введенного в дозе 60 мг/кг, дистрофические изменения мышечных волокон, крайне редко — некротические изменения [Resl, Kuna, 1984]. Регенерация и репарация развивались с 7-х суток после введения протектора вплоть до полной нормализации. По морфологическим данным, внутримышечное введение цистамина вполне возможно на практике. Некоторую болезненность в месте укола можно было бы смягчить фармакологическими средствами. [c.115]

Таблица 15. Острая токсичность цистамина у мышей по ЛД50/48

Таблица 17, Острая токсичность цистамина, растворенного в воде для инъекций, у крыс по ЛД50/484

Зависимость защитного действия цистамина от величины внутримышечно введенной дозы, повышающейся с 75 до 175 мг/кг, наглядно показана на рис. 32, В опыте на мышах мы также выявили, что продолжительность защитного действия цистамина (150 мг/кг) не отличается при внутрибрюшинной и внутримышечной инъекции протектора (рис, 33), По показателям кроветворения у тотально облученных мышей мы обнаружили [Kuna, 1981с] равноценности радиозащитного действия внутрибрюшинно и внутримышечно введенного цистамина (см. рис. 1). Отчетливое благоприятное влияние внутримышечно введенного цистамина (60 мг/кг) на репарацию радиационного поражения селезенки и тонкой кишки крыс, тотально облученных в дозе 10 Гр, мы подтвердили [Кипа, 198И] с помощью определения массы селезенки и клеточности отрезка тонкой кишки (рис. 34). [c.127]

Защитное действие внутримышечно введенного цистамина в дозе по основанию 50 мг/кг за 15—20 мин до тотального гамма-облучения в дозе 3 Гр (1,05—1,17 Гр/мин) мы обнаружили и у собак [Kuna et al., 1982],. Непосредственно перед инъекцией протектора внутримышечно вводили метоклопрамид ( eru al inj., ГДР) в дозе 0,5 мг/кг с целью предотвратить нежелательное раздражение желудочно-кишечного тракта и рвотного центра. После облучения собакам вводили антибиотики, витамины и стимуляторы кроветворения по схеме без индивидуальной оценки клинического состояния. Из 6 облученных собак, защищенных внутривенным введением цистамина в дозе 50 мг/кг, выжили после летального облучения 2, при внутримышечном введении такой же дозы — 3 из б собак. [c.130]

Более выраженное защитное действие гаммафоса при тотальном гамма-облучении по сравнению с циетамином мы попытались объяснить с помощью наблюдений за их радиозащитным действием при повреждении радиочувствительных систем у мышей. В этих опытах цистамин вводили в дозе 150 мг/кг, а гаммафос —в дозе 300 мг/кг (всегда внутримышечно) за 15—20 мин до начала тотального облучения [Кипа, 1983]. [c.140]

В отношении кроветворения в селезенке мышей мы для оценки радиационного поражения выбрали три показате ля масса сухого вещества селезенки, количество эндогенных колоний и инкорпорация радиожелеза. Группы мышей облучали в возрастающих дозах —от 4 до 10 Гр. На 8-е сутки после облучения сравниваемые группы мышей, которым перед облучением внутримышечно вводили изотонический раствор хлорида натрия, гаммафос или цистамин, забивали и по указанным показателям оценивали состояние репарации, пострадиационного поражения кроветворной функции селезенки. [c.141]

По оценке Jones (1981), для выживания от летального в иных условиях облучения мышам достаточно сохранить хотя бы 0,2% стволовых клеток кроветворения, свиньям и собакам — 7—10%. Для проверки радиозащитного действия гаммафоса и цистамина у неравномерно облученных мышей мы выбирали два крайни вида физического экранирования организма свинцом, а именно экранирование тела, за исключением головы, и одно лишь экранирование головы. Доза под экраном была практически равна нулю. Гаммафос в дозе 300 мг/кг и цистамин в дозе 150 мг/кг вводили мышам внутримышечно за 15—20 мин до начала гамма-облучения. В первом опыте экранирование только головы повысило контрольную величину ЛДбо/зо при тотальном облучении с 7,7 до 17,5 Гр, экранирование остальной части тела, кроме головы (облучение только головы), увеличило ЛДйо/зо до 20,4 Гр (табл. 22). Аналогичные величины ЛДбо/зо мы зарегистрировали в обоих вариантах физического экранирования в другом опыте. При облуче- [c.144]

Сравнение защитных и гемодинамических эффектов внутримышечно введенных гаммафоса (200 мг/кг) и цистамина (50 мг/кг) у крыс [Kuna et al., 1983а] подтвердило преимущество гаммафоса перед циетамином. Гаммафос обладал более выраженным и более продола итель-ным защитным действием, чем цистамин (см. рис. 8), с более умеренным угнетением минутного объема крови (см. рис. 9) и артериального давления (см. рис. 10). Лишь брадикардия была у крыс выражена сильнее после гаммафоса, чем после цистамина (см. рис. И). Мы установили также, что гаммафос значительно повышает радиорезистентность крыс в интервале с 10-й по 60-ю минуту между его введением и началом облучения. Уровень радиозащиты у крыс в этом интервале соответствует ФУД 1,4—1,5. Цистамин способен защищать крыс от летального действия излучений от 10 до 45 мин, как правило, с более низким ФУД, чем гаммафос. Только внутрибрюшинная [c.145]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология