Структура эстеразного активного центра

VI. СТРУКТУРА ЭСТЕРАЗНОГО АКТИВНОГО ЦЕНТРА [c.300]

Для понимания структуры активного центра необходимо знать последовательность аминокислот в полипептидной цепи, но этого еще недостаточно. Для группы ферментов, обладающих эстеразной активностью, установлено, что их активные центры состоят из аналогичных аминокислотных последовательностей, в состав которых входит остаток серина. Для изучения механизма ферментативного катализа они представляют большой интерес. Ряд данных свидетельствует о том, что в состав активного центра а-химотрипсина наряду с серином входит также гистидин. Однако данные исследований по расшифровке аминокислотной последовательности этого фермента показывают, что между реакционноспособным серином и ближайшим гистидином находится по меньшей мере 50 аминокислотных остатков. Таким образом, соверщенно ясно, что активность фермента обусловлена его конформацией. [c.396]

Для наглядного объяснения этой реакции может быть использована упрощенная схема ориентирования молекулы ацетил.колина на поверхности АХЭ. На внешней поверхности молекул фермента, сложная белковая структура которого детально еще не изучена, находится активный центр, содержащий отрицательно заряженный анионный участок и эстеразный участок. [c.161]

Существуют следующие доказательства, свидетельствующие о том, что эстеразный центр отделен от анионного. Во-первых, эфирная группа субстрата (ацетилхолина или диметиламиноэтил-ацетата) отделена двумя метиленовыми группами от катионной части молекулы. Во-вторых, эффективность неионизированных и неспособных к ионизации ингибиторов, лишенных катионной структуры и поэтому не реагирующих с анионным центром, в значительной мере зависит от pH. Так, ТЭПФ имеет отчетливый максимум угнетения при pH 8 (см. рис. И, стр. 102). Поскольку структура ингибитора не может изменяться с изменением pH, этот максимум отражает изменения в активном центре фермента. Уилсон и Бергманн [56] объясняют наличие максимума возможностью наложения двух кривых рК кислотной и основной групп, которые имеются на активной поверхности фермента. Если обозначить кислотную группу — А, а основную — ВН+ при pH около 7, то, по их предположению, ингибитор может реагировать только с комбинацией этих групп (А+ ВН+). Оптимум pH такой поверхности, т. е. значение pH, при котором концентрация (А -Ь ВН+) является максимальной, находится между двумя значениями р/С . При низ- [c.30]

Наконец мы подошли к вопросу о структуре эстеразного центра. Предположения о его строении основаны на анализе зависимости скорости гидролиза или угнетения от pH [12]. Для всех нейтральных субстратов характер зависимости от pH аналогичен. Ранее высказанные положения можно свести к следующему АН+ и В являются активными формами, а А и ВН+ — неактивными, т. е. АН+В — активный комплекс, а АН+ВН+ или АВ — неактивный [c.34]

Упорядоченная структура растворителя, как следует из анализа свойств поглощения Со(11)-замещенного фермента в видимой области, необходима для каталитической функции и может оказаться существенной для каталитической эффективности различных изоферментов карбоангидразы. Величины Д я гидратации СОг ферментом быка [279, 280] возрастают с ростом pH, что указывает на величину рКа 6,9 каталитической группы, существенной для активности. Калифах [249] показал, что, в то время как в случае КАС наблюдается увеличение /г т с ростом pH, причем кажущаяся величина р/С этой зависимости близка к 7,0, в случае изофермента В величина / ат с увеличение.м pH непрерывно возрастает и при высоких значениях pH активность не запределива-ется. Интересно отметить, что pH однотипных спектральных изменений в видимой области для Со(И)-замещенных ферментов составляет 6,4 для фермента быка [257], 7,2 для КАС [261] и 8,1 для КАВ [281]. Витни [282] отмечал параллельное увеличение (эстеразной) активности Со(И)-замещенных КАВ и повышение концентрации соединений, поглощающих при 618—640 нм, в то же время Линдског [270] на основе исследования ингибиторов приходит к выводу, что активной формой фермента при гидратации СОг являются соединения, имеющие характерный двойной пик поглощения в области 618—640 нм. На основании корреляции структуры растворителя, свойств спектрального поглощения и каталитической эффективности изоферментов карбоангидразы можно заключить, что каталитическая способность фермента зависит от присутствия упорядоченных молекул воды в области активного центра. [c.111]

Все названные ферменты представляют собой гидролитические ферменты, и настройка их на тот или иной субстрат зависит, по-видимому, от общего топохимического плана строения молекул. Интересные результаты были получены Шормом при инактивировании лизиновых остатков химотрипсина посредством обработки динитрофенолом. Если заместить четыре лизиновых остатка динитрофенильными группами, то протеазная активность фермента снижается на з, а эстеразная остается практически без изменения. Замещение двух остатков лизина вызывает даже повышение эстеразной активности. С другой стороны, имеются примеры, когда значительное изменени.е структуры фермента, по-видимому, не затрагивающее активного центра, не сказывается на величине активности. Из папаина можно отщепить цепочку из 120 аминокислот остающийся пептид содержит 60 звеньев и обладает активностью. Из трипсина удалось даже выделить такие фрагменты, которые обладали иной специфичностью. Таким образом, очень большое число прихотливо расположенных участков в белковой молекуле может так или иначе влиять на уровень активности и субстратную специфичность. Доказано, что фосфоглюкомутаза, переносящая фосфатную группу с одного глюкозного конца на другой, имеет активный центр той же природы, что и активный центр трипсина. Этот пример особенно отчетливо показывает, насколько широк каталитический спектр> молекул белков. [c.93]

Скорость реакции с ферментом и устойчивость продуктов фосфорилирования, определяющая обратимость токсического воздействия, в значительной степени зависят от структуры исходного фосфорорганического соединения. Наиболее сильные из известных до настоящего времени ингибиторов холинэстеразы — фосфорилгсоли-иовые и фосфорилтиохолиновые производные связываются как с эстеразным, так и с анионным участками активного центра, как это [c.162]

Карты электронной плотности активного центра Hg-KПA были рассчитаны с высоким разрешением. Центр иона металла смещен на 1,0 А главным образом вдоль осей л и г/ по сравнению с положением иона цинка. На рис. 15.7 атом ртути был бы выше и ближе к остатку Н15-69. Связь этого металла с белком тоже осуществляется через атомы N1 двух остатков гистидина, 69 и 196, которые расположены так же, как в комплексе с 2п. Возможность поворота имидазольного кольца в Н1з-196, в результате чего в связи с металлом мог бы вместо атома N1 участвовать атом N3, следует исключить. Причиной этого является обнаружение на картах молекулы воды, которая, как и в случае цинка, соединена с атомом N3 этой аминокислоты водородной связью. Электронная плотность, соответствующая карбоксильной группе остатка С1и-72, несколько понижена. Тем не менее и эта группа, по-видимому, взаимодействует с атомом ртути. В остальном карты электронной плотности для комплексов белка с 2п и Нд совпадают. Возможность использовать Н -КПА при расчете фаз подтверждает изоморфизм двух структур. В растворе ртутное производное карбоксипептидазы проявляет высокую эстеразную активность, но не катализирует гидролиз пептидов [41]. Однако в кристаллическом виде Hg-iKПA в отличие от 2п-КПА обладает и высокой пептидазной активностью, которая составляет примерно 1/1000 активности 2п-фермента в растворе [73]. [c.525]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология