АТФазы детергенты

На рис. 1—3 изображены результаты опытов по изучению влияния тритона Х-100, трис-дезоксихолата, додецилсульфата натрия и дигитонина на Mg " -, Na -, К -АТФазную активность во фракциях микросом, миелина и синаптосом, предварительно инкубированных с различными концентрациями этих детергентов в течение 30 мин. при 4—5° С. Все исследованные ПАВ в определенных концентрациях активируют Mg -, Na" -, К " -АТФазу во всех трех фракциях. [c.119]

Триптические фрагменты Са-АТФазы могут быть разделены с помощью простой колоночной хроматографии или путем препаративного электрофореза в присутствии детергента додецил- [c.62]

Тритон Х-100 активировал фермент в микросомах и миелине в концентрации 0.025% при содержании белка в пробе 0.5 мг/мл, в то время как для синаптосом активирующая концентрация детергента была несколько ниже — 0.01%. Максимально активирующая концентрация трис-дезоксихолата для синаптосом была 0.05%, что вдвое ниже концентрации, необходимой для активации фермента микросом и миелина, для которых она составляла 0.1%. Активирующая концентрация додецилсульфата натрия для двух фракций—микросом и синаптосом—была одинакова и составляла 0.01%, а для миелина несколько выше — 0.025%. Более высокие копцентрации додецилсульфата натрия обусловливают резкое сни5кение Ка -, К -АТФазной активности во всех трех фракциях. Дигитонин эффективнее других ПАВ активировал Ка" -, К -АТФазу в микро- [c.121]

Поверхностно-активные вещества — тритон Х-100, трис-дезоксихолат, додецилсульфат натрия и дигитонин — в определенных условиях (концентрация, время воздействия) обусловливали активирование Mg +-, Na+-, К+- АТФазы фракции микросом, миелина и синаптосом, выделенных из мозга кролика. Степень активирования ферментативной активности была значительно более выражена на микросомной фракции и миелине, чем на синаптосомах. Концентрация детергентов, необходимая для максимальной активации Mg +-, Na+-, К+-АТФазы в синаптосомах, была меньше концентрации, оСусловливаюшей активацию фермента в других мембранных структурах. Путем исследования критической концентрации мицеллообразования разных детергентов и сравнения этой величины с активирующими ферментативную систему концентрациями, сделано заключение, что активирующее действие детергентов проявляется при их молекулярно-дисперсном состоянии. Полученные данные свидетельствуют о наличии определенной специфики внутримембранной организации Na+-, [c.212]

Противоречивые данные получены также при исследовании избирательности связывания белков с различными фосфолипидами. Так, селективность взаимодействия фосфолипидов, несущих определенные полярные группы, была выявлена для родопсина, На+, К -АТФазы из 8диа1из a antus, цитохром-с-оксидазы, Са +-АТФазы. Вместе с тем многочисленные эксперименты по реактивации выделенных мембранных ферментов путем добавления экзогенных липидов и детергентов показали, что в большинстве случаев не существует специфических белок-липидных взаимодействий, обеспечивающих ферментативную активность разные типы липидов могут одинаково влиять на функционирование мембраносвязанных белков. Несмотря на то, что взаимодействие липидов с интегральными белками носит в основном гидрофобный характер, электростатические силы связывания заряженной гидрофильной части белковой молекулы и полярных групп окружающих липидов могут существенно влиять на характер липидного микроокружения белка. Кроме того, для активирующего действия липидов по отношению к некоторым мембранным ферментам важны такие факторы, как степень подвижности ацильных цепей и способность липидов образовывать мицеллы. По-видимому, сродство разных липидных молекул к белкам мембраны определяется не спецификой белков, а спецификой липидных молекул. [c.60]

Белок-белковые взаимодействия в мембранах характеризуются высокой специфичностью и проявляются в виде обратимой внутримембранной агрегации мембранных белков, которая сопровождается изменением функциональной активности всей системы. При температурах ниже температуры фазовых переходов липидов белки находятся в агрегированном состоянии, а при температурах выше фазовых переходов — в диспергированном состоянии. Считают, что это происходит вследствие выталкивания белковых молекул из упорядоченной гелевой фазы. Степень диспергированности белков в мембране контролируется фазовым состоянием липидов. Имеются данные, свидетельствующие о том, что при частичном удалении липидов из мембраны происходит усиленная агрегация белков, а при введении в мембрану небольших количеств детергента наблюдается диссоциация олигомерных молекул, например, Са -АТФазы. [c.61]

Для объяснения биологической роли этих ассоциатов высказывалось предположение, что мономеры соответствующих ферментов неактивны и активируются при образовании олигомерных комплексов, но вскоре были получены солюбилизированные в детергентах мономерные формы Ыа, К-АТФазы и Са-АТФазы, обладающие гидролитической активностью. Было показано также, что возрастание жидкостности бислоя, индуцируемое низкими концентрациями детергентов группы В (например, дигитонин, желчные кислоты), нарушает меж-белковые взаимодействия, но не изменяет тип кинетического поведения ферментов этого класса. Однако в этих условиях нарушается кооперативная реакция на субстрат для N3, К-АТФазы. Для Са-АТФазы известно, что мономерная форма не реагирует на факторы, вызывающие разобщение гидролитического и транспортного процесса. В связи с этим возникает вопрос, на который пока что нет ответа какое значение имеет олигомерная ассоциация ионных насосов для осуществления их транспортной функции [c.50]

К сожалению, многие маркерные ферменты (например, Ка, К-АТФаза, 5 -нуклеотидаза, сукцинатдегидрогеназа) при выделении или хранении могут терять активность. Кроме того, большинство встроенных в мембрану ферментов характеризуется асимметричной локализацией активного центра. По этой причине их активность в замкнутых фрагментах не удается определить из-за недоступности для субстрата. Это так называемая латентная активность фермента. Она может быть выявлена в присутствии низких концентраций детергента или ионофоров (типа ала-метицина), образующих крупные каналы в замкнутых мембранных везикулах. [c.67]

Для выяснения специфичности фосфолипидов в поддержании АТФазной активности был использован метод замещения эндогенных липидных компонентов саркоплазматического ретикулума в ходе центрифугирования обработанных детергентом везикул в градиенте плотности сахарозы (G, В. Warren et al,, 1974), Ответ был однозначным фосфолипидное окружение АТФазы не оказывает специфического воздействия на АТФ-гидролитическую функцию. Для сохранения активности фермента требуется лишь, чтобы с ним было ассоциировано не менее 30 молекул фосфолипидов. Более того, почти все эти фосфолипидные молекулы без ущерба для функции могут быть замещены неионным детергентом (W. Dean, С, Tanford, 1977). [c.55]

Основной интегральный белок в / -трубочках скелетных мышц Мд-АТФаза — полипептид с молекулярной массой 103— 107 кД. Из-за высокой каталитической активности этого фермента (свыше 15 мкмоль Р /мг белка в 1 мин в мембранных препаратах, обогащенных / -трубочками) и близости молекулярных масс Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума и Мд-АТФазы долгое время предполагали, что Mg-ATФaзa, присутствующая как примесь в препарате саркоплазматического ретикулума, представляет собой модифицированную Са-АТФазу. Этот фермент называли базальной АТФазой ретикулярных мембран (на фоне базальной АТФазы в препарате микросом дополнительно проявлялась активность Са-стимулированной экстра-АТФазы). Предполагали, что базальная и экстра-АТФа-зы способны к взаимному превращению. В пользу этого свидетельствовал тот факт, что при воздействии детергентов активность Mg-АТФазы исчезает, а активность Са-АТФазы увеличивается. [c.58]

Обработка пузырьков ретикулума неионным детергентом додецилоктаэтиленгликолем (С12Е8) приводит к образованию мономерных форм Са-АТФазы. При этом гидролитическая активность фермента, а также основные его функциональные параметры сохраняются. Более того, после реконструкции [c.63]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология