Эксплантаты рост в культуре

Основополагающие эксперименты, проведенные в 1907 году, включали использование небольших фрагментов ткани или эксплантатов. В наше время культуры обычно готовят из клеточной суспензии, полученной путем диссоциации ткани. Большинство клеток, образующих ткани многоклеточных организмов, в отличие от бактериальных клеток не способны расти в суспензии. Для роста и деления им необходима твердая поверхность. Вначале, когда метод культивирования только появился, в качестве механической опоры использовали сгусток плазмы, но в настоящее время его обычно заменяют поверхностью пластиковой культуральной чашки фис. 4-39). Клетки очень различаются по своим потребностям некоторые из них способны расти или дифференцироваться только в том случае, если культуральная чашка покрыта компонентами внеклеточного матрикса, например коллагеном. [c.203]

Обычно цель состоит в инокуляции участка поранения, который физически отделен от питательной среды так, что бактерии не контаминируют культуру, либо в инокуляции эксплантатов на твердой или в жидкой среде небольшим количеством агробактерий с последующим переносом инокулированных эксплантатов на среды, содержащие бактериостатические антибиотики (рис. 2.6). Первый подход позволяет проводить трансформацию без включения в питательную среду антибиотиков, которые могут повлиять на рост эксплантата, а также сводит к минимуму образование каллуса вокруг раны. Кроме того, он [c.107]

В 3-дневных культурах фрагментов печени 16—20-дневных эмбрионов наблюдаются дегенерация ткани в центре эксплантата и сохранение эпителиальных пластов, миелоидных, эритроидных клеток и мегакариоцитов в периферических участках. Вокруг кусочка на фильтре происходит рост эпителиальных мембран с выселившимися кроветворными элементами. На нижней поверхности фильтра наблюдается рост гистиоцитов. [c.39]

В 14—16-дневных культурах количество кроветворных элементов несколько уменьшалось, миелоидные клетки, находящиеся на различных стадиях дифференцировки, располагались очагами различной величины вокруг эксплантата ц на периферии поверхностного слоя зоны роста. Вплоть до 18-го дня после подсадки костного мозга в культурах находились жизнеспособные миелоидные клетки, [c.52]

Семена до набухания стерилизуют для снятия эпифитной и субэпидермальной микрофлоры одним из стерилизующих агентов, трижды промывают стерильной водой и оставляют для набухания в стерильной чашке Петри. Затем семена стерилизуют второй раз, отмывают 3 раза стерильной водой и с помощью стерильных инструментов вычленяют зародыш или его структуры, которые помещают на питательные среды для роста зародыша или индукции каллусов, кроме того, стерильные семена можно использовать для получения каллуса из семян, помешенных на агаризованную среду, содержащую фитогормоны, а также для получения проростков из семян на агаризованной среде без фитогормонов, с последующим использованием стерильных корней, побегов, листьев в качестве эксплантатов для получения каллусных культур. При помещении кусочков или дисков стебля на питательную среду требуется соблюдать условия физиологической полярности, т. е. помещать их апикальным концом в среду. У фрагментов пластинок листа надсекают в нескольких местах жилки и помешают их нижней стороной пластинки на среду. [c.238]

ИХ стерильное культивирование после удаления агробактерий с помощью обработки антибиотиками остаются простейшим методом введения генов во многие двудольные растения. Это обусловлено тем, что на поверхности зараженного растения образуются опухоли (в случае заражения А. rhizogens — на корнях) и злокачественные клетки легко распознать (рис. 2.1) и перевести эксплантаты в культуру in vitro. Опухоли корончатых галлов большей частью образованы трансформированными клетками, которые способны расти на питательной среде, не содержащей фитогормонов, и, следовательно, обогнать в росте любые нетрансформированные клетки, присутствующие в исходной опухоли. Однако онкогенные клетки корончатых галлов [c.88]

Рисунок 2.4 1иллюстрирует три основных типа роста эксплантатов в культуре. [c.92]

В пределах конкретных видов для многих приложений генетической инженерии растений важно идентифицировать культивируемые растительные клетки, которые как компетентны для трансформации, так и способны регенерировать в целые растения. Эксплантаты могут варьировать по сложности от изолированных протопластов до целых проростков или фрагментов зрелых органов (рис. 2.6). Исходя из предположения, что поверхность по крайней мере некоторых клеток эксплантатов двудольных растений доступна для контакта с агробактериями и эти клетки способны делиться in vitro, при разработке системы трансформации нового растения прежде всего надо рассмотреть возможность воспроизводимой регенерации данных растений. Многое зависит от эмпирического опыта подбора подходящей среды для регенерации побегов. Однако нельзя не учитывать основную анатомию, физиологию и характер развития выбранного растения при идентификации подходящих эксплантатов для культуры ткани, которые на какой-то стадии перейдут к регенерации побегов. Без этих фундаментальных знаний поведение эксплантатов будет непредсказуемым и, следовательно, обострит любые проблемы, связанные с идентификацией, возможно, редких трансформированных тканей. Например, общие внешние условия роста донорного растения, размер эксплантата и онтогенез выбранного в качестве источника органа часто определяют последующее поведение в культуре ткани. [c.103]

А. Переход к дедифференциации недетерминированных клеток эксплантата и рост в виде каллуса. Сюда можно отнести образование клеточных колоний и каллуса из протопласто или изолированных растительных клеток. Такие недифференцированные ткани могут стабилизироваться в жидкизе суспензионных культурах и расти неопределенно долго. Иэ недифференцированных тканей многих видов можно регене- [c.92]

Подходящими эксплантатами считаются целые стерильные проростки, эксплантаты проростков (например, гипокотили, семядоли, листья и корни), эксплантаты выращенной в теплице рассады, более зрелые или размножаемые in vitro растения (например, корень, стебель, лист, черешок, фрагменты цветковых и запасающих органов). Состав используемых сред в какой-то мере зависит от вида растения и типа эксплантата. Например, для роста проростков или эксплантатов побегов может подойти среда, используемая для поддержания культуры побегов того же вида растения. С другой стороны, фрагменты запасающих тканей (клубней, главных корней) часто сохраняют жизнеспособность в течение нескольких недель при культивировании на агаризованной среде, содержащей только неорганические соли. У большинства видов растений корончатые галлы или косматые корни развиваются на больших эксплантатах, культивируемых на простых средах, не содержащих фитогормонов. Главное требование к ростовой среде, используемой при трансформации и развитии опухоли, заключается в том, чтобы она обеспечивала жизнеспособность эксплантата при ограниченном образовании каллуса. При использовании небольших эксплантатов в состав среды можно включить и микродобавки ростовых веществ, чтобы сохранить эксплантат и обеспечить ограниченное деление окружающих рану клеток во время инкубации с агробактериями. Проблему выживаемости эксплантата можно решить, [c.108]

На первом этапе получения первичной культуры происходит стерильное удаление фрагмента ткани животного и его механическая или ферментативная дезагрегация. Ткань может быть просто измельчена до кусочков объемом около 1 мм , которые прикрепляются к поверхности чашки благодаря собственной адгезивности, или наличию насечек на чашке или с помощью сгустка плазмы [1]. В этих случаях будет происходить рост клеток из фрагментов и клетки, мигрирующие из эксплантатов, могут использоваться для пассирования. Фрагменты ткани (эксплантаты) могут переноситься на новые чашки мигрирующие клетки могут удаляться трипсинизацией, а остающийся эксплантат будет образовывать новые выросты. Трипсинизированные клетки пересеваются в новые сосуды и становятся вторичной культурой. По формальным признакам такая культура носит название линии клеток. [c.22]

Первые такие культуры были поставлены в 1910 г. arrel и Burrows это были эксплантаты костного мозга котенка в плазме кошки. Через 24 часа кусочки окружались выселившимися эритроцитами и лейкоцитами в последующем эти клетки дегенерировали. Затем в зоне роста появлялись веретеновидные клетки. [c.18]

Длительное (более 2 недель) поддержание кроветзоре ния имеет место в органных культурах костного мозга и ребер взрослых людей (Е. А. Лурия и др., 1972). В этол случае интенсивный рост in vitro остеогенной стромы обес печивается большим количеством стромальных клеток предшественников, попадающих в эксплантат при исполь зовании костного мозга из губчатых костей. [c.55]

По данным Reisner (1966), введение в культуральную среду стероидных гормонов супдественно влияет на гемопоэз in vitro. Так, эстран способствует усилению грануло-поэза в эксплантатах костного мозга человека. Гранулоциты располагаются группами вокруг одной или нескольких ретикулярных клеток. Они включают меченный по тритию тимидин, в то время как ретикулярная клетка в центре остается немеченой. Рост фибробластов менее интенсивен в обработанных культурах, чем в контрольных. [c.61]

Культуры тимуса земноводных, рептилий, птиц и млекопитающих ведут себя в плазменных культурах в целом одинаково (Н. Часовииков, 1927 Н. В. Попов, 1927 Ш. I алу-стян, 1940 Murray, 1947). В них прежде всего происходят пролиферация эпителия и выселение полибластов и фагоцитов. Миграция лимфоцитов из тимуса протекает постепенно. Многие из выселившихс г лимфоцитов гибнут, другие, возможно, превращаются в полибласты, а некоторые образуют компактные группы. После выселения лимфоцитов эпителиальные компоненты кусочка выступают более отчетливо. Эксплантат окружают широкие эпителиальные мембраны, пласты и тяжи эпителия, а также зона соединительнотканного роста. В дальнейшем число лимфоцитов в культурах быстро уменьшается, а затем оии и совсем исчезают. [c.80]

Каллусной тканью или штаммом культуры изолированных клеток высшего растения называется ткань, возникшая путем неорганизованной пролиферации из эксплантатов органов растений после первого субкультивирования [9]. Как правило, исходный эксплантат гетерогенен по морфологическому, физиологическому и цитогенетическому состоянию, и неизвестно, какне именно клетки, дедифференцн-руясь, дают начало культуре, т. е. возникновение штамма с индивидуальными признаками носит вероятностный характер. В дальнейшем, после возникновения штамма, происходит его становление, приводящее к формированию популяции клеток, приспособленных к росту в условиях in vitro. Продолжительность этого периода у разных культур неодинакова и приблизительно составляет 100—200 сут, в течение которых происходит 8—10 циклов роста. Затем, наступает период относительной стабилизации штамма на определенном физи-олого-биохимическом и цитологическом уровнях. Однако и в этот период сформированного штамма у большинства изученных-объектов наблюдается изменчивость культивируемых клеток, характеризующаяся в цитогенетическом отношении увеличением числа хромосом и хромосомных аберраций. Этим объясняют и уменьшение с возрастом культуры ее морфогенетической способности. [c.239]

Последовательные стадии костеобразования в культуре. При эксплантации в органные культуры фрагментов костно го мозга, выделенных из медуллярной полости бедренной кости мыши, за 20—25 сут культивирования может происходит полная дифференцировка стромальной ткани — образование кости. Новообразованная кость рас -лагается в виде плоской пластины, которая занимает центральные участки эксплантата и часть примыкающей к ним зоны роста. Морфологическое изучение культур последовательных сроков позволяет судить о динамике костеобразования in vitro. В культурах костного мозга мыши очаги остеогенеза появляются на 16—20-е сутки в центре эксплантата и участках с наибольшей клеточной плотностью. Здесь обнаруживаются тонкие костные балки, ориентированные вдоль мил-липорового фильтра. Лежащие на их поверхности остеобласты пр -являют высокую активность щелочной фосфатазы и имеют морфологию, характерную для остеобластов in situ. По мере культивирования происходит разрастание костной ткани (утолщение кости) и к 26—30-м суткам слияние костных балок в единую пластину с замурованными остеоцитами. В присутствии глицерофосфата происходит минерализация основного вещества новообразованной костной ткани. [c.280]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология