Методика определения углеводов в илах

Другой необходимый этап работы, направленный на выявление какого-либо пути метаболизма, заключается в определении тех ферментов, которые отличают один путь от другого, т. е. являются ключевыми ферментами того или иного пути метаболизма. Разработаны методики определения ключевых ферментов, участвующих во многих классических путях диссимиляции углеводов, [c.436]

В книгу внесены следующие крупные изменения 1) сильно расширен отдел определения витаминов, 2) добавлено определение некоторых гормонов, 3) добавлено определение ряда ферментов, 4) совершенно переработана глава об определении белков сыворотки, 5) сильно расширена глава об определении пигментов и желчных кислот, 6) добавлено определение связанных углеводов крови, 7) добавлено описание хроматографии на бумаге и электрофореза на бумаге, 8) дано описание работы с некоторыми приборами (КОЛ-1, ФЭК, СФ-4, ЭФЗ и т. п.). Многие методики заменены другими — менее трудоемкими или более безопасными. Ввиду невозможности увеличения объема книги это сделано за счет более трудоемких методик, постепенно выходящих из употребления. [c.3]

Ион перйодата поглощает при 222,5 ммк [10]. Этот метод можно применять в тех случаях, если окисляемые компоненты или их продукты реакции взаимодействуют с одним из реагентов, применяемых в приведенных выше методиках, или при окислении очень малых количеств. Определение удобно вести с количествами углеводов, рассчитанными но формуле [c.66]

Методика. 1 мл стандартного раствора или раствора гликонротеина, содержащий 50—500 мкг углеводов, помещают в пробирку с сужением (на уровне 2/3 ее высоты) и прибавляют 8,5 мл охлажденного (4°) реагента орцин — серная кислота. После перемешивания растворов в пробирки вводят стеклянные трубки меньшего диаметра, содержащие немного холодной воды они остаются в сужениях и выполняют роль холодильников. Все пробирки (в том числе и контрольную с водой) нагревают 15 мин при 80°. После охлаждения измеряют оптическую плотность при 505 ммк и вычисляют содержание сахаров в гликопротеине но калибровочной кривой, полученной с помощью стандартных растворов сахаров. Известно, что 200 мкг маннозы при измерении в кювете толщиной 1 см дают при 505 ммк величину около 0,51 тем не менее анализ известных количеств сахаров следует проводить при каждом определении. [c.228]

Методика количественного учета водорослей. Количественному учету могут подвергаться пробы фитопланктона, фитобентоса и перифитона. Данные о численности водорослей являются исходными для определения их биомассы и пересчета других количественных показателей (содержание пигментов, белков, жиров, углеводов, витаминов, нуклеиновых кислот, зольных элементов, интенсивность дыхания, фотосинтез и т. д.) на клетку или единицу биомассы. Численность водорослей [c.24]

По определению содержания гидроксильных групп могут быть определены молекулярные веса полиэфиров, полимерных окисей, полимерных углеводов и других классов соединений, содержащих на концах макромолекулы гидроксильные группы или группы, легко переводимые в гидроксил. Гидроксильная группа определяется ацетилированием и омылением ацетильных производных, метилированием и определением метоксилов по реакции взаимодействия с фенилизоцианатами и их производными, ацилированием гало-идоангидридами с меченым галоидом и последующим определением галоида по интенсивности полос поглощения гидроксила в инфракрасной области спектра и другими аналитическими методами. При определении гидроксильных групп необходимо тщательно следить за абсолютным исключением примеси воды в полимерах, растворителях и реагентах и тщательно защищать систему от попадания влаги из воздуха. Единой методики определения содержания гидроксильных групп и единой формулы для вычисления молекулярного веса, как и в случае вычисления молекулярного веса по содержанию карбоксильных, не имеется. В каждом отдельном случае необходимо учитывать строение макромолекул полимера, а также наличие других активных групп со сходной реакционной способностью (например, аминогруппы). [c.172]

Общая методика периодатного окисления углеводов [1] приводилась на страницах предыдущего тома этой серии сборников. Окисление полисахаридов проводят при температуре 20°С разбавленным забуференным или незабуференным раствором метапериодата натрия, измеряя через определенные интервалы времени количество выделившейся муравьиной кислоты и расход перйодата натрия. Методика определения расхода перйодата была описана ранее (см. также гл. 12). Следует отметить, что разбавленным раствором перйодата муравьиная кислота окисляется медленно, концентрированный или щелочной раствор окисляет ее значительно быстрее. [c.78]

Эти различия объясняются не только сортовыми, видовыми или технологическими различиями, а главным образом условием проведения гидролиза пищевого продукта. При стандартном кислотном гидролизе (6н. НС1, ПО—120°С, 22—24 ч) происходит частичное разрушение некоторых аминокислот, в том числе треонина, серина (на 5—10%) и особенно метионина (30—60%) и цистина 56—60% (см., например, работу [14]), а также практически полное разрушение триптофана [16]. Этот процесс усиливается в присутствии больших ( лее 50% на сухую массу) количеств углеводов в продукте. Несколько уменьшить это разложение можно за счет более сильного разбавления образца серной кислотой (например, вместо 100 мг белка берут 2—5 мг), но границы этого разбавления определяются чувствительностью прибора и в большинстве случаев они не могут быть очень большими. Для количественного определения метионина и цистина рекомендуется проводить предварительное окисление их надмуравьиной кислотой [14, 24]. При этом цистин превращается в цистеиновую кислоту (цветовой выход 1,75), а метионин — в метионин-сульфон (цветовой индекс — 0,8), которые весьма устойчивы при последующем кислотном гидролизе. Окисление проводится по методике, описанной в работах [12, 14], при температуре 4° С в темноте в течение 1 — 10 ч из расчета 1 мл надмуравьиной кислоты на 2—5 мг белка. Немедленное и тщательное удаление надмуравьиной кислоты после окончания гидролиза (например, в роторе или вакуум-эксикаторе над NaOH) предотвращает потери. [c.282]