Белки значение в качестве буферов

Минеральные соли играют очень важную роль в образовании буферной системы тканей и биологических жидкостей, поддерживая их pH на постоянном уровне. Установлено, что наибольшее значение в организме в качестве буферов имеют белки, а из минеральных соединений— бикарбонаты и фосфаты натрия и калия. [c.393]

В качестве примера высокоэффективного метода фракционирования при помощи органического растворителя можно привести метод фракционирования белков плазмы крови человека. Разделение основано на применении последовательно различных концентраций этанола, различных буферов, обеспечивающих на каждом отдельном этапе необходимую (различную) ионную силу и ионный состав. В составе буферов использовались ацетат натрия, глицин, цитрат натрия, ацетаты цинка, бария, уксусная, лимонная кислоты, компоненты фосфатного буфера. Осаждение вели при температурах —5°, —6—7°С, в различных зонах pH, примерно от 5,5 до 6,7. Точное выполнение условий pH, ионной силы и температуры имеет в этом сложном методе решающее значение. [c.146]

Вообще говоря, перенос белков, обработанных ДСН, можно проводить в том же буфере, в котором проводят собственно электрофоретическое фракционирование. Это подтверждают наши результаты, приведенные в предыдущем разделе. В качестве буфера для переноса мы использовали наш рабочий буфер для электрофореза (0,424 М трис-НС1, pH 9,18) с добавлением 20% метанола. Полученные при этом результаты по качеству не уступают результатам переноса в трис-глициновом буфере. Единственным неудобством использования электрофорезного буфера для переноса является его более высокая проводимость. Ток при переносе в этом буфере значительно выше, вследствие чего требуется гораздо более интенсивное охлаждение. Снизить значение тока (до 1,2 А при 100 В) без потерь при переносе удается, вдвое уменьшив молярность буфера, т. е. работая с 0,212 М трис-НС1, pH 9,18, содержащим 20-% метанола. Включение метанола в буфер для переноса предотвращает разбухание геля. Кроме того, метанол может помогать извлечению ДСН из комплекса с белками и тем самым способствовать их ренатурации. В то же время в присутствии метанола некоторые белки преципитируют в геле, что осложняет их количественное извлечение из геля, особенно в случае крупных белков. [c.357]

Рассмотренные выше обстоятельства приходится учитывать в процессе разделения белков и пептидов [106, 107]. При КЗЭ белков с немодифицированным капилляром рекомендуется после каждого проведенного разделения при вводе пробы из биологических матриц тщательно промывать капилляр раствором едкого натра. При этом молекулы, адсорбированные на стенках капилляра, удаляются. Если значения pH вьппе изоэлектрической точки (р/), то белки находятся в анионной форме, т.е. имеют тот же заряд, что и стенки кварцевого капилляра. Предпочтительный pH буфера составляет 9-11. При pH < 2 адсорбция белков уменьшается вследствие протонирования силанольных групп. Возникают проблемы иного рода очень малый ЭОП и возможная денатурация белков. Для предотвращения сорбции белков стенками капилляра к буферу добавляют соли щелочных металлов, низших полиаминов, цвиттер-ионов, обладающих большой буферной емкостью. Перспективно использование неионных ПАВ в качестве динамических покрытий. [c.350]

По нашему мнению, продолжительность жизни молекулы воды в гидратационном слое по порядку величины составляет 10 с, т. е. примерно в 100 раз больше, чем время, требуемое для молекулы воды, чтобы разорвать и снова образовать несколько водородных связей, которые ограничивают ее движение в чистом растворителе. Тем не менее это время достаточно мало, чтобы его можно было рассматривать как характеристическое время для движения молекул жидкости. Разъяснение данной точки зрения и другие аспекты динамики взаимодействий вода — белок и белок — вода — белок в растворах белков и являются предметом настоящей статьи. Ниже представлены данные и выводы, следующие из результатов использования очень эффективного экспериментального метода, который, не будучи уже новым, применяется только в нашей и еще очень немногих лабораториях. Авторы измерили зависимость скорости магнитной спин-решеточной релаксации ядер растворителя (воды) в растворах белка от величины магнитного поля. Этому методу дали сокращенное название ЯМР-д (дисперсия ядерной магнитной релаксации). Опыты по ЯМР-д показали, что на быстрое вращательное броуновское движение молекул растворителя (воды) накладывается в результате функционирования механизма взаимодействия (еще не вполне понятого) очень небольшая по величине компонента, которая имитирует намного более медленное вращательное движение молекул белка [6, 7]. Кроме того, в экспериментах по ЯМР-д измеряются усредненные свойства всех молекул растворителя, так что время жизни молекул воды в гидратационном слое выступает в качестве естественного параметра во многих моделях, которые объясняют эти данные. Можно добавить, что данные по ЯМР-д прямо указывают на довольно быстрое ориентационное броуновское движение. Поэтому появляется возможность изучения микроскопической вязкости растворителя вблизи белковой молекулы в широком диапазоне значений pH, в присутствии различных буферов и т. д., что не всегда удается сделать с помощью других методов. [c.162]

При электрофоретическом разделении ферментов можно применять множество различных систем буферных растворов и гелей. Однако в некоторых случаях следует позаботиться о том, чтобы предотвратить денатурацию белков в процессе электрофореза. Так, например, нельзя использовать буферы с чрезмерно высокими или низкими значениями pH, а при исследовании термолабильных ферментов необходимо тщательно охлаждать систему. В качестве носителей при разделении ферментов обычно применяют ацетат целлюлозы или гели. Бумага для этих целей непригодна, так как она сильно адсорбирует ферменты. [c.279]

Понятие чистоты, естественно, относительно, и единственная зона может быть результатом того, что примеси присутствуют в слишком малых количествах, чтобы их можно было определить. Поэтому для проверки чистоты используют большие количества белка. Поскольку предел определения вещества при окрашивании составляет около 1 мкг, для гарантированной 99%-ной чистоты следует наносить 100 мкг белка, причем это количество будет достаточным только в том случае, когда вещество в качестве примеси содержит только один белок Даже при очень высоких концентрациях (0,5—1,0 мг) наличие одной зоны еще не является критерием чистоты, поскольку примеси могут не отделяться в выбранном буфере или при данном pH. Следовательно, для того чтобы иметь хотя бы некоторую уверенность в гомогенности препарата, обычно необходимо использовать несколько буферов и ряд значений pH. [c.236]

Раствор аурамина О готовят на том же буфере, используя коэффициент молярной экстинкции, равный 4,41-10 М см при 430 нм. Титрование ЛДГ аурамином О проводят непосредственно во флуори-метрической кювете, добавляя к раствору белка конечной концентрации 4,4-10 5 М раствор аурамина О так, чтобы его конечные концентрации менялись от М до 2,5-10 М. В качестве контроля снимают флуоресценцию тех же концентраций аурамина О в отсутствие белка Значения интенсивности флуоресценции исправляют на флуоресценцию свободного зонда и на разведение белка при добавлении аурамина О (следует использовать минимальные объемы раствора красителя). Учитывают влияние эффекта внутреннего фильтра по формуле [c.341]

При изменении pH буфера [38]. Расчеты, сделанные на основе этих кривых и уравнений, приведенных в разд. 4Л, позволяют количественно оценить величины констант диссоциации (допуская, что условия приближаются к равновесным) между белком и адсорбентом. В этих работах в качестве адсорбента была использована КМ-целлюлоза. Оказалось возможным не только рассчитать величины а и Кр, но исходя из скорости изменения этих величин в зависимости от pH получить величину энергии взаимодействия в расчете на единичный заряд белка. (Практически это 1 корость повышения энергии взаимодействия в расчете на каждый дополнительный положительный заряд, так как асимметрия в распределении зарядов и отсутствие данных о точных значениях изоэлектрических точек создает трудности при установлении точного числа зарядов белковой молекулы, участвующих во взаимодействии с адсорбентом.) Вывод уравнений, связывающих эти парамет1ры, представлен ниже, а также на рис. 4.7. [c.104]

Из изложенного ясно, что pH буфера в этом варианте электрофореза не играет существенной роли, так как заряд белка определяется его комплекс ированием с ДДС-Na. Обьино работают с нейтральными буферами. По традиции, идущей еще от пионерской работы Вебера и Осборн [Weber, Osborn, 1969], часто используют 0,1 М Na-фосфатный буфер, pH 7,1. Его концентрация обусловлена только желанием обеспечить 10-кратное различие в электропроводностях буферов геля и препарата. В качестве последнего берут 0,01 MNa-фосфат, pH. 7,1. Как уже указьшалось, такое различие обеспечивает концентрирование исходной полосы при переходе белков из буфера препарата в гель. Однако ввиду большой электропроводности Na-фосфатного буфера напряженность поля приходится ограничивать значением 5В/см, что замедляет процесс разделения, поэтому вместе Na-фосфат-ного имеет смысл использовать другой, менее проводящий буфер, например имидазолфосфатный, pH 7. Молярность рабочего буфера можно снизить до 0,05 М, сохранив для буфера препарата концентрацию 0,01 М. Это позволит значительно увеличить напряженность поля и сократить продолжительность электрофореза. [c.61]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология