Спектр действия хлоропластов

Спектры действия образования АТФ, сопряженного с циклическим и нециклическим транспортом электронов, различны. Используя свет с длиной волны 700 нм и больше, можно обеспечить образование АТФ в хлоропластах только за счет циклического фотофосфорилирования. [c.199]

Направляя на зеленый лист монохроматический свет различной длины волны, полученный с помощью светофильтра, призмы или дифракционной решетки, и измеряя скорость фотосинтеза, соответствующую каждой длине волны, можно убедиться в том, что свет в синей ( 420 нм) и красной ( 670 нм) областях спектра обеспечивает наибольшую эффективность фотосинтеза, а свет в зеленой 500—600 нм) области—г наименьшую (рис. 4.7). Такой спектр действия (зависимость относительной эффективности процесса от длины волны) можно объяснить, исходя из спектра поглощения хлорофилла, главного пигмента хлоропластов. Экстрагированный из листьев хлорофилл интен- [c.114]

Само это сходство между спектром поглощения хлорофилла и спектром действия фотосинтеза является одним из лучших доказательств того, что роль главного рецепторного пигмента в фотосинтезе играет именно хлорофилл. Отдельные особенности спектра действия фотосинтеза указывают, что в поглощении света при этом процессе участвуют также и желтые пигменты — каротиноиды, которые наряду с хлорофиллом в большом количестве содержатся в хлоропластах. В отсутствие хлорофилла каротиноиды неспособны осуществлять фотосинтез, поэтому принято считать, что активированные светом каротиноиды передают поглощенную ими энергию хлорофиллу, который в конечном счете и выполняет собственно фото-синтетическую работу. [c.115]

Детальное изучение спектров поглощения и спектров действия у растений привело в конечном итоге к представлению о двух взаимосвязанных фотосистемах, действующих в хлоропластах. Спектр поглощения свидетельствует о количестве световой энергии, поглощенной фотосинтетическими пигментами при разных длинах волн. Спектр действия-это скорость фотосинтеза (выраженная, например, в количестве выделяемого Оз или фиксируемого СО2), зависящая от улавливания фотонов. [c.88]

Хлоропласты—фрагменты растений, которые сохраняют все фотосинтетические функции растений, в том числе и выделение 0 при освещении видимым светом. Исследование процесса выделения О2 в хлоропластах с помощью нитроксильных зондов затрудняется тем, что при освещении зонды восстанавливаются и переходят в диамагнитные производные. Уменьшение сигнала ЭПР во времени делает невозможным регистрацию кривых насыщения. Для регистрации спинового обмена нами был предложен под ход [8], основанный на измерении изменения амплитуды спектров ЭПР зондов под действием света при двух значениях СВЧ поля (рис. 7). Особенность этих зависимостей для зонда (5) заключается в увеличении амплитуды сигнала ЭПР в начальный момент при [c.220]

Историческая справка. Ок. 1770 Дж. Пристли обнаружил, что растения вьщеляют О . В 1779 Я. Ингенхауз установил, что для этого необходим свет и что О2 вьщеляют только зеленые части растений. Ж. Сенебье в 1782 показал, что для питания растений требуется СО2 в нач. 19 в. Н. Соссюр, исходя из закона сохранения массы, подтвердил, что большая часть массы растений создается из СО и воды. В 1817 П. Пельтье и Ж. Каванту вьщелили зеленый пигмент хлорофилл. Позже К.А. Тимирязев показал близость спектра действия Ф. и спектра поглощения хлорофилла. Ю. Сакс в сер. 19 в., повидимому, первым осознал, что этот продукт накапливается в хлоропластах, а Т.В. Энгельман доказал, что именно там же вьщеляется и О2. [c.179]

Многочисленные примеры фототаксиса были обнаружены у водорослей, динофлагеллят, грибов и бактерий описано также зависимое от света движение хлоропластов в клетках водорослей. Предполагают, что у разных организмов в фотореакциях принимают участие сразу несколько пигментов или групп пигментов, действие которых обусловлено их спектрами действия. В число таких пигментов входят хлорофилл, бактериохлорофилл, каротиноиды, билипротеины, фитохром и рибофлавин. К сожалению, более подробная их идентификация пока не проводилась. [c.374]

Если Р — число молекул Ог, продуцируемых в 1 с, — число квантов, поглощаемых в 1 с, то /(Я) = Ф(Я)—квантовый выход фотосинтеза. При выделении одной молекулы Ог поглощается 8 квантов. Кривая Ф(Я) для хлореллы показана на рис. 14.5. Характерно красное падение — резкое уменьшение Ф(Я) в области 680 нм. Оно наблюдается и в спектре действия реакции Хилла. Но при зтом хлоропласты продолжают поглощать свет. [c.451]

Как уже говорилось в гл. 9, синий свет, поглощаемый, повидимому, флавопротеидом, может вызывать фототропический изгиб цилиндрических органов растения путем индукции латерального переноса ауксина, который приводит к неравномерному росту органа с двух сторон. Синий свет влияет также на множество других процессов и параметров, таких как открывание устьиц и сложенных листьев, движение цитоплазмы в клетках колеоптиля овса, вязкость цитоплазмы в клетках листьев водяного растения ЕШеа, движение хлоропластов у ряски (Ьетпа) и плоскость деления клеток в молодых спорофитах папоротника (рис. 11.20). Во всех этих реакциях соблюдается закон реципрокности, т. е. эффект зависит от общей энергии и произведение интенсивности света на время (14=К) является величиной постоянной. Таким образом, облучение при относительной интенсивности света 100, 10 и 1 даст одинаковый эффект при длительности соответственно 0,01, 0,1 и 1 с. Так как спектры действия для всех этих процессов удивительно сходны, мы можем заключить, что один и тот же пигмент образует один и тот же фотопродукт, способный регулировать различные физиологические процессы. Природа зтого фотопродукта еще не известна, хотя в различных растениях после фотоактивациифла-вина синим светом было обнаружено химическое восстановление определенного цитохрома. В этом процессе могли бы участвовать и промежуточные формы фитохрома. [c.355]

Как известно, сопоставление спектров действия со спектрами поглощения пигментов позволяет судить о молекулярной природе активных хромофоров. К настоящему времени изучены спектры действия фототаксисов ряда организмов. В противоположность зрительным фототаксические пигменты различных биологических объектов имеют различную природу. Это хлорофилл а, фикоцианин и фикоэритрин у водорослей каротиноиды у водорослей и простейших бактериохлорофилл у бактерий фитохром у хлоропластов некоторых водорослей. [c.155]

Прямую СВЯЗЬ между выделением кислорода и хлоро-пластами в зеленых листьях, а также соответствие спектра действия фотосинтеза спектру поглощения хлорофилла (см. гл. 4) установил в 1880 г. Энгельман (Еп е1-тапп). Он поместил нитевидную зеленую водоросль 8р1го уга (рис. 2.1), имеюихую спирально расположенные хлоропласты, на предметное стекло микроскопа. [c.22]

По мере старения культуры водорослей и под действием токсиканта, в результате нарушения упорядоченности структуры хлоропластов и связанного с этим образования из хлорофилла различных продуктов деструкции, в клетках водорослей накап-пиваются некоторые количества феофитина. Продукты деградации хлорофилла в токсикологических опытах могут составлять значительную часть общего количества зеленых пигментов, что приводит к ошибкам в определении хлорофилла, поскольку они поглощают свет также в красной области спектра. Этот факт необходимо учитывать. [c.226]

Под квантовым выходом отдсинтеза понимается количество выделившегося Ог или связанного СОг на 1 квант поглощенной энергии. Было показано, что квантовый выход высок при освещении хлореллы красными лучами с длиной волны 660-680 нм. Использование красного света с большей длиной волны приводило к снижению квантового выхода, а при 700 нм фотосинтез почти прекращался, хотя эта часть спектра еще поглощается хлорофиллом. Однако если хлореллу одновременно освещали коротковолновым (650 нм) и длинноволновым (700 нм) красным светом, то суммарный эффект ( ) был выше, чем при действии каждого красного света в отдельности (рис. 3.8). Это явление получило название эффекта усиления Эмерсона. Отсюда возникло предположение, что в хлоропластах взаимодействуют две пигментные системы. [c.79]

Каким требованиям должен удовлетворять метод изучения динамики процессов Н+-транспорта, протекающих при освещении суспензии хлоропластов световым импульсом 2. Проведите амплитудно-частотный анализ процессов Н+-транспорта, вызываемых световым импульсом в суспензии хлоропластов в присутствии метиламина. 3. Объясните ампли-тудно-частотный спектр индуцированного впышкой света сдвига pH в суспензии хлоропластов. 4. Какими физико-химическими процессами объясняется подщелачивание реакционной среды суспензии хлоропластов при действии серии световых вспышек [c.191]

Таким образом, наблюдаемая после многократного действия вспышек реакция хлоропластов на световой импульс представляет собой суперпозицию двух реакций — восстановления выделяющегося кислорода и окисления компонента Я. В результате в амплитудно-частотном спектре экспериментальной кривой наблюдаются три процесса. Первый обусловлен восстановлением кислорода, выделяющегося под действием вспышки. Его скорость примерно такая же, как и в контроле, но амплитуда существенно меньше. Процесс 3 — образование в системе окисляющегося компонента Я. Процесс 2 — выработка из объема ячейки электроак-тивных веществ — кислорода и компонента Я. Амплитуда и направление этого процесса определяются соотношением количеств указанных веществ, а скорость — диффузией их к электроду и практически не отличается от скорости процесса 2 на рис. 65. [c.203]

При введении в суспензию хлоропластов диурона световой импульс не вызывает выделения кислорода (рис. 68,6). Амплитудно-частотный спектр кривой светоиндуцированного ответа содержит только процессы, соответствующие реакции окисления компонента Я (3 и 2 ). Поскольку диурон блокирует транспорт электронов от воды и соответственно выделение кислорода, световой импульс в присутствии ингибитора вызывает перенос электронов по редокс-цепи только в одной, первой, фотосистеме. Донорами электронов в данном случае являются переносчики, расположенные между двумя фотосистемами, которые в анаэробных условиях находятся в восстановленном состоянии. В результате электроны, поступающие от переносчиков на П700+, под действием вспышки переносятся по фотосисте-,ме I, вызывая образование НАДФ-Н и АТФ (рис. 69). [c.204]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология