Дисульфидные связи алкилирование

Как и при разделении на ранее описанных полимерных ХНФ, механизм хирального распознавания в данной системе является сложным и до конца не выяснен. Однако основные причины удерживания сорбата были выявлены в ходе систематических исследований влияния его структуры и состава подвижной фазы на коэффициент емкости. Во многих отношениях альбумин-силикагелевый сорбент ведет себя подобно обращенно-фазовым материалам на основе алкилированного силикагеля. Спирты, преимущественно пропанол-1, помогают регулировать время удерживания, поскольку вызывают его быстрое уменьшение вследствие ослабления гидрофобных взаимодействий с сорбентом. Оптимизировать состав подвижной фазы можно, варьируя тремя основными параметрами, а именно pH, ионной силой и органическим растворителем-модификатором [90]. Вероятно, в любой хроматографической системе одновременно наблюдается влияние диполь-ионных и гидрофобных взаимодействий. Кроме того, возможно образование водородных связей и комплексов с переносом заряда. Большое влияние свойств подвижной фазы на значения к разделяемых энантиомеров можно объяснить зависимостью свойств белков от распределения заряда и его конформации. БСА состоит как минимум из 581 остатка аминокислот, связанных в единую цепь (мол. масса 6,6-10 ), и его надмолекулярная структура в значительной мере определяется присутствием в молекуле 17 дисульфидных мостиков. При рН7,0 полный заряд молекулы равен - 18, а изоэлектрическая точка равна 4,7. Как это хорошо известно из химии ферментов, смена растворителя способна вызывать изменения в структуре связывающего центра белка в результате изменения его заряда и конформации. [c.133]

Между тем все выделенные фракции невосстановленных белков имеют сложный состав. Фракционирование единиц глютенинов после восстановления дисульфидных связей алкилирования позволяет отделить более простые фракции. Для этого в основном применяют методы электрофореза ДДС-Na-nAAF, электрофокусирование, ДДС-Na-nAAr совместно с электрофокусировкой [20, 92, 108], но с определенным успехом использовали также гель-фильтрацию и ионообменную хроматографию. [c.200]

Методом гель-фильтрации в 6М гуанидинхлориде после восстановления дисульфидных связей и алкилирования белков [91] для фракции глиадина III (а- и р-глиадины) установлена молекулярная масса 37 000 Да, а для фракции глиадина IV (а-глиа-дин) — молекулярная масса 30 000 Да. В каждой из этих фракций эти же авторы с помощью ДДС-Na-ПААГ выявили по 3 полипептида с молекулярной массой 33 000, 35 000 и 41 000 во фракции глиадина III и 29000, 31 000 и 34 000 во фракции глиадина IV [89]. [c.188]

Молекулярные массы р-глиадинов находятся в пределах от 27 000 до 41 000 Да [72, 73], хотя, по другим данным [171], большинство р-глиадинов имеют молекулярные массы между 30 000 и 35 000 Да (табл. 6Б.5). Результаты, полученные с помощью ДДС-Na-riAAr и гель-фильтрации, согласуются между собой, поскольку объемы элюции измеряли в среде ДДС-Na после восстановления дисульфидных связей и алкилирования р-глиадинов и стандартов. Выделенный Эвартом [72[ МТ р-глиа-дин четко отличается от других глиадинов более низкой молекулярной массой. [c.188]

Вывод [121] об участии сульфгидрильной группы в связывании цинка привел к тому, что существование дисульфидной связи [1] оставалось незамеченным. Аминокислотный анализ обнаружил 2 моля цистеина в расчете на 1 моль белка. Поэтому из результатов титрования ПХМБ вытекало присутствие в КПА второй, нереакционноспособной SH-группы. Ни одну из этих SH-rpynn нельзя было легко алкилировать без предварительной обработки белка восстанавливающими агентами, такими, как меркаптоэтанол. После восстановления и алкилирования в присутствии фенилпро- [c.541]

Наличие в белке более чем одной полипептидной цепи устанавливают, определяя его молекулярный вес в условиях, вызывающих денатурацию (например, в 1%-ном растворе додецилсульфата натрия). Для этого определяют молекулярный вес препарата до и после восстановления имеющихся в белке дисульфидных связей (меркаптоэтано-лом или дитиотреитолом). При этом рекомендуется закреплять образующиеся после восстановления 8Н-группы алкилированием с помощью иодоацетата, иодацетамида или этиленимина (фиг. 10). Для определения приблизительного молекулярного веса белка, а также для обнаружения его субъединиц или фрагментов (если вирусный белок состоит из нескольких цепей) — независимо от того, находятся ли они в свободном виде или организованы в более сложную структуру, образованную вторичными или дисульфидными связями (остатками цистина),— можно использовать метод электрофореза в полиакрил- [c.69]

Паркер и сотр. [72] в предварительных опытах показали, что восстановление и алкилирование дисульфидных связей в трансферрине по методу Крестфилда и сотр. [73] не вызывают диссоциации трансферрина на субъединицы. Это было доказано с помощью ультрацентрифугирования, методом седиментационного равновесия, с помощью гель-фильтрации на сефадексе Г-75, а также методом электрофореза на крахмальном геле в различных буферных системах (формиатный буфер pH 2,8, фосфатно-цитратный буфер pH 5,6 и боратный буфер pH 9,0) в присутствии мочевины. Кроме того, при определении N-концевых аминокислот в трансферрине динитрофениль-ным методом Сэнджера [74] и цианатным методом Старка и Смита [75] был обнаружен только один остаток валина при расчете на молекулярный вес 83 ООО, что согласуется с ранее опубликованной величиной молекулярного веса [76, 76а]. На основании описанных данных молекулу трансферрина можно представить в виде одной полипептидной цепи, содержащей примерно 750 аминокислот, и, следовательно, трансферрин является самым крупным из белков плазмы, который не был диссоциирован на субъединицы. [c.128]

В большинстве случаев достаточно кипячения в течение 5"-10 мин при нейтральном pH или осаждения 5%-ным раствором трихлороуксусной кислоты. Восстановление дисульфидных связей проводят в присутствии денатурирующего агента, например 8 М мочевины или 6 М гуанидин-НС, а затем алкилируют образующиеся остатки цистеина. Методы восстановления дисульфидных связей и последующего алкилирования рассматриваются в разд. 3.3 И в гл. 2. [c.139]

Перед протеолитическим гидролизом большинство белков lieoo-ходимо модифицировать с помощью химических методов. Модификация сводится к расплеплению дисульфидных связей и далее в случае восстановления с последующим алкилированием позволяет получить стабильные производные цистеина. В случае аминоэтилирования модифицированные остатки цистеина служат дополнительными точками для расщепления исследуе-мого белка трипсином и протеазой из А, mellea. Иногда применяют модификацию остатков аспарагиновой кислоты, что также создает дополнительные участки для гидролиза трипсином. [c.142]

Методы расп епления дисульфидных связей рассматриваются в разд. L5.1 и 2.2. Обп сприняты методы окисления надмуравьиной кислотой [41] и восстановления с последующим алкилированием [48]. Образующиеся полуцистинпептиды выделяют с помощью обычных методов химии белка, включающих гель-фильтрацию, хроматографию, электрофорез на бумаге, высокоэффективную хроматографию и др. [c.174]

Тяжелые (Н) и легкие (L) цепи иммуноглобулинов связаны одним межцепочечным днсульфидным мостиком, а две Н-цепи соединены между собой в области шарнира одной или несколькими — в зависимости от подкласса — дисульфидными связями (Milstein, Pink, 1970). Для разделения цепей необходимо восстановить все межцепочечные дисульфидные связи, что достигается путем воздействия меркаптанами с последующим алкилировани- [c.74]

Пролин и оксипролин полностью устойчивы к действию фермента.- Цистеин в продуктах расщепления не был обнаружен. Полуцистин, если он присутствует в продуктах расщепления, мог образоваться за счет разрыва пептидной связи при этом связь с полипептидной цепью дисульфидным мостиком сохраняется. Окисление остатков цистина в цистеиновую кислоту не должно давать способную отщепляться под действием карбоксипептидазы группу, так как она содержит заряженную боковую цепь, но восстановление и алкилирование до --S H2 ONH2-rpynn приводят к образованию нейтрального остатка. Такой остаток был недавно обнаружен [198] в гидроЛизатах, полученных при действии карбоксипептидазы на восстановленный и алкилированный пролактин, что свидетельствует о присутствия С-концевого полуцисти нового остатка. [c.233]

В реакции с шерстью вводили множество различных полифункциональных алкилируюш,их средств, в том числе упоминавшиеся выше в разделе, посвященном дисульфидному расширению. Во всех случаях шерсть перед сшиванием не восстанавливали. Некоторые типичные полифункцио-нальные реагенты, применявшиеся для этой цели, а также свойства шерсти, модифицированной действием этих веществ, приведены в табл. У1-38 [243]. Все полученные производные характеризовались пониженной растворимостью в щелочи и меньшей склонностью к усадке. Этерификация шерсти до сшивания [243] не препятствовала протеканию реакций образования поперечных связей с другой стороны, ацетилированная шерсть не реагировала с указанными сшивающими агентами. Эти данные показывают, что в реакции образования поперечных связей при действии полифункциональных алкилирующих средств участвуют аминогруппы белка это, однако, не исключает возможности частичного участия в обсуждаемой реакции карбоксильных или гидроксильных групп, если они не были защищены до проведения алкилирования. [c.416]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология