Культура водорослей

Очень большое значение цри проверке токсического эффекта имеет физиологическое состояние культуры, ее возраст. Для испытания необходимо отбирать нормально развитую жизнеспособную культуру водорослей угнетенная и отмирающая культура для этой цели непригодна. [c.200]

Из ВОДЫ В мягких условиях с использованием культур водорослей и т. д. [c.247]

Исследование действия химических веществ на культуры водорослей различного систематического положения выявило раз-.личное снижение величины pH для каждого вида культуры водорослей, поэтому измерять величину pH необходимо для каждого опыта отдельно, сравнивая изменение величины в опыте и в контроле. [c.107]

Обогащенные культуры водорослей можно получать на жидких и агаризованных средах. Планктонные виды, как правило, лучше культивируются на жидких средах. Агаризованные среды готовятся при добавлении 1,5—2% агар-агара в виде косяков в пробирках или чашках Петри. [c.193]

Наряду с учетом указанных выше факторов, контролирующих рост и развитие водорослей, в лабораторных условиях необходим постоянный контроль концентрации водородных ионов в среде. Измерение pH питательных растворов и контроль за изменением pH в продолжении опыта могут дать дополнительные данные о физиологическом состоянии культуры водорослей. [c.222]

Таким образом, при испытании токсичности промышленных сточных вод и различных ядовитых веществ для одноклеточных зеленых водорослей необходимо в первую очередь подобрать, такую питательную среду, рост и развитие водорослей на которой отвечали бы задачам исследования. Применение культуральных сред, используемых для получения интенсивных культур водорослей, в токсикологических экспериментах нежелательно. Используемые в лаборатории водной токсикологии МГУ" питательные растворы Успенского № 1, модифицированная среда Успенского, предложенная нами при работе с непроточными [c.222]

Продолжительность опытов по выявлению токсичности испытываемых веществ или сточной воды может быть 5, 10, 20 и более дней в зависимости от поставленных задач. По мере удлинения испытания, особенно при отсутствии резкой токсичности, получают более полное представление о степени токсичности, чем при кратковременном опыте. Кроме того, при продолжительном опыте можно получить сведения о восстановлении жизнеспособности культуры водорослей после временного угнетения. [c.224]

Определение степени деградации хлорофилла при изучении влияния токсических веществ и сточных вод имеет самостоятельное значение, так как дает представление о жизнеспособности культуры водорослей. [c.226]

Метод использования монокультур морских микроскопических водорослей в токсикологических исследованиях. Настоящий метод применялся нами для изучения влияния различных концентраций нефти и нефтепродуктов на развитие морского фитопланктона, составляющего основу первичной продукции моря. Метод применим для изучения влияния на фитопланктон любых токсикантов, загрязняющих как морские, так и пресные водоемы. Благодаря сравнительно высокому темпу деления одноклеточных водорослей, на них можно определять действие того или иного вещества на ряде поколений одной клетки, в частности изучать отдаленные последствия интоксикации и т. п. Помимо применения культур водорослей непосредственно для токсико- [c.278]

Один из вариантов такого процесса культуру водоросли помещают в сосуд с питательной средой (соли магния, калия, натрия, кальция, фосфорнокислого калия и раствора микроэлементов). Сосуд освещают солнечным [c.345]

Сахара, органические кислоты и другие вещества в значительных количествах утилизируются многими культурами водорослей для поддержания роста в темноте или в качестве единственного или дополнительного ис- [c.212]

Учет живых и мертвых клеток в культурах водорослей. Под воздействием биологически активных токсикантов клетки водорослей отравляются и отмирают. Появление мертвых и отмирающих клеток является характерным признаком интоксикации тест-культуры и может быть учтено с помощью витальных красителей или люминесцентной микроскопии. [c.32]

Отмечены морфологические и физиологические изменения в культурах водорослей, выращиваемых при различных температурах [49]. [c.215]

Рике наблюдал также, что состав воды, использованный для приготовления культуры водорослей, влиял на величину квантового выхода. Эмерсон и Льюис [11, 16, 17] подтвердили эти наблюдения. Они применили воду из семи различных источников и обнаружили, при прочих равных условиях, изменения величины квантового выхода от 0,16 до 0,27. [c.525]

Смешивают одну часть по объему концентрата питательных веществ с восьмью частями воды. Затем добавляют достаточное количество клеток из исходной культуры водорослей так, чтобы при доведении обьема до 10 частей разбавлением водой, плотность клеток составила порядка 10 клеток на миллилитр. [c.432]

Оговоренную выше интенсивность можно было бы получить, используя флуоресцентные лампы мощностью от 4 до 7,3 Вт с цветовой температурой 4300 К при расстоянии приблизительно 0,35 м от среды с культурой водорослей. [c.434]

Для извлечения водорослей из воды пруда может быть использовано центрифугирование с предварительной концентрацией водорослей во флотаторе. Полученная биомасса водорослей может быть использована в сельском хозяйстве в качестве удобрения или в животноводстве в качестве кормовой добавки. При необходимости интенсификации глубокой очистки сточных вод в биологических прудах может быть использован альгологичес-кий метод, т. е. внесение культуры водорослей в первую секцию пруда. [c.231]

По-видимому, должен существовать общий механизм, который регулирует образование хлоропласта в целом. Как осуществляются при этом тонкие взаимодействия компонентов и их контроль, не известно, однако были обнаружены тесные генетические взаимосвязи между ними. Должны синтезироваться все компоненты, и все они должны быть доступны для включения в тилакоидные мембраны. В противном случае синтетические процессы подавляются. Например, действие некоторых гербицидов заключается в подавлении биосинтеза каротиноидов. Если этиолированные проростки или культуры водорослей Euglena, выращенные в темноте, обработать такими гербицидами, то нормальные каротиноиды хлоропластов не образуются и, следовательно, не включаются в фотосинтетические мембраны. В результате не синтезируются и другие компоненты хлоропластов, в том числе хлорофилл, и, следовательно, не происходит развития хлоропласта в целом. Даже если это было бы и не так, то подавление образования каротиноидов привело бы к тому, что весь синтезированный хлорофилл и зарождающиеся фотосинтетические мембраны оказались бы без защиты от фотоокисления (разд. 10.4.2) и разрушались бы. Поэтому гербициды, подавляющие биосинтез каротиноидов в растениях, очень эффективны. [c.363]

Во всех опытных вариантах отмечено снижение концентрации ДДС. Убыль большей части ДДС в культуральной жидкости СЫ. pyrenoidosa происходит за 8 суток. После этого в среде еще определяются остаточные количества вещества, которое не разрушается при дальнейшем культивировании водорослей. Полное исчезновение ПАВ наблюдается лишь в одном случае — при наличии в среде 50 мг/л вещества и глюкозы. Контроль загрязнения показал, что на протяжении всех опытов культуры водорослей были бактериально чистыми. Таким образом, полученные данные позволяют сделать вывод [c.163]

Почти все культуры водорослей во время роста проявляют естественную тенденцию к изменению pH среды. Большинства зеленых и еинезеленых водорослей при начальном росте предпочитают нейтральньге или слабощелочные условия среды. Если не ограничивать изменение pH питательного раствора путем введения буферных смесей, то в процессе культивирования водорослей pH среды может доходить в культурах до 10,5—11. Такое под-щелачивание среды в процессе роста объясняется интенсивно идущим процессом фотосинтеза, особенно у зеленых водорослей, и связыванием свободной углекислоты раствора (Успенская, 1966, Мейнелл, Мейнелл, 1967). [c.106]

У дафний в выводковых камерах часть яиц гибнет и прекращает развиваться, или часть их развивается без линек эмбрионов (иногда наблюдается и то и другое). После вымета нормально развитой молоди такие яйца сбрасываются на дно сосуда, часть остается в выводковых камерах сброшенных шкурок. Действие небольших концентраций циклических соединений. В лабораторных опытах может быть следствием того, что дафниям в корм дается пожелтевшая культура водорослей (но тогда то же самое наблюдается и в контроле). [c.166]

Для получения сопоставимых результатов альготоксикологи-ческих исследований необходима стандартизированная тест-культура водорослей, выращенная при определенном, одинаковом для сравнительной серии опытов комплексе условий внещ-ней среды. В связи с этим первой задачей токсикологического [c.191]

Для получения обогащенных культур взятые из водоемов водоросли необходимо приучать к искусственным средам постепенно. С этой целью питательную среду для первого посева природной популяции лучше готовить на кипяченой или даже простерилизованной воде того водоема, откуда взята данная водоросль. Для приготовления среды можно также использовать кипяченую водопроводную воду. Дист иллированную воду следует использовать позднее, когда водоросли привыкнут к искусственным условиям (после двух-трех пересевов). Значительно облегчает введение в культуру водоросли добавление к питательной среде стерильной иловой вытяжки (1—2 г ила на 10 мл воды). Количество последней невелико — 5—10 мл на 150—200 мл питательной среды. [c.193]

Бактериально чистые культуры синезеленых водорослей. Для постановки многих токсикологических экспериментов бактериально чистые культуры водорослей не нужны. Однако, если проводится изучение тонких механизмов действия тех или иных химических веществ на физиологонбиохимическне показатели жизнедеятельности клетки, возникает необходимость проверки целого ряда положений на безбактериальной культуре водорослей. [c.198]

Культуру водорослей выращивают при искусст)зенном освещении лампами дневного света на среде Успенского № 1. Питательный раствор готовят на водопроводной воде, предварительно дехлорированной и прокипяченной. Подсчет водорослей ведут-в камере Горяева. [c.212]

После приготовления шкалы разведения или растворов испытываемых на токсичность веществ, в каждую колбу вносят культуру водорослей, находящуюся в конце фазы экспоненциального роста в таком количестве, чтобы плотность культуры водорослей в растворе не превышала 2—3 млн. кл/мл. При этом необходимо обращать внимание на то, чтобы исходное количество водорослевых клеток во всех колбах было приблизительно одинаковым. Содержание колб тщательно перемешивают и помещают в люминостат. Испытания проводятся при одинаковой температу- [c.223]

Определение живых и мертвых клеток в культуре водорослей по отдельным морфологическим изменениям клеток в результате влияния токсических веществ производится под обычным или люминесцентным микроскопом. К числу признаков мертвой клетки относятся альбинизация (обесцвечивание) клеток, лизис или клетки с вытекшей протоплазмой. Использование люминесцентного микроскопа для определения живых и мертвых клеток подробно описано Горюновой (1956). Существует ряд модификаций в определении живых и мертвых клеток, в основе которых лежат различная проницаемость и адсорбция красителей (см. статьи Хоботьева, Илларионовой, Юнасовой, а также Брагинского, Сиренко в этом сборнике). [c.224]

По мере старения культуры водорослей и под действием токсиканта, в результате нарушения упорядоченности структуры хлоропластов и связанного с этим образования из хлорофилла различных продуктов деструкции, в клетках водорослей накап-пиваются некоторые количества феофитина. Продукты деградации хлорофилла в токсикологических опытах могут составлять значительную часть общего количества зеленых пигментов, что приводит к ошибкам в определении хлорофилла, поскольку они поглощают свет также в красной области спектра. Этот факт необходимо учитывать. [c.226]

Колбы емкостью 1,0—0,5 л для стерилизации питательного раствора и морской воды, колбы на 250 мл круглые для приготовления различных концентраций растворов изучаемого вещества, колбы на 250—50 мл для выращивания культур водорослей, питательный раствор Аллена — Нельсона (Allen, Nelson, 1910). [c.279]

Еоличественные исследования над фоторедукцией карбонильных соединений клетками hlorella проводились с оензальдегидом в качестве окислителя. Для получения максимального количества кислорода из данного количества бензальдегида его надо было прибавлять тотчас же после начала освещения. Если бензальдегид прибавлялся раньше в темноте, то часть его использовалась в темновой реакции. Так как нефотохимическое разложение сопровождается выделением эквивалентного количества двуокиси углерода (при наличии карбоната, но не в его отсутствие), то авторы объясняют это дисмутацией бензальдегида на бензойную кислоту,и бензиловый спирт, причем СОа вытесняется из карбоната бензойной кислотой. Если бензальдегид прибавлен немедленно после начала освещения к молодой культуре водоросли, находящейся в хорошем состоянии, то можно получить одну молекулу кислорода из двух молекул бензальдегида согласно уравнению [c.549]

SAG — Коллекция водорослей Института физиологии растений, г. Геттинген, Германия АТСС — Американская коллекция типовых культур, г.Роквилл, шт.Мэри-ленд, США ССАР — Центр культур водорослей и простейших пресноводных Британской биологической ассоциации, г.Камберленд, Великобритания или Коллекция водорослей Музея естественной истории, Париж, Франция. [c.431]

Предложено много вариантов биотестов для учета интенсивности выделения кислорода под действием токсикантов в культурах водорослей. Одни из них более точны и достоверны, другие носят приближенный характер, но более оперативны. Один из таких тестов широко применяется, так называемый A—Z-тe т по Кнеппу [17, 18]. Выполнение этого теста довольно кропотливо, а чувствительность его не настолько высока, чтобы оправдать затраты труда и времени, особенно когда не нужно решать гидробиологические задачи, а необходимо только показать присутствие веществ, обладающих угнетающим действием на фитопланктон. [c.33]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология