Гипотоническая среда II III

Функции клеточной стенки прокариот. Клеточная стенка прокариот выполняет разнообразные функции механически заш иш ает клетку от воздействий окружаюш,ей среды, обеспечивает поддержание ее внешней формы, дает возможность клетке суш,ествовать в гипотонических растворах. В первую очередь, в этом заслуга пептидогликана. Структурная дифференцировка клеточной стенки у грамотрицательных прокариот, приведшая к формированию дополнительного слоя в виде наружной мембраны, значительно расширила круг функций клеточной стенки. Прежде всего это связано с проблемами проницаемости и избирательного транспорта веществ в клетку. Наружная мембрана имеет специфические и неспецифические каналы (диффузионные поры) для пассивного транспорта веществ и ионов, необходимых клетке, т. е. осуществляет функции дополнительного клеточного барьера (основной — ЦПМ). Она препятствует проникновению в клетку токсических веществ, что находит отражение в большей устойчивости грамотрицательных прокариот (сравнительно с грамположительными) к действию некоторых ядов, химических веществ, ферментов и антибиотиков. Появление у грамотрицательных прокариот дополнительной мембраны в составе клеточной стенки фактически привело к созданию обособленной полости (периплазматического пространства), отграниченной от цитоплазмы и внешней среды специфическими мембранами и несущей важную [c.19]

Функции клеточной стенки прокариот. Клеточная стенка прокариот выполняет разнообразные функции механически защищает клетку от воздействий окружающей среды, обеспечивает поддержание ее внешней формы, дает возможность клетке существовать в гипотонических растворах. В первую очередь в этом заслуга пептидогликана. [c.36]

Известна нестабильность мыльного пузыря, причиной которой может стать любая пылинка. Началом дестабилизации является прокол стенки пузыря и образование поры. В липидной бимолекулярной пленке клеточной мембраны поры появляются, если исключить чисто механические повреждения, в результате тепловых флуктуаций поверхности бислоя, электрического пробоя, замораживания пленки, действия поверхностно-активных веществ, осмотического давления, перекисного окисления липидов и др. Один из наиболее типичных и хорошо изученных примеров дестабилизации биологических мембран - гемолиз эритроцитов. Это явление включает на начальном этапе набухание клеток в гипотонической среде в результате действия сил осмотического давления. Во время набухания клетки мембрана растягивается, что обусловливает рост мембранного натяжения. При определен- [c.49]

Если в вариантах с гипотонической средой, где ауксин активирует рост отрезков и поглощение пиримидиновых оснований, усиление включения урацила-С в РНК можно объяснить увеличением содержания урацила-С в виде свободных оснований и [c.163]

Из данных, представленных в табл. 4, видно, что активация роста отрезков мезокотилей под действием ауксина в условиях гипотонической среды четко проявляется уже за первый час [c.164]

С отрезками и включением его в РНК, причем оба эти процесса усиливаются с увеличением продолжительности инкубации. Ауксин, активируя рост отрезков в условиях гипотонической среды, за 24 часа усиливал как поглощение меченого урацила отрезками мезокотилей (сумма активности фракций свободных нуклеотидов и РНК), так и включение его в РНК на 23 и 28% соответственно (табл. 5). Необходимо отметить, что, в отличие от [c.164]

Влияние стрептомицина (50 мкг/мл) на включение урацила-2-С в РНК отрезков мезокотилей кукурузы за 24 часа инкубации в условиях гипотонической среды [c.166]

Ауксин заметно не влияет на включение урацила-2-С в РНК отрезков мезокотилей при одночасовой инкубации в гипотонической среде, хотя активирующее действие на рост уже проявляется. [c.172]

Ядерная фракция , которая осаждается при малых скоростях, тоже может содержать значительное количество клеточных мембран. Для обогащения этой фракции мембранами осторожно гомогенизируют ткань в гипотонической среде, затек [c.88]

Рис. 13.2. Влияние растворов различной концентрации на растительные клетки. В растворе, водный потенциал которого выше, чем водный потенциал клетки (гипотоническая среда), вода за счет осмоса будет проникать в клетку и каетка набухает (становится тургесцентной). Если водный потенциал раствора ниже, чем водный потенциал клетки (гипертоническая среда), то вода покидает ее за счет осмоса, и живая часть клетки (протопласт) отстает от клеточной стенки и следует за сокращающейся вакуолью (плазмолиз). Если водные потенциалы клетки и раствора одинаковы (изотоническая среда), то никаких изменений не происходит.

Как видно из рисунка, ток на электроде после нанесения вспышки увеличивается не сразу. Росту тока в системе предшествует некоторый латентный период. На кривой, полученной в тех же условиях, но записанной в другом масштабе — при большом значении параметра р, эта начальная задержка проявляется более отчетливо (рис. 66) . Время задержки для качественно выделенных препаратов хлоропластов, как правило, составляет 150—200 мс. После инкубации хлоропластов в гипотонической среде (среда выделения без сахарозы) оно сокращается до 20—40 мс вследствие осмотического шока, нарушающего замкнутость тилакоидных мембран. [c.201]

Так как внутренняя мембрана митохондрий непроницаема для растворенных в матриксе веществ, гипотоническая обработка привод дит к набуханию матрикса, что сопровождается разрывом внешней мембраны. При этом свободный цитохром с выходит в окружающую среду, а адсорбированный может быть легко удален экстракцией солевым раствором. [c.419]

Где же внутри митохондрии локализованы специфические Ф >ММ1 -ты Один из подходов к выяснению этого вопроса состоит в исследовании выхода ферментов из митохондрий. Некоторые ферменты легко выходят наружу в гипотонической среде. Другие освобождаются только при действии ультразвука, из чего следует, что они находятся в митохондриальном матриксе. Ряд ферментов, в том числе цитохромы и флавоиротеиды, действующие на сукцинат и NADH, настолько прочно связаны с митохондриальными мембранами, что могут быть солюбилизированы только после обработки детергентами. Согласно существующим представлениям, эти прочно связанные ферменты встроены во внутреннюю мембрану. [c.393]

Можно избежать полного разрушения бактериальных стенок, проводя лизис в изотоническом или слабо гипертоническом (ОЛ -0,2 М) растворе сахарозы. В этих условиях под действием лизоцима из клеток образуются чрезвычайно чувствительные к осмотическим условиям округлые протопласты . В гипертонических и изотонических средах протопласты стабильны в гипотонических средах они лопаются, после чего остаются лишь тени (остатки плазматических мембран). Прото-пластами следует называть только такие округлившиеся клетки, у которых нет никаких остатков клеточной стенк1 т.е. нельзя обнаружить [c.54]

Любые два раствора, имеющие одинаковое осмотическое давление, называются изотоническими. Если один из двух растворов имеет более низкое осмотическое давление, он называется гипотоническим по отношению ко второму. (Следовательно, если красные кровяные тельца поместить в гипотоническую среду, они гемолизируются.) Если один из двух растворов имеет более высокое осмотическое давление, говорят, что он гипертоничен по сравнениюс другим. (Следовательно, красные кровяные тельца в гипертоническом растворе подвергаются сморщиванию.) [c.109]

Проведенные измерения в опытах с отрезками колеоптилей свидетельствуют о том, что мИУК в гипотонической среде в два раза увеличивает прирост отрезков колеоптилей кукурузы в длину. В слабогипертоиической среде (0,45 AI маннит) прирост отрезков в длину крайне незначителен и действие ауксина на рост растяжением полностью ингибировано. Ниже показано влияние мИУК (5 мг/л на прирост отрезков колеоптилей кукурузы в длину за 24 часа инкубации в гипотонической (вода) и гипертонической средах. [c.162]

Влияние мИУК (2 мг/л) на поглощение урацила-2-О отрезками мезокотилей кукурузы и на включение его в РНК. в условиях гипотонической среды [c.165]

Поскольку опыты с маннитом и без него отличались только тем, что в первом случае в чашку вносили стрептомицин (50 мкг/мл) для предотвращения бактериального заражения, так как маннит является хорошей средой для бактерий, возник вопрос, не служит ли стрептомицин причиной отсутствия усиления включения урацила-2-С в РНК под действием ауксина при инкубации отрезков в условиях слабогипертонической среды Если это так, то введение стрептомицина в гипотоническую среду также должно снять или снизить эффект усиления включения ураци-ла-2-С в РНК. В связи с этим были поставлены опыты с 24-ча-еовой инкубацией отрезков мезокотилей в среде без маннита с добавлением или без добавления стрептомицина (50 мкг/мл). В каждой чашке, содержащей 15 мл среды и урацил-2-С актив- [c.165]

Из данных та-бл. 12 и 13, следует, что общее-содержание белка в отрезках за 24 часа инкубации снижается в условиях как гипотонической, так и слабогипертонической среды. В отрезках, обработанных ауксином, содержание белка ниже, чем в контрольных. С увеличением продолжительности инкубации в условиях гипотонической среды ауксин не влияет, а в среде с манни-гом тормозит снижение общего содержания белка в отрезках. Включение глицина-С в белки отрезков мезокотилей происхо- [c.170]

Влияние мИУК (2 мг л) на включение глицина-С в белки отрезков мезокотилей кукурузы в условиях гипотонической среды [c.170]

В опытах с отрезками колеоптилей и мезокотилей кукурузы было показано, что в вариантах с мИУК прирост отрезков колеоптилей за 24 часа инкубации в условиях гипотонической среды был в два раза, а прирост отрезков мезокотилей кукурузы — в три раза выше, чем в вариантах без мИУК. В среде с маннитом рост был почти полностью ингибирован и действия ауксина не проявлялось. Можно было думать, что такие резкие различия в темпе роста отрезков вызовут не менее резкие различия в содержании РНК и ее синтезе. Однако, как было установлено, общее содержание РНК в опытах с отрезками колеоптилей не изменилось под действием мИУК, а в опытах с отрезками мезокотилей ауксин оказывал лишь незначительное тормозящее действие на разрушение РНК, которое наблюдалось за 6 час. инкубации независимо от осмотических условий среды. Более четкие различия выявились в опытах по включению меченых оснований и аминокислоты, причем не только между вариантами, но и между объектами исследования. Эти опыты прежде всего показали, что в отрезках колеоптилей и мезокотилей кукурузы за 24 часа инкубации наряду с некоторым распадом РНК идет интенсивное включение меченых оснований в нуклеиновые кислоты и аминокислот— в белки. Включение тимина-2-С о фракцию ДНК в присутствии мИУК было снижено и в гипотонической, и в слабогипертонической средах, несмотря на значительное повышение фондового содержания тимина-С (на 71%). Ауксин в условиях гипотонической среды значительно усиливает поглощение [c.171]

Рис. Прирост отрезков мезокотилей кукурузы в длину (а), удельной активности РНК б) и удельной активности белков (в), индуцированных мИУК (2 мг1л), в зависимости от времени инкубации в условиях гипотонической среды

Метиловый эфир ИУК (мИУК) в концентрации 2—5 мг л в гипотонической среде (вода) за 24 часа в два раза увеличивает прирост в длину отрезков колеоптилей и в три раза — прирост отрезков мезокотилей кукурузы по сравнению с контролем. [c.174]

Ауксин за 24 часа в условиях гипотонической среды усиливает включение урацила-2-С в РНК отрезков как колеоптилей (на 45%), так и мезокотилей (на 28%). В условиях слабогипертонической среды мИУК в опытах с отрезками колеоптилей усиливает (на 22%), а в опытах с мезокотилями уменьшает (на 25%) включение урацила-2-С в РНК. [c.174]

Ауксин за 24 часа инкубации усиливает включение глици-на-С>< в белки отрезков мезокотилей кукурузы в условиях гипотонической среды (на 27%) и не влияет на включение глицина- [c.174]

Кроме опытов по влиянию ИУК на изолированные митохондрии, исследовалось действие ауксина на свойства митохондрий, выделенных из отрезков мезокотилей, предварительно обработанных ауксином. Опыты проводили с I-сантиметровыми отрезками четырехдневных мезокотилей кукурузы. 240 отрезков помещали по 30 штук в чашки Петри с 15 жл дистиллированной воды (контроль) или с раствором мИУК в концентрации 5 мг/л. Через 1 час и 24 часа инкубации контрольные и опытные чашки переносили в холодную комнату с температурой -f 3° на 1 час. Охлажденные пробы промывали дистиллированной водой на воронке Бюхнера и растирали с 0,5 М сахарозой, приготовленной на 0,02 Ai трис-буфере (pH 7,4) с ЭДТА 5 10 М. Дальнейшее выделение фракции митохондрий проводили по описанной выше методике. У изолированных митохондрий проверяли реакцию на добавление АТФ с Mg b и способность к набуханию в гипотонической среде (0,02 М трис-буфер с pH 7,4). В митохондриях, йыделейных после инкубации с ИУК, не было обнаружено каких-либо изменений по сравнению с митохондриями контрольных отрезков ни в сократительной реакции, ни в способности к набуханию. [c.206]

Относительная жесткость клеточных стенок и сопротивление растяжению обусловливают тургесцентность клеток, когда в них осмотическим путем поступает вода. Это усиливает опорную функцию во всех растениях и служит единственным источником опоры для травянистых растений и для таких органов, как листья, т. е. там, где отсутствует вторичный рост. Клеточные стенки также предохраняют клетки от разрыва в гипотонической среде. [c.206]

Индукция мембранного потенциала в сферических везикулах под действием внешнегоэлектрического поля используется также в качестве метода исследования процессов переноса заряда в фотосинтетических мембранах. Воздействие внешнего электрического поля на набухшие хлоропласты вызывает сильное возрастание замедленной флуоресценции фотосистем I и П в связи с изменением вероятности рекомбинации разделенных зарядов при изменении напряженности поля в мембране (см. ХХУП1). Воздействие импульсного электрического поля на хлоропласты, набухшие в гипотонической среде, вызывает также изменения быстрой флуоресценции фотосистемы П, амплитуда которых зависит от состояния реакционного центра. [c.38]

Все наши современные представления о свойствах тонопла-ста основываются, во-первых, на результатах ультраструктур-ных исследований и, во-вторых, на выявлении различий в составе вакуоли и цитоплазмы. Попытки выделить тонопласт иэ прочих мембранных фракций не имели успеха вплоть до недавнего времени, когда наконец удалось разработать методику отделения интактных вакуолей от остального клеточного содержимого (рис. 2.26). Первый этап этой процедуры сводится к получению сферических протопластов путем ферментативного переваривания клеточных стенок в высококонцентрированном растворе какого-нибудь осмотически активного вещества. Затем протопласты переносят в менее концентрированную (гипотоническую) среду. Здесь они поглощают воду, набухают и в конце концов разрываются, высвобождая вакуоли. После этого дифференциальным центрифугированием отделяют вакуоли от органелл и от инкубационной среды. Первые же анализы таких изолированных вакуолей показали, что в тонопласте сосредоточены ферменты, регулирующие транспорт солей, В настоящее время во многих лабораториях проводятся дополнительные эксперименты, цель которых состоит в том, чтобы определить характеристики проницаемости и ферментный состав тоноплас-та такого рода сведения значительно расширили бы наши представления о роли тонопласта в регуляции клеточного метаболизма. [c.60]

В гипотонической среде приток воды в митохондрию вызывает разбухание органеллы, и наружная мембрана разрывается, высвобож-V, дая при этом содержимое межмембранного пространства [c.10]

Каковы существующие представления о механизме гемолиза эритроцитов или лизиса липидных везикул в процессе растяжения их мембран (например, при оводнении клеток на стадии ЕР) В гипотонических средах или в результате постгипертонического гемолиза, как правило, не происходит разрыва мембран эритроцитов. При определенной степени набухания в их мембранах образуются мелкие поры, через которые гемоглобин может диффундировать из клеток наружу без разрыва клеточной мембраны (В. С. Маркин, 1985). В результате этого явления образуются тени эритроцитов — сферические мембраны, заполненные таким же раствором, как и внеклеточная среда. [c.39]

Транслокация ионов. Матрикс свежевыделенных митохондрий приблизительно изотоничен в отношении [К+]. При помещении митохондрии в гипотоническую среду или при более быстром воздействии вызывающих набухание агентов, например при обработке мылами, К+ вытекает из внутреннего пространства митохондрии, но может снова накапливаться там во время дыхания. Этот процесс проявляется особенно отчетливо в присутствии валиномицина. К или обменивается почти в эквивалентном отношении на внутрн-митохондриальный Н+, или же необходимая для поступления К+ энергия поставляется в виде внешней АТР. Отношение транслоци-рованного К+ к использованному Р составляет около трех. Более того, может быть продемонстрирована и обратная ситуация. Если [c.443]

Исторически первым подходом к пол) ению компетентных для трансфекции (трансформации) клеток бактерий является ферментативный гидролиз клеточных стенок, приводящий к удалению физического барьера на пути проникновения молекул ДНК в клетку. Для этой цели можно использовать различньге индивидуальные ферменты (например лизоцим) или смеси ферментов (например пищеварительный сок виноградной улитки). При ферментативной обработке клетки необходимо помещать в изотонический раствор (0,2 М сахароза 1 М сорбит 0,6 М КС1 и др.), имеющий примерно такое же осмотическое давление, какое характерно для цитоплазмы клетки. В этих условиях клетки, лишенные своего жесткого панциря (клеточной стенки), приобретают шарообразную форму и не лопаются от осмотического шока, наблюдаемого в гипотонической среде. [c.33]

Для препарата, промытого гипотоническим раствором КС1, определяют зависимость скорости окисления сукцината от количества добавленного в среду инкубации цитохрома с измеряют сукцинатоксидазную активность, как описано выще, но в пробы добавляют цитохром с в концентрациях от О до 100 мкг/2 мл (5—6 точек). Полученные результаты представляют в виде графика. [c.420]

Большая часть внутренней воды многослойных липосом осмотически активна, благодаря чему они обладают свойствами идеального осмометра, меняя свой объем в ответ на изменение концентрации наружного раствора. В гипотонических растворах вода устремляется внутрь липосом и они быстро набухают. В гипертонических средах липосомы сморщиваются за счет потери воды из межла-меллярного пространства. Однако часть воды в липосомах остается осмотически неактивной. Например, у яичного фосфатидилхолина на 1 молекулу липида приходится около 25 молекул осмотически неактивной воды, что отвечает минимальной ширине межламелляр-ного пространства в , 2—1,4 нм. [c.576]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология