Нуклеофилы с каталитически активной группой

Во многих реакциях присоединения по карбонильной группе для проявления каталитической активности кислот не обязателен предравновесный перенос протона к карбонильному соединению. Активация кратной связи возможна за счет того, что первоначально образуется водородная связь с атомом кислорода карбонильной группы, что повышает ее электрофильную реакционную способность. По-видимому, такое явление наблюдается во всех случаях при проведении реакций нуклеофильного присоединения в гидроксилсодержащих растворителях. При взаимодействии с нуклеофильным реагентом происходит синхронное образование связи углерод-нуклеофил и передача протона от молекулы недиссоциированной кислоты к атому кислорода [c.419]

Каталитическая активность соединений, обладающих кислотными свойствами, возрастает с увеличением их кислотности. Это хорошо видно из рис. 7, на котором графически изображены данные по скорости сольволиза грет-бутилбромида в присутствии замещенных фенолов (0,3 моль/л). Вещества с кислотными свойствами (вода, спирты, карбоновые кислоты и др.) часто используются как растворители для нуклеофильных реакций. Очевидно, что специфическая сольватация ими замещаемой группы ведет к ускорению процесса и возможности его проведения в умеренных условиях. Противоположный эффект наблюдается при специфической сольватации нуклеофила, когда образующиеся комплексы из-за рассредоточения их заряда оказываются менее реакционно-способными [c.32]

В последние годы Винником [31] было сформулировано общее правило для установления механизма лимитирующей стадии реакций каталитического гидролиза в водных растворах активность активированного комплекса следует выражать через концентрации различных форм реагентов так, чтобы получающийся в кинетическом уравнении множитель с коэффициентом активности не изменялся с изменением концентрации кислоты. На основании большого экспериментального материала все реакции гидролиза в водных растворах сильных кислот Винник разделил на четыре группы. В реакциях группы I и II активированный комплекс образуется из неионизованной формы реагента, гидратированного протона и нуклеофила— молекулы воды (группа I) и аниона (группа II). В реакциях других групп активированный комплекс образуется из про-тонированной формы реагента с участием или без участия молекулы воды (группа III) и с участием аниона (группа IV). [c.28]

В случае низкомолекулярного нуклеофила (4-николина) скорость гидролиза значительно меньше ввиду того, что при тех же значениях pH доля каталитически активных неионизованных пиридиновых групп в 10—100 раз меньше, чем в поливинилпиридине [15]. [c.260]

При переходе от низкомолекулярных катализаторов к полимеррым вероятность полифункционального катализа повышается не только благодаря близкому расположению каталитически активных групп в первичной структуре макромолекул, но и вследствие того, что эти группы могут сближаться при сворачивании макромолекулы. Так, константа скорости гидролиза и-НФА в присутствии поли-4(5)-винилимидазола при pH 8,2 в 1,4 раза, а при pH 9,0 в 2,5 раза больше, чем в присутствии мономерного имидазола. Общий каталитич. эффект имидазола складывается из вклада нейтральной и анионной форм и должен зависеть от pH среды. Увеличение каталитич. активности в присутствии К. п. по сравнению с мономерными катализаторами связывается с трифункциональным взаимодействием между субстратом и двумя имидазольными группами. При средних значениях pH одна из нейтральных имидазольных групп выступает в роли нуклеофила, а другая — обобщенного основахшя (схема I) или к-ты (схема II) при более высоких значениях pH в роли обобщенного основания выступает имидазольная группа в анионной форме (схема III) [c.480]

Каталитическое действие основания или нуклеофила может быть проявлением либо общего основного, либо нуклеофильного катализа (гл. 6). Ниже приведены принципиальные-критерии, пользуясь которыми можно распознать реакцию, катализируемую нуклеофилом 1) образование промежуточных соединений, структура и кинетическое поведение которых действительно указывают на то, что они лежат в координате реакции 2) выделение промежуточных продуктов в индивидуальнолс виде 3) зависимость относительной каталитической активности от нуклеофильности, а не от основности в соответствии с приведенными выше рядами реакционной способности, наличие стерических эффектов и проявление а-эффекта 4) наличие эффекта общего иона уходящей группы субстрата (что равносильно рассмотрению промежуточного продукта как исходного вещества) 5) отсутствие первичного изотопного эффекта растворителя при переходе к оксиду дейтерия и 6) природа образующихся продуктов в некаталитической и каталитической нуклеофильных реакциях [9]. [c.159]

Ключи к познанию действительного механизма катализа лежат в структурных исследованиях. В описанной выше модели комплекса фермент-(NAG)e только две каталитические группы располагаются вблизи расщепляемой гликозидной связи. Это карбоксильные группы глутаминовой кислоты-35, которая, как полагают, в активном ферменте находится в СОгН-форме, и аспарагиновой кислоты-52, находящейся предположительно в виде иона СО . Первая из этих групп расположена вблизи кислорода уходящей группы и действует, согласно общепринятым представлениям, в качестве общего кислотного катализатора, способствуя удалению уходящей группы скорее в НО-форме, чем в форме 0 1путь (а) на схеме (54) [133, 143]. Согласно другой гипотезе путь (б) , карбоксилатная группа может выступать в роли нуклеофила, образуя ковалентный интермедиат (90), гидролизующийся скорее всего по ацетальному, а не по сложноэфирному центру, поскольку известно, что при этом сохраняется конфигурация гликозидного центра [144]. В настоящее время не существует каких-либо убедительных данных, позволяющих подтвердить или опровергнуть каждый из представленных на схеме (54) механизмов ]141]. [c.532]

Диксон разработал метод, который позволяет на основе данных по ферментативной кинетике идентифицировать функциональные группы, входящие в активный центр фермента. Если связывание субстрата или сам катализ сопровождаются диссоциацией функциональных групп белка или субстрата, то, используя кривые, характеризующие зависимость величин lg Утах, — gKм и lgvo от pH, можно приблизительно определить природу этих функциональных групп К В благоприятных случаях на графиках будут наблюдаться резкие перепады при значениях pH, соответствующих значениям рКа функциональных групп, непосредственно участвующих в ферментативном акте. Как известно, многие ферменты содержат каталитически важные сульфгидрильные и имидазольные группы, и приходится лишь сожалеть, что теплоты ионизации этих двух групп почти одинаковы. Если бы это было не так, то, используя метод Диксона, а также уравнение (4.51), можно было бы не только обнаруживать, но и различать эти два вездесущих нуклеофила. [c.248]

Если заряженная группа, например карбоксилат-анион, находится в гидрофобной области активного центра фермента и поэтому плохо сольва-тирована, то ее нуклеофильная реакционная способность будет увеличенной. Однако соответственно с этим возрастает также и основность такой группы, поскольку дестабилизация аниона, обусловленная плохой сольватацией, должна способствовать любому процессу, который понижает заряд на анионе. Этот эффект объясняет, по-видимому, высокие значения рК (вплоть до 7 и более) для замаскированных карбоксильных групп в ферментах и других белках [73], и, хотя данный эффект способствует увеличению нуклеофиль-ности этих групп, соотношение нуклеофильностп и основности остается практически неизменным. Следовательно, на основании этого эффекта вряд ли дшжно ожидать больших ускорений, если только нуклеофил не защищен от протонирования под действием растворителя и в то же время сохраняет свободу для атаки субстрата. Это возможно в том случае, когда присоединение субстрата к ферменту вызывает конформационное изменение, в результате которого нуклеофил становится доступным и атакует субстрат в гидрофобной среде. Это может служить еще одним примером, когда силы связывания между ферментом и субстратом используются для продвижения системы вдоль координаты реакции, что облегчает каталитический процесс нри одновременном уменьшении наблюдаемой свободной энергии связывания (более подробно этот вопрос будет рассмотрен в гл. 5 в рамках теории индуцированного напряжения). В общем случае, когда увеличение скорости обусловлено изменением природы растворителя , окружающего субстрат в активном центре фермента, причиной этому всегда должно быть специфическое взаимодействие, использующее энергию связывания фермента с субстратом. Так, скорость реакции двух противоположно заряженных реагентов будет больше в гидрофобной среде активного центра фермента (по сравнению с реакцией в воде), поскольку в неполярном окружении заряженные реагенты дестабилизированы и в тоже время дестабилизация менее зарянч енного переходного состояния будет не столь значительной [схема (46)]. [c.83]