Культивирование листьев III

Под свежим впечатлением работ Пастера, вскрывших во всей полноте роль микроорганизмов в жизни природы, Бертло первому пришло на ум одно возможное объяснение неудачи опытов Буссенго с культивированием бобов в прокаленных почвах. Прокаливание почвы заведомо изменяет одно из нормальных условий произрастания растений на воле населяющие почву микроорганизмы при прокаливании ее погибают. Доказательство взаимосвязи между растительным покровом и почвенной микрофлорой на примере мотыльковых растений принадлежит Гельригелю (1886). Выращивая бобы без азотистого удобрения в прокаленной почве, то зараженной почвенным настоем, то нет, Гельригель неизменно получал один и тот же результат если почва заражалась почвенным настоем, клубеньки на корнях боба возникали и растение развивалось нормально, совершенно не нуждаясь в азотистом удобрении, в противном же случае, клубеньков не образовывалось, растения хирели и гибли. Таким образом, мотыльковые растения способны усваивать атмосферный азот лишь в условиях симбиоза с клубеньковыми бактериями. Но каков путь азота поступает ли он в растение через корни или через листья представляют ли населенные бактериями корневые клубеньки фабрику или только склад накопляемых растением азотистых соединений Этот вопрос был разрешен русским физиологом П. Коссовичем посредством опыта, столь же изящного по идее, сколь и убедительного по результатам. Коссович создавал для растения искусственную атмосферу, в которой азот воздуха был замещен водородом как физиологически инертным газом. [c.459]

Из натуральных питательных сред можно с успехом использовать пивную барду, нарезанный стерилизованный картофель, морковь, сахарную свеклу или прорастающие зерна кукурузы. Для культивирования гриба можно также использовать и другие предварительно простерилизованные материалы листья, разлагающиеся растительные остатки, мертвых насекомых. Выделение гриба лучше всего производить на агар с суслом, высевая на среду конидии, аккуратно собранные с чистых мест плодоношения мокрой [c.342]

Вместе с тем при культивировании этих клеток на среде, стимулирующей деление клеток, они дифференцируются и образуют колонии каллусных клеток. Ниже перечислены ферментные препараты и условия, позволяющие мацерировать ткань мезофилла листа с получением отдельных тканевых клеток [c.28]

Побеги срезают крупные базальные листья, и разрезают на кусочки длиной 4 см (или более, если кусочек помещается в сосуде для культивирования). Длинные отрезки черешков можно получить аналогичным способом. [c.177]

Исходя из этих наблюдений, Бухер [41] разработал среду для культивирования бактерий, на которой ему удалось вырастить культуру в анаэробных условиях. Основой среды является вытяжка из листьев кормовых растений гусениц. Для приготовления [c.238]

Листья, на которых растут гифы, при их просмотре сбоку выглядят блестяще-шелковистыми. От нитей гриба отходят боковые короткие ответвления с подобными конидиям шаровидными скоплениями клеток на концах (спородохиями), Такие споры прочно удерживаются в скоплениях, в то время как боковые отростки гиф, на которых они образовались, высыхают и легко обламываются. Ветер разносит спородохии, и болезнь быстро распространяется. При искусственном заражении насекомые погибают через 9 дней, а через 16 дней появляется строма гриба, которая разрастается по дереву. Культивирование гриба на искусственных питательных средах не удается, поэтому для введения инфекции в биоценозы, где этого гриба нет, вносят ветки растений с зараженными бело-крылками, высаживают в насаждениях деревья с пораженными грибом вредителями или проводят опрыскивание деревьев суспензией, в которую смыты спородохии с ветвей, зараженных погибшими от гриба насекомыми. Такая колонизация паразита во многих случаях успешно снижала численность вредителя [50]. Данных о грибах этого рода в Европе в литературе нет. [c.347]

Имеющаяся информация не дает возможности полностью оценить истинное влияние температуры на эффективность действия заданных концентраций S02, H l или HF. Это относится к влиянию температурного фактора до, во время и после газации загрязнителем. На основании анализа результатов экспериментов с фотохимическими окислителями, проведенных для выяснения роли температурных условий в период культивирования растений (Kendri k et al., 1953 Juhren et al., 1957), было сделано заключение о снижении чувствительности растений после пребывания в течение одного или нескольких дней перед газацией при низких или высоких температурах, в то время как после пребывания при нормальных температурах чувствительность увеличивалась. Четыре сорта табака, выдерживавшиеся в течение двух недель перед воздействием озона при дневной температуре 20°С и ночной 15°С, обладали большей устойчивостью, чем растения, выращивавшиеся при температурах 25 и 20°С соответственно. Учитывая существование зависимости между чувствительностью растения и содержанием углеводов в листьях (см. разд. 2.5.1.1), повышение чувствительности в условиях высокой температуры может быть объяснено как следствие больших скоростей дыхания. При продолжительном культивировании растений в различных температурных условиях особенно трудно отделить влияние различных стадий развития от прямого влияния температуры на чувствительность растений. [c.67]

Культивирование растений и структура древостоя. Отдельно стоящие деревья и кустарники, равно как и расположенные на лесной опушке, более подвержены действию загрязнителей, чем те, которые находятся внутри древостоя. Раннее смыкание лесонасаждений поэтому дает некоторую защиту от загрязнителей. Недавними исследованиями (Ulri h, 1972) показано, что это объясняется не только изменениями воздушных потоков, но и фильтрующим действием листьев, ветвей и стеблей. Проникновение загрязнителей в древостой замедляется при уменьшении расстояния между отдельными растениями [c.170]

Тот факт, что нри действии перекиси водорода образовалось такое большое количество углекислоты, ясно доказывает, что и здесь оказывала действие специфическая пероксидаза, которая окисляла резервные вещества при помощи оксигеназы, а по использовании последней — при помощи прибавленной перекиси водорода. Что здесь действительно имеет место ферментативное окисление резервных веществ, вытекает далее из того, что этиолированные листья Vi ia Faba, культивированные на сахар ном растворе, при одинаковых условиях дали в токе воздуха 2743 мг, с перекисью водорода — 4932 мг углекислоты на 100 г листьев. Чем больше было количество резервных материалов в листьях, тем больше выделялось углекислоты при обработке объектов воздухом и перекисью водорода. [c.406]

Кипарис кашмирский — upressus as hmeriana Ro-yle — вечнозеленое дерево до 18 м высотой с пирамидальной кроной, восходящими ветвями и длинными, тонкими, изящно повисающими уплощенными побегами. Интродуцирован из Индии. Листья чешуевидные, мелкие, до 2 мм длиной, ромбовидно-яйцевидные, сине-зеленые, с эфироносными желёзками, у молодых экземпляров — линейно-шиловидные. Высокая требовательность к теплу и влаге делает этот вид самым пригодным из кипарисов для культивирования в интерьере. [c.73]

Пеперомия сморщенная — Р, aperata Puiz, et Pav,—миниатюрный вид с длительно прямостоячими, позднее полегающими стеблями. Мелкие темно-зеленые гофрированные листочки красиво контрастируют с изящными белыми несколько изогнутыми колосовидными соцветиями. Черешки листьев нежные и хрупкие. Ценное растение для миниатюрных изысканных аранжировок. Требует внимательного ухода. Лучшая земельная смесь листовая, перегнойная и песок (2 2 1), Приемы культивирования те же, что и для других видов, [c.113]

Достаточно хорошо разработана технология клонального микроразмножения земляники, основанная на культивировании апикальных меристем (рис. 3.12). Меристематические верхушки изолируют из молодых, свободных от вирусных болезней, растений и выращивают на модифицированной питательной среде Мурасига и Скуга, содержащей БАП в концентрации 0,1—0,5 мг/л. Через Ъ—А недели культивирования меристема развивается в проросток, в основании которого формируются адвентивные почки, которые быстро растут и дают начало новым почкам. В течение 6—8 недель образуется конгломерат почек, связанных между собой соединительной тканью и находящихся на разной стадии развития. Появляются листья на коротких черешках, в нижней части которых формируются новые адвентивные почки. Эти почки разделяют и пересаживают на [c.112]

Одним из результатов проведенных исследований явилось наблюдение, что в растениях из семейства пасленовых тропановые алкалоиды образуются главным образом в корнях . Объектами исследования обычно служили белладонна, дурман и виды дубоизии Duboisia), причем опыты по культивированию были аналогичны опытам, вкратце изложенным при описании алкалоидов табака. Однако проблема селекции в действительности сложнее, чем может казаться, судя по результатам этих специальных наблюдений так, Джемс в отчете по исследованию биосинтеза алкалоидов белладонны констатирует, что алкалоиды сначала образуются в меристеме корешка и могут быть обнаружены, когда корешки достигнут длины 3 мм, но наряду с этим показывает, что можно добиться увеличения содержания алкалоидов даже в отрезанных листьях белладонны. Из этого он делает вывод, что нахождение алкалоидов в листьях может вызываться двумя причинами синтезом в самих листьях или перемещением алкалоидов из корня. [c.15]

Подходящими эксплантатами считаются целые стерильные проростки, эксплантаты проростков (например, гипокотили, семядоли, листья и корни), эксплантаты выращенной в теплице рассады, более зрелые или размножаемые in vitro растения (например, корень, стебель, лист, черешок, фрагменты цветковых и запасающих органов). Состав используемых сред в какой-то мере зависит от вида растения и типа эксплантата. Например, для роста проростков или эксплантатов побегов может подойти среда, используемая для поддержания культуры побегов того же вида растения. С другой стороны, фрагменты запасающих тканей (клубней, главных корней) часто сохраняют жизнеспособность в течение нескольких недель при культивировании на агаризованной среде, содержащей только неорганические соли. У большинства видов растений корончатые галлы или косматые корни развиваются на больших эксплантатах, культивируемых на простых средах, не содержащих фитогормонов. Главное требование к ростовой среде, используемой при трансформации и развитии опухоли, заключается в том, чтобы она обеспечивала жизнеспособность эксплантата при ограниченном образовании каллуса. При использовании небольших эксплантатов в состав среды можно включить и микродобавки ростовых веществ, чтобы сохранить эксплантат и обеспечить ограниченное деление окружающих рану клеток во время инкубации с агробактериями. Проблему выживаемости эксплантата можно решить, [c.108]

В последующие 5—20 дней периодически наблюдают за эксплантатами побегов, следя за появлением признаков образования корней, хлороза и формирования новых листьев. Некоторые нетрансформированные побеги часто успевают пускать новые побеги прежде, чем становятся хлоротическими, а впоследствии погибают только через несколько недель культивирования на среде, содержащей селективный агент (например, канамицин). Однако в большинстве случаев только трансформированные побеги успешно укореняются на среде, содержащей канамицин. Следует еще раз отметить, что часть побегов, полученных из листовых дисков, нередко укореняется в присутствии селективного агента такие неудачи в порядке вещей. [c.126]

Растительный протопласт — это по существу клетка с удаленной клеточной стенкой. При правильном культивировании протопласты табака, например, будут заново синтезировать клеточную стенку н вступят в митоз. Таким образом, культивирование протопластов — это удобный путь получения популяций, состоящих из отдельных клеток. Процедура выделения протопластов зависит от вида растения и природы исходного материала (например, мезофилл листа, срезы проростков илн культивируемые в суспензии клетки). Протопласты обычно высвобождают из растительных тканей путем расщепления клеточной стенки смесью пектиназ, целлюлаз и гемицеллюлаз, растворенных в среде с высоким осмотическим давлением. Такая среда сдерживает тургор и не дает клеткам лопнуть. [c.143]

НЫХ видов (или даже различных разновидностей одного и того же вида ) требует больших временных затрат и значительных усилий и должна проводиться только в том случае, если другие пути получения трансформантов не увенчались успехом. В частности, до сих пор не удавалось эффективно регенерировать нормальные побеги из протопластов основных видов злаковых и зерновых бобовых культур. Кроме того, регенерация побегов остается проблематичной для многих овощных и фуражных бобовых культур, несмотря на то что для них были успешно разработаны системы протопластов. В приведенном эксперименте в качестве модельной системы используется выделение и культивирование мезофильных протопластов из листьев N. taba um (сорт SRI). [c.145]

Удаление нижнего эпидермиса — это трудоемкая и требующая большого мастерства процедура. Награда за терпение заключается в том, что полученные при этом популяции протопластов, как правило, содержат высокий процент жизнеспособных клеток. Описаны альтернативные способы быстрого выделения протопластов, в которых используют мелко нарезанные кусочки листа стерилизованных выращенных в теплице или размножаемых in vitro растений. С одной из таких методик читатель может ознакомиться в приложении 2 [VI]. Популяции протопластов, выделенных быстрыми методами, обычно содержат много мертвых клеток и деб-рис, однако, тем не менее, вполне пригодны для трансформации путем совместного культивирования с агробактериями. [c.147]

В процессе образования корончатого галла агробактерии способны трансформировать клетки, прилежащие к поврежденной ткани, которые претерпевают клеточные деления в ответ на поранение. Клетки интактного растения, как правило, проявляют максимальный онкогенный ответ на инфекцию А. tumefa iens между 1,5 и 3 днями после поранения. У различных видов эта компетентная фаза совпадает с первыми клеточными делениями в ответ на поранение. Как было показано [50], раневой ответ можно имитировать в культуре тканей, если превратить покоящиеся мезофильные клетки листа или активно делящиеся клетки суспензионной культуры в протопласты и индуцировать регенерацию клеточной стенки и клеточное деление в соответствующей среде. В определенной фазе становления культуры протопластов клетки компетентны для трансформации Л. tumefa iens. Технология совместного культивирования предусматривает инкубацию протопластов в присутствии агробактерий в соответствующей жидкой питательной среде и позволяет получать большое число трансформантов в контролируемых условиях, Варьируя условия культивирования, плотность высева и изменяя процедуру селекции, можно получить трансформированные колонии клонального происхождения. Важно иметь в виду, что корончатые галлы — это смесь нетрансформированных и различных типов независимо трансформированных клеток и, следовательно, фенотип галла представляет собой сумму фенотипов всех клеток, обнаруживаемых в опухоли. Однако клеточная популяция трансформантов, полученных с помощью сов- [c.151]

Рис. 9. Культура пыльников картофеля in vitro. А — при культивировании пыльников картофеля на специальной питательной среде отдельные клетки микроспор (незрелые пыльцевые зерна) переходят к интенсивному делению образуется кал-люс. Л — из каллюса можно индуцировать морфогенез — образование стеблевых почек. В — в конце концов из почек образуется растение картофеля (с корнями, стеблем и листьями), которое можно пересадить из пробирки в почву

Использование плотиков, плавающих на поверхности жидкой среды, не обеспечивает идеальных условий культивирования. Плотик часто тонет, и ткани оказываются погруженными в среду, причем на разную глубину. Эта проблема была решена с помощью техники сеток , предложенной Троувеллом [17]. Он предложил металлическую сетку, сплетаемую вначале из танталовой проволоки. В дальнейшем танталовая сетка была заменена более жестким, пригодным для прокатки металлом, например листами нержавеющей стали [18] или титана [19]. Сетка представляет собой квадрат с поверхностью 25х Х25 мм с отогнутыми краями, образующими четыре ножки высотой около 4 мм. Скелетные ткани можно культивировать [c.216]

Органы, ткани, суспензии растительных клеток, протопластов культивируют на питательных средах (твердых агаровых или жидких), включающих макро- и микроэлементы минерального питания, сахара (чаще сахароза или глюкоза), витамины, аминокислоты или гидролизат казеина, фитогормоны (цитокииины, ауксины, гиббереллины и биологически активные вещества). Все живые, изолированные клетки и ткани разных органов растений (стебля, корня, листа, стеблевой меристемы, частей цветка покрытосемянных, гаметофитов голосемянных и споровых растений) при определенных условиях культивирования образуют каллусную ткань, состоящую из дедифферен-цированных клеток. Изменяя условия культивирования кал-лусной ткани, можно вызвать дифференциацию клеток, образование регенерационных меристем и восстановление целого-растения (рис. 70). [c.408]

Трансформация агробактериями. В зависимости от цели экспериментов и степени изученности объекта возможны несколько способов трансформации растительных клеток агробактерия ми и регенерации из них целых растений. Простейший из способов предложен дня модельных растений (Hors h et а , 1985). Из молодых листьев готовят диски размером несколько миллиметров, стерилизуют их поверхность и инокулируют в жидкую среду, которая содержит агробактерии, несущие рекомбинантные векторы. При этом происходит инфицирование растительных клеток, находящихся на краях диска. После двух дней культивирования диски переносят на плотную среду с карбенициллином (убиение агробактерий), канамицином (отбор растительных Ю1еток, приобретших ген neo) и высоким содержанием циго-кинина (индукция образования побегов). На этой среде сначала в отдельных местах по краям диска происходит образование каллуса, из которого через 2—4 недели развиваются побеги (рис. 12.4,а). Затем каллус с побегом отделяют и переносят на среду с повышенным содержанием ауксина, индуцируя образование корней. Через дополнительные 2—4 недели растение переносят в почву. [c.380]

Техника культивирования каллусных тканей. Большинство эксплантатов образуют первичный каллус, который можно субкультиви-ровать, через 6—8 нед. В асептических условиях каллус следует перенести пинцетом в стерильные чашки Петри, скальпелем отделить каллусную ткань от исходного эксплантата или некротических участков в центре и на нижней стороне каллуса и, разделив каллус на несколько кусочков (5X5 мм), перенести на свежую питательную среду. (Рекомендуется положить кусочек срезанной поверхностью на агар и осторожно прижать его к среде. Использованные пинцеты и скальпели опускаются в 96 %-ный спирт и в процессе работы обжигаются в пламени спиртовки и остужаются между листами стерильной бумаги. [c.240]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология