Инсулин этерификация

Установлено [56, 57, 216], что при этерификации белков 0,1 и. раствором НС1 в метаноле увеличивается содержание аминного азота, яо в щелочной среде вследствие обратной ацильной перегруппировки содержание аминного азота падает. В инсулине [56] наименее устойчивым остатком оказался остаток треонина. [c.223]

Фиг. 79. Газовая хроматограмма частичного кислотного гидролизата А-цепи инсулина после этерификации, трифторацетилирования и десульфирования.

В ходе инкубации в течение 24 час при 25° может произойти частичный алкоголиз амидных групп в случае инсулина за счет алкоголиза освобождалось примерно 6,6 о всего амидного азота. Далее остатки серина и треонина в ходе этерификации могут подвергаться N.0-ацильной миграции. Ацильной миграции, по-видимому, не происходит в тех случаях, когда сложные эфиры белка получают при помощи диазометана. Пептиды с высоким молекулярным весом следует обрабатывать подобно белкам. Метиловые эфиры простых пептидов удобно получать путем растворения свободных пептидов в метаноле, насыщенном хлористым водородом, с последующим концентрированием раствора в вакууме при комнатной [c.200]

Ацетилирование-свободных аминогрупп инсулина не влияет на биологическую активность ацетилирование фенольной гидроксильной группы тирозиновых остатков приводит к обратимому снижению активности [757, 1907]. Этерификация свободных карбоксильных групп инсулина сопровождается инактивацией гормона, но после гидролиза сложноэфирных групп активность восстанавливается. В определенных условиях с формальдегидом реагируют только амино- и гуанидиногруппы инсулина при такой модификации молекулы инсулина гормональная активность сохраняется. Иодирование тирозиновых остатков приводит к обратимой инактивации [757, 1907]. [c.472]

Эти разнообразные алкилирующие агенты применялись главным образом для метилирования фибриллярных белков (шерсть, фиброин шелка и желатина) [75—77], при изучении структуры этих белков и при поисках их ценных производных. Серьезному исследованию был подвергнут также инсулин [78]. Чарльз и Скотт [79], обрабатывая инсулин йодистым метилом, добились почти полного инактивирования этого кристаллического гормона. Обработка разбавленной щелочью при 0° привела к восстановлению 30% его активности. Хотя сами ваторы и не считают, что инактивирование инсулина обусловлено этерификацией, другие исследователи впоследствии отмечали, что условия реакции были благоприятными для этерификации, и указывали на лабильность образовавшейся эфирной связи в щелочной среде [18, 19] (см. ниже). Иенсен и его сотрудники [80] сообщили об уменьшении содержания цистина в инсулине после обработки последнего диазометаном и йодистым метилом, а также об уменьшении содержания аминного азота при опытах с диазометаном. Оба эти реагента инактивируют инсулин обратимо. Возможно, что одновременно происходят как этерификация, так и метилирование. Помимо этих исследований, Гауровитцом [81] было произведено исчерпывающее метилирование гемоглобина и яичного альбумина диметилсульфатом, а Херриотт [18] сообщил, что при введении 15 метоксильных групп в молекулу пепсина последний инактивируется. [c.296]

Изложенный выше метод применим для изучения влияния этерификации на биологическую активность только тех белков, которые не денатурируются кислотой или спиртом. Недавно он был применен для исследования инсулина и лактогенного гормона передней доли гипофиза. В случае лактогенного гормона был сделан вывод [83], согласно которому карбоксильные группы являются существенно важными для проявления его биологической активности. При этом было, однако, установлено, что. этерифика-ция может привести к изменению физической природы молекулы вследствие разрыва водородных или ионных связей или к изменению суммарного заряда. Изучая метиловый эфир инсулина, Мом-мертс и Нейрат [84] нашли, что при измененных соответствующим образом условиях происходит полная этерификация одних только карбоксильных групп указанного гормона и тем самым подтвердили специфичность этой реакции. Уменьшение [c.297]

Несмотря на то, что при введении в белок или отщеплении от него какой-либо группы следует ожидать лишь незначительного изменения молекулярного веса белка, вторичные процессы могут привести к димеризации, агрегации или диссоциации. Выше уже были описаны некоторые примеры, а именно 1) влияние малонилирования или образования меркаптида на сывороточный альбумин и 2) этерификация инсулина, в результате которой происходят диссоциация и вторичная агрегация. Следует отметить также полимеризацию относительно нерастворимой, но в значительной степени дезаминированной фракции А яичного альбумина. Кроме того, измерениями осмотического давления [118] было показано, что обработка сывороточного и яичного альбуминов формальдегидом ведет к появлению межмолекулярных поперечных связей. Тот факт, что для белковых производных почти не проводились измерения формы молекул, также следует подчеркнуть особо, поскольку изменение асимметрии является [c.344]

Одним из затруднений является нерастворимость некоторых производных белка. Это приводит к необходимости титрования в гетерогенной среде, что дает неясные результаты. О влиянии формальдегида на те участки кривых титрования белков, которые расположены в щелочной области, было уже упомянуто выше вопрос этот рассмотрен также в статье IV т. II. При дезаминировании белков <=.-аминогруппа лизина превращается в алифатическую гидроксильную группу, которая не реагирует с кислотами и основаниями. При дезаминировании желатины конечная кривая титрования обнаруживает почти полную потерю групп, титрующихся в интервале рН 8,5—12, и смещение изоэлектрической точки в кислую сторону однако та часть кривой, которая соответствует карбоксильным группам, повидимому, не изменяется [155, 156]. Эти результаты давно уже привели к выводам, имеющим важное значение для интерпретации кривых титрования белков [157]. Поведение карбоксильных групп также можно было бы изучить, блокируя их путем обработки кислым раствором метилового спирта, что обеспечивает полную и специфическую этерификацию. Указанный метод был применен к инсулину, однако неизмененный гормон, к сожалению, осаждается как раз в области рК карбоксильных групп. Тем не менее Моммертс и Нейрат [84] нашли, что подавление буферного действия до нуля, указывающее на полное отсутствие титруемых карбоксильных групп, достигалось только в том случае, когда содержание метоксильных групп соответствовало исходному количеству карбоксильных групп. Таким образом, кривые титрования измененных белков можно использовать для оценки природы и числа ионизирующихся групп в исходном белке или для расчета количества введенного группоспецифического реагента. [c.346]

Для восстановления С-концевых аминокислот ди- и трипеп-тидов использовали коммерчески доступный дигидробис(2-мето-ксиэтокси) алюминат натрия [75]. Метод позволяет исключить предварительную этерификацию карбоксильных групп. Аминоспирты идентифицировали бумажной хроматографией. До сих пор неизвестно о применении этого способа восстановления для определения С-концевых аминокислот белков. Сообщалось, что NaBH4 в водном растворе (но не в органическом растворителе) селективно и почти количественно восстанавливает этерифици-рованные С-концевые аминокислоты в соответствующие спирты [32]. При работе с лизоцимом, инсулином быка, конканавалином А были получены ожидаемые производные, при этом не была обнаружено побочных процессов. Этот подход может быть доведен до практической методики С-концевого анализа белков, хотя дальнейшее развитие событий во многом зависит от степени надежности аналитического определения аминоспиртов, получающихся из всех обычных аминокислот. [c.497]

Метаболизм в мозгу, мышцах, жировой ткани и печени сильно различается. У нормально питающегося человека глюкоза служит практически единственным источником энергии для мозга. При голодании кетоновые тела (ацетоацетат и 3-гидрокси-бутират) приобретают роль главного источника энергии для мозга. Мышцы используют в качестве источника энергии глюкозу, жирные кислоты и кетоновые тела и синтезируют гликоген в качестве энергетического резерва для собственных нужд. Жировая ткань специализируется на синтезе, запасании и мобилизации триацилглицеролов. Многообразные метаболические процессы печени поддерживают работу других органов. Печень может быстро мобилизовать гликоген и осуществлять глюконеогенез для обеспечения потребностей других органов. Печень играет главную роль в регуляции липидного метаболизма. Когда источники энергии имеются в достатке, происходят синтез и этерификация жирных кислот. Затем они переходят из печени в жировую ткань в виде липопротеинов очень низкой плотности (ЛОНП). Однако при голодании жирные кислоты превращаются в печени в кетоновые тела. Интеграция активности всех этих органов осуществляется гормонами. Инсулин сигнализирует об изобилии пищевых ресурсов он стимулирует образование гликогена и триацилглицеролов, а также синтез белка. Глюкагон наоборот, сигнализирует о пониженном содержании глюкозы в крови он стимулирует расщепление гликогена и глюконеогенез в печени и гидролиз триацилглицеролов в жировой ткани. Адреналин и норадреналин действуют на энергетические ресурсы подобно глюкагону отличие состоит в том, что их основная мишень-мышцы, а не печень. [c.296]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология