Стехиометрия в митохондриях

Принимая во внимание отрицательный итог всех попыток найти высокоэнергетические промежуточные соединения, а также очевидную необходимость интактной мембраны, Митчелл в 1961 г. предложил химио-осмотическую теорию окислительного фосфорилирования [97, 98]. В этой теории также принимается в расчет наличие энергозависимых процессов, таких, как накопление митохондриями катионов. Принципиальные положения теории Митчелла проиллюстрированы на рис. 10-12. Предполагается, что во внутренней мембране митохондрии имеется протонный насос, приводимый в действие потоком электронов этот насос выкачивает протоны из матрикса через мембрану. Идея о выкачивании протонов путем переноса электронов сама по себе не нова еще ранее высказывалось предположение, что этот механизм лежит в основе накопления в желудке соляной кислоты. Как указано на рис. 10-12, окисленный переносчик В при восстановлении в форму ВН приобретает два протона. Эти протоны не обязательно должиы поступать от восстановленного переносчика АНг, и Митчелл предположил, что они захватываются из раствора на внутренней стороне мембраны, т. е. со стороны матрикса. Затем, когда ВНг вновь окисляется под действием переносчика С, протоны освобождаются, но уже с наружной стороны мембраны. Митчелл привел данные, свидетельствующие о наличии требуемой стехиометрии процесса на каждые два протона, прошедшие через мембрану, синтезируется одна молекула АТР. Отсюда следует, что в цепь переноса электронов должно быть встроено три разных протонных насоса, соответствующих трем участкам фосфорилирования. [c.419]

Рис. 9-72. В митохондриях и хлоропластах разных организмов места синтеза субъединиц АТР-син-тетазы различны. Структура ферментного комплекса представлена схематически, без учета относительных размеров и стехиометрии субъединиц.

Митохондрии, выделенные из листьев шпината/ декарбокси-лируют глицин в соответствии со стехиометрией уравнений [c.421]

Важно, не путать реакции, описываемые уравнением (11-9), когда они протекают в анаэробных клетках, с тесно сопряженной парой окислительно-восстановительных реакций в случае гомоферментативного молочнокислого брожения (гл. 9, разд. Е, 1, а). Смысл вывода, к которому пришли Кребс и Вич, соотоит по существу в том, что стадии а и 0 в уравнении (11-9) находятся в большинстве случаев в равновесии, а стадия б может протекать относительно медленно. Кроме того, следует иметь в виду, что пируват утилизируется во многих других метаболических реакциях, а АТР гидролизуется и превращается в ADP в результате многочисленных процессов, протекающих в клетке. Восстановленный NAD не вступает в цикл между двумя ферментами в стехиометри-ческих количествах, и образующиеся восстановительные эквиваленты NADH в большей части переносятся в митохондрии. Смысл реакций, описываемых уравнением (11-9) состоит в том, что окислительно-восстановительные пары составляют окислительно-восстановительную буферную систему определенного типа, которая поддерживает отношение [NAD+]/[NADH] на уровне, необходимом для ее метаболического функционирования. [c.470]

Глиоксилатный путь часто рассматривают как часть цикла трикарбоновых кислот. Схема, приведенная на рис. П-6, дает четкое представление о его стехиометрии. У бактерий глиоксилатный путь, по-видимому, пространственно не отделен от цикла трикарбоновых кислот . У некоторых же растений часть ферментов, необходимых для глиоксилатного пути, локализована в глиоксисомах, а остальные — в митохондриях (рис. И-6). [c.481]

Число точек фосфорилирования и их локализация в цепи переноса электронов были установлены с помощью целого ряда прямых и косвенных методов. Прямые измерения обычно проводят с помощью полярографического метода, определяя поглощение кислорода, или же используют изотопную метку (Р ), или, наконец, определяют образование АТФ или убыль АДФ с помощью ферментативных методов. Сравнение полученных при этом значений для отношения Р/0 показало, что для истинного фосфорилирования, обусловленного реакциями в дыхательной цепи, отношение Р/0 равняется 3 (окисление восстановленного НАД и субстратов НАД-дегидрогеназы) и 2 (для субстратов флавиновых ферментов, например для сукцината). Поскольку стадии, следующие за реакциями, которые протекают с участием флавопротеидов, для всех субстратов одинаковы, одна из точек фосфорилирования должна быть локализована в пределах комплекса I. Оставшиеся две точки, таким образом, должны быть расположены на коротком отрезке цепи между коферментом Q (цитохром Ъ) и Ог- Одна из них (точка 2), вероятно, локализована между коферментом Q и цитохромом (или с), т. е. в пределах комплекса III. Такое заключение подтверждается тем, что в системе, в которой цитохромоксидаза блокирована с помощью H N, для окисления восстановленного НАД или В- 3-оксибутирата при добавлении цитохрома с величина Р/2о (то же, что и Р/0) оказывается равной 2. О локализации третьей точки фосфорилирования в области цитохромоксидазы можно судить по результатам только что описанных экспериментов, а также исходя из того факта, что окисление аскорбиновой кислоты — переносчика, способного отдавать электроны только цитохрому с,— в присутствии тетраметил-га-фениленди-амина (ТМФД) характеризуется отношением Р/0, равным единице. Ни скорость, ни стехиометрия этой реакции не изменяются в присутствии антимицина А. В основном к тем же выводам пришли Чанс и Уильямс, исходя из своих экспериментов с использованием ингибиторов (см. стр. 392). Когда к интактным митохондриям добавляют субстрат и Фн, наблюдается явление, получившее название дыхательного контроля] при этом в отсутствие АДФ скорость дыхания становится очень низкой (так называемое состояние 4). После добавления АДФ система возвращается в состояние 3. [c.394]

Сопрягающий фактор АТФазы (фактор Fi для митохондрий или Fi для хлоропластов) представляет собой полифункциональный белок, имеющий сложную четвертичную структуру. Он построен из трех типов крупных субъединиц (а, Р, у с молекулярной массой 30000-60000) и двух типов минорных субъединиц 8, s с молекулярной массой 11000-20000). Стехиометрия комплекса (азРзу8е- Разложение его на отдельные субъединицы ведет к потере ферментативной активности. Шляпка высотой 80 А и шириной 100 А (Walker J., 1994) грибовидного выроста Н+-АТФазы соответствует фактору F, частично погруженному в мембрану, а основание — гидрофобным белкам комплекса Fq, который включает три типа полипептидов (а, Ь, с) с молекулярными массами от 6500 до 30 ООО и обеспечивает связывание фактора Fi с мембраной и перенос протонов при работе фермента. На каждую пару а-р-субъединиц приходится по одному полипептиду а, по два белка и по 9-12 копий с-белка водорастворимого комплекса. Субъединицы а и р гомологичны, они уложены в белковые глобулы, которые образуют единый ансамбль, в котором а- и р-субъединицы расположены поочередно вокруг у-субъединицы, имеющей вид слегка изогнутого стержня длиной 90 А. Существуют кинетические и структурные доказательства наличия 3-х взаимодействующих гидролитических мест, по одному на каждой р-субъединице, отделенных друг от друга на 120 градусов, у-субъединица как бы выступает из глобулы Fi, играя роль связующего звена между мембранами Fi и водорастворимыми Fg фрагментами АТФазы. [c.222]

Существенным для понимания всех аспектов переноса электронов в мембранах, а также сопряженных с ним процессов является вращательная и латеральная диффузия не только подвижных переносчиков, но и отдельных комплексов и их агрегатов. Подвижность комплексов приводит к тому, что теряет смысл понятие единой структурной электронтранспортной цепи, так как стехиометрия взаимодействия комплексов определена лишь в среднем и может меняться при изменении внешних условий. Если регулируемая условиями внешней среды латеральная асимметрия в распределении комплексов переносчиков достаточно хорошо установлена для фотосинтетического аппарата высших растений, то, несомненно, аналогичные процессы регулирования пространственной обособленности отдельных реакций могут происходить и у фотосинтезрфующих бактерий и митохондрий. Динамическая организация электронного транспорта, проявляющаяся в процессах агрегации— дезагрегации как отдельных переносчиков электронов с комплексами, так и самих комплексов, приводит к быстрому и высокоэффективному переносу электронов (внутри комплексов), увеличивает надежность функционирования цепи переноса электронов, обеспечивая возможность замены вышедших из строя элементов, а также их встраивание в процессе б иогенеза и, кроме того, обеспечивает возможность эффективных способов регуляции транспорта электронов за счет изменения степени агрегации комплексов, их пространственной обособленности и взаимного положения в мембране. Асимметричная латеральная и трансмембранная организация комплексов в мембране может направленно регулироваться такими факторами, как липидный состав мембраны, соотношение липид/белок, микровязкость, энзиматическая модификация белков, ионный состав среды и др. [c.286]

Биоэнергетические системы in vivo являются открытыми. В экспериментах с изолированными органеллами часто оказывается возможным создать условия равновесного превращения одной формы энергии в другую, если заингибировать последующие стадии процесса. Например, в изолированных митохондриях может устанавливаться равновесие между Ар.н+ и AGp (АТР/ /ADP+Pi), если в системе отсутствуют любые внемитохондри-альные АТР-азы. В этих условиях можно рассчитывать термодинамическую стехиометрию процесса (разд. 4.4). [c.64]

Электрическая цепь характеризуется двумя основными параметрами разностью потенциалов (в вольтах) и силой тока (в амперах). Измерив эти величины, можно рассчитать и другие параметры, такие, как уровень передачи энергии (в ваттах) или сопротивление компонентов цепи (в омах). На рис. 4.1 показана простая электрическая цепь, а также аналогичный протонный цикл во внутренней мембране митохондрий (цикл, существующий в фотосинтетической мембране, практически не отличается от изображенного на рис. 4.1). В разомкнутой цепи (рис, 4.1, А) электрический потенциал максимальный, но ток не течет, поскольку разность редокс-потенциалов, создаваемая батареей, точно уравновешивается разностью электрических потенциалов. В силу того что окислительно-восстановительные реакции в батарее прочно сопряжены с переносом электронов, в этих условиях химических реакций не происходит. В случае митохондрий протонный цикл оказывается разомкнутым, если протоны, выброшенные при работе дыхательной цепи, не могут вновь вернуться в матрикс. Как и в случае электрической цепи, мембранный потенциал в этих условиях максимальный и разность редокс-потенциалов в протонтранснортирующих участках дыхательной цепи (разд. 5.3) находится в равновесии с разностью электрохимических потенциалов протонов [с учетом стехиометрии Н7е (разд. 3. 8)]. Если редокс-реакции жестко сопряжены с переносом протонов, то в этих условиях дыхания не происходит. [c.69]

Путь переноса электронов из общего пула убихинонов до цитохрома С2 полностью не выяснен. В случае Rps. sphaeroides удается идентифицировать 3 Ре/5-белка, а также 2 или 3 цитохрома типа Ь, различающиеся по величине Ет,г (—90 мВ, -f50 мВ, Н-15 мВ соответственно). Для выяснения механизма переноса существенны следующие два наблюдения. Во-первых, в присутствии валиномицина (препятствующего образованию Аг )) стехиометрия переноса протонов в хроматофорах составляет 2Н+/е , если свет подается последовательными вспышками, каждая из которых индуцирует один цикл переноса электронов. Во-вторых, анализ сдвига спектра каротиноидов в ответ на одну такую вспышку указывает на существование третьей медленной электрогенной стадии. Чувствительность этого процесса к ингибиторам по аналогии с митохондриями (разд. 5.8) свидетельствует об участии в нем цитохромов типа Ь. Приведенные [c.138]

Как и в случае митохондрий, при определении стехиометрии Н+/2е для хлоропластов возникают значительные трудности. В литературе нет согласия относительно этой величины. Так называемая Z-схема (рис. 6.1 и 6.10) предсказывает, что при переносе каждых 2е внутри тилакоидов образуется 2Н+ благодаря фотолизу воды и 2Н+ поглощаются из внешней среды при образовании PQH2. Стехиометрия протонов и электронов при работе фотосистемы I зависит от природы конечного акцептора электронов. В том случае, если акцептируются 2Н-атома, из среды поглощаются 2Н+ (рис. 6.10), а при стехиометрическом восстановлении природного акцептораNADP+ (который присоединяет 1Н+Н-2е ) поглощается лишь один Н+. Если же использовать чисто электронный акцептор, например феррицианид, то протоны вообще не поглощаются. Во всех этих случаях внутри тилакоида выделяется 2Н+ благодаря реокислению PQH2 (рис. 6.10). [c.144]

Рис. 8.4. Стационарный цик,пический перенос Са + в митохондриях печени (слева) и сердца (справа). I—дыхательная цепь II — Са +/Н+-обмен в митохондриях печени ///—Ыа+/Н+-обмен в митохондриях сердца /V— Са2+/Ыа+-обмен в митохондриях сердца V —Са2+-унипортер. Стехиометрии на рисунке не показаны.

Стационарный циклический ток Са , Н+ и Ка+ (в митохондриях сердца) не сопровождается переносом значительного количества ионов через мембрану (рис. 8.4). В то же время при суммарном накоплении Са + перенос катиона должен быть скомпенсирован. В отсутствие проникающей слабой кислоты перенос зарядов при накоплении Са + компенсируется за счет выброса протонов при работе дыхательной цепи со стехиометрией 2Н+/Са2+. Это приводит к быстрому повышению АрН и снижению А ф на мембране [Ацн+ остается примерно постоянным (рис. 4.8)]. В этих условиях, например в присутствии М-эТ(Илма-леимида, блокирующего перенос эндогенного Р1 (разд. 7.6), быстро возникает АрН около двух единиц, и значительного накопления Са + не происходит. [c.170]

Как уже отмечалось, роль фактора Р состоит в транслокации протонов между внешней (по отношению к митохондрии или бактерии) водной фазой и областью мембраны, где располагается активный центр фактора Р. Судьба этих протонов может быть двоякой. Если стехиометрия Н+/АТФ равна двум, то они могут поглощаться при АТФ-синтазной реакции [c.139]

Хотя и существует неясность в отношении действительного механизма выделения протонов, его реальное существование не вызывает сомнений. Процесс легко демонстрируется в опытах с интакт-яыми митохондриями, фрагментами митохондрий или субмитохонд-риальными частицами. На основании измерений ранее предполагалось, что на электронную пару на каждом участке фосфорилиро-Бания, т. е. для каждого комплекса I, П1 и IV, имеет место выход 2Н+. Более поздние данные свидетельствуют о возможности иной стехиометрии, а именно 4Н+ на электронную пару на каждом участке. Этого достаточно для синтеза АТР и титрования Pi при его транспорте в матрикс. Пройдя через АТРазу и вернувшись в матрикс, протоны завершают свой кругооборот. Движение протонов -от высокого протонного потенциала к низкому аналогично электрическому току, и поэтому уместно, говоря о нем, употреблять термин протонный ток . [c.446]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология