Замещения реакции белков

Реакция Миллона. При использовании реакции Миллона как реакции на белок основываются на присутствии в большинстве белков тирозина, являющегося замещенным фенолом. [c.120]

В интересах точности не следует утверждать, что биологическая активность определяется каким-либо одним типом функциональных групп (например, фенольными или аминными группами и т. п.) правильнее считать, что данная функциональная группа или определенная часть функциональных групп одного или, возможно, нескольких типов участвует в создании структуры, обусловливающей биологическую активность. Именно эти специфические структурные соотношения можно успешно исследовать при помощи физико-химических измерений. Во-первых, если нельзя показать, что при деблокировании первоначально экранированных функциональных групп биологическая активность восстанавливается, то следует при помощи физических методов установить, что денатурация не имела места. Во-вторых, следует выяснить степень молекулярной и электрохимической гетерогенности производных в ее связи с критерием гомогенности биологической активности. В-третьих, необходимо учесть возможные неспецифические влияния модификации белка на его физическую структуру. Если с одним молем белка вступает в реакцию только один моль реагента, в результате чего образуется совершенно неактивное соединение (как это наблюдается в случае ДФФ-химотрипсина), то можно утверждать, что активность белка обусловлена только одной, хотя и неизвестной до сих пор [141 в], функциональной группой или одним участком белковой молекулы. Однако если интенсивное замещение или блокировка только уменьшают активность, то этот эффект, повидимому, не является специфическим и объясняется общим изменением суммарного заряда или микроскопическим перераспределением. Следует принимать во внимание также и стерические эффекты. В настоящее время большое разнообразие относительно специфических химических реагентов позволяет производить исследование как электростатических, так и стерических эффектов. Это можно сделать, обрабатывая белок, например, такими двумя реагентами, как кетен и недокись углерода, один из которых образует новую нейтральную функциональную группу, а второй превращает основную функциональную группу в группу с кислотными свойствами. Подобным же образом для введения в одно и то же положение положительного или отрицательного заряда, а также для исследования стерических затруднений можно применять диазосоединения. Для такого рода исследований можно воспользоваться целым рядом аналогичных комбинаций. [c.352]

В этой статье повсюду подчеркивались перспективы дальнейшего исследования специфически измененных белков. В заключение внимание читателя обращается на результаты, полученные при химических замещениях в антибиотиках полипептидах, и на особенности таких простетических групп, как нуклеиновая кислота. Серьезные изменения в распределении заряда и в топографии белков могут оказывать лишь незначительное влияние на их активность, тогда как ничтожно малые изменения, вызываемые денатурацией или замещением какой-либо одной группы, способны полностью ликвидировать специфичность. Микроструктуру активных центров можно изучать, сравнивая влияние известных реакций, с одной стороны, на простетическую группу и белок и, с другой стороны, на белок и полипептид. Одновременное исследование белковых производных физическими, химическими и биологическими методами открывает широкие перспективы для выяснения тесной связи между структурой соединения и его активностью. [c.356]

На следующей стадии (стадия г) пептидная цепь переносится к. аминогруппе аминоацил-тРНК, занимающей А-участок, путем простой реакции замещения. Однако на. деле эта реакция протекает сложнее, чем это показано на рисунке. Она сопровождается расщеплением связанного GTP и освобождением Pi и комплекса Ти—GTP. Последний, как показано на рисунке, взаимодействует с Ts при этом вновь образуется димер Tu-Ts и освобождается GDP. Таким образом, суммарная реакция состоит в расщеплении GTP, сопряженном с синтезом пептидной связи. Химия реакции не требует гидролиза GTP. Мы, однако, ле знаем, насколько близко друг к другу располагаются концы двух соседних молекул тРНК. Расстояние между ними может быть достаточно большим. Белки L7 и L12 содержат необычайно много аланина и характеризуются высоким относительным содержанием а-спи-ральных участков. В этом отношении они напоминают мышечный белок миозин. В связи с этим было высказано предположение, что эти белки служат частью мини-мышцы , которая, используя энергию, освобождающуюся при гидролизе GTP, перемещает определенные участки рнбосомного комплекса, сближая между собой аминогруппу и пептидильную группу в пептидилтрансферазной реакции. [c.235]

Обычно для его наблюдения требуются низкие температуры (77 К и ниже). Анализ показал, что в этом белке (пути-даредоксине) содержится по два атома железа и по два кислотно-лабильных атома серы на моль белка. Белок вступает в одноэлектронную реакцию восстановления, причем сигнал ЭПР наблюдается только в восстановленном состоянии. В изящном исследовании [439] путем замены Ре(/ = 0) на Ре(/ = /2) было показано, что сигнал действительно возникает от иона железа. Спектр изотопно-замещенного белка показан на рис. 14-7 (кривая Ь). Уширение резонансных линий (определяемое сверхтонким взаимодействием с Те) доказывает, что в парамагнитном центре присутствует железо. Кроме того, разрешение триплета с распределением интенсивностей 1 2 1 для низкопольной компоненты показывает, что в парамагнитном центре находятся два атома железа. [c.419]

Снижение окислительно-восстановительного потенциала пары Fe"/Fe может быть следствием, во-перных, замены координированного гистидина такими лигандами, как карбоксилат-ион или тирозин, которые имеют тенденцию стабилизировать состояние Fe(HI), или, во-вторых, некоторого кооперативного влияния белка (разд. 7.5 и 7.6). Известны мутантные гемоглобины, в которых гистидин F8 замещен на тирозин в а- или -цепях. Показано, что это приводит к стабилизации состояния Fe(ni), однако не получено никаких сведений о скорости автоокисления ионов Ре(П) [170]. Природа аксиального лиганда в гемоглобинах, миоглобинах и пероксидазах одинакова, так что эти белки представляют собой прекрасный пример того, как белок может влиять на скорость автоокисления и окислительно-Еосиановительный потенциал. Сравним следующие качественные наблюдения над реакциями Fe(H) с кислородом и значения окислительно-восстановительных потенциалов Е° при рн 7 [c.186]

По-видимому, самым убедительным способом доказательства механизма двухтактного замещения является выделение замещенной формы фермента из реакционной смеси в условиях, соответствующих протеканию ферментативной реакции, однако в отсутствие второго субстрата. Если удается это осуществить и показать, что выделенный белок содержит группировку субстрата, подлежащую переносу, но не остаточную группировку донорного субстрата, доказательство Может считаться достаточно строгим. Если, помимо того, можно показать, что выделенное промежуточное производное фермента достаточно быстро реагирует с соответствующим вторым субстратом, образуя второй продукт, и, возможно, с первым продуктом, образуя исходный субстрат, доказательство может считаться полным. Все это настолько ясно, что не требует дальнейших разъяснений. Этот метод, однако, применим, далеко не всегда, так как не всегда удается найти заместитель, который давал бы с ферментом продукт, достаточно стабильный для целей выделения. Тем не менее в литературе описано несколько примеров промежуточных производных ферментов, отвечающих всем этим критериям ацил-а-химо-. трипсин [12], серусодержащая роданеза [13, 14] и КоА-трансфераза [15, 16]. [c.127]

Известно много примеров неполного замещения. Это особенно справедливо в случае ацетилирования аминогрупп кетеном, при котором часто пренебрегали определением количества введенных ацетильный трупп. Даже при длительной обработке кетеном не удается одинаково легко ацетлировать все аминогруппы вируса табачной мозаики [38]. Аминогруппы дифтерийного токсина [39] и сывороточных глобулинов также различаются по реакционной способности. Химические реакции обычно протекают, невидимому, статистически, так что введение небольшого числа заместителей в одну молекулу не оказывается на реакционной способности незамещенных групп этой молекулы. Таким образом, часто наблюдающаяся гомогенность производных белка облегчает правильную интерпретацию их биологических и химических свойств. Химические методы определения количества реагента, введенного. в белок, будут лишь кратко упомянуты. Там, где это возможно, будет дано сравнение эффективности различных реагентов. [c.276]

Во всех проверенных реакциях иодирования белков участвуют тирозин или его производные. При низких концентрациях иодида и в. нейтральных или щелочных растворах иод преимущественно вступает в реакцию замещения с фенольными группами и почти не окисляет белок. Из природных и синтетических иод-содержащих белков были выделены три иодированные аминокислоты 2-иодтирозин, 3,5-дииодтирозин и тироксин. Выделение тироксина из иодированного казеина [127] в настоящее время принимается установленным, однако механизм его образования остается неясным. Херриотт [129а] выделил моноиодтирозин из пепсина, обрабатывавшегося разбавленным раствором иода таким образом, что в молекулу были введены только два атома иода эта работа вызвала полемику [128]. Однако обычно иод [c.316]

Взаимодействие химотрипсина [80] с сероуглеродом также приводит к превращению аминогрупп белка в дитиокарбаматные группы, причем число и характер вступающих в реакцию аминогрупп зависят от условий реакции. В каждой молекуле химотрипсиногена содержится 14 свободных аминогрупп (13 е-аминогрупп и одна а-аминогруппа) [80]. При pH 10,3 и температуре 5° реакция с сероуглеродом, как было найдено, не заканчивается через 6 суток. При более высоких концентрациях белка и прочих равных условиях через 7 суток в реакцию вступают лишь 10 или И аминогрупп из 14 теоретически возможных. При pH 7,5 и температуре 25° через 31 час с сероуглеродом прореагировали лишь 3,2 аминогруппы. Во второй серии опытов, проведенной с химотрипсиногеном, инсулином п Р-лактоглобулином при pH 7,5—7,9, было найдено, что е-аминогруппы этих белков хотя и медленно, но в заметной степени реагируют с сероуглеродом. При pH 6,9 происходит замещение только в одной аминогруппе, которая, как было найдено, находится в а-положении. Превращение 13 е-аминогрупп химотрипсиногена в гуанидиновые группы путем реакции с О-метилизомочевиной и последующее взаимодействие гуани-дированного белка с сероуглеродом при pH 7,3 в течение 1 суток при 25° приводит к получению производного, содержащего один остаток дитио-карбаминовой кислоты в молекуле. При pH 3,0 это производное отщепляет сероуглерод, образуя исходный модифицированный белок. Методом седиментационного анализа было показано, что монодитиокарбаматное производное при pH 8,7 гомогенно и не содеряшт новых поперечных связей. Состав этого производного был установлен путем непосредственного анализа на содержание дитиокарбаматной группы, проведенного двумя разными методами. [c.373]

Вторичная или третичная структура белка может оказывать большое влияние на ту легкость, с которой реакционноспособные атомы водорода могут принимать участие в изотопном обмене. Использование таких эффектов для исследования строения белка было впервые осуш,ествлено в Карлсбергской лаборатории в Копенгагене, в частности Линдерштром-Лангом, который разработал изящный метод наблюдения за процессом обмена. Согласно этой процедуре, белок вначале обрабатывался при повышенной температуре ВаО с целью замещения атомов водорода пептидных звеньев, а также активных атомов водорода белковых цепей (—СООН, —NH2, —ОН, —ЗН и т. д.) дейтерием. Дейтерированный белок затем растворяли в воде, через установленные промежутки времени отбирали пробы раствора, которые замораживали при —60° для прекращения реакции обмена и подвергали сублимации под высоким вакуумом. Затем с помощью метода седиментации в градиенте плотности определяли плотность воды в сублимате [1036]. Недавно был разработан другой экспериментальный метод, который основан на исчезновении полосы инфракрасного поглощения при 1550 см при дейтерировании полипептидов или белков [1037, 1038]. Преимущество этого метода заключается в том, что он может быть приспособлен к сравнительно быстрым скоростям реакции с использованием аппаратуры для остановки реакции. Он отличается от метода седиментации в градиенте плотности тем, что в нем измеряется лишь изотопный обмен атомов водорода в пептидных группах. [c.348]

Эти методы основаны главным образом на экстрагировании белков солевыми растворами различной ионной силы и pH. Для этих целей используют криостатные срезы, а также срезы лиофилизированного материала или ткани, подвергнутой замещению в замороженном состоянии. Срезы, предварительно обработанные растворителями (водой, 1%-ным раствором КаС1, буферными растворами или растворами сульфата аммония или аммиака), подвергают специальному окрашиванию на белок (реакция Мил-лона или реакция с ДНФБ) одновременно с нефиксированными контрольными срезами. Разли я между срезами указывают на присутствие белка, вымьгоаемого определенным раствором. [c.66]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология