Стерилизация автоклавированием

Глюкоза — 10,0 г Дистиллированная вода — до 1 л Вначале растворяют веронал и желатин примерно в 250 мл воды при 56 °С, затем добавляют остальные реактивы. После стерилизации автоклавированием в течение 10 мин при 1 атм доводят pH до нужного значения. [c.110]

На практике чаще всего используют влажную и сухую стерилизацию жаром, а также стерилизацию фильтрованием. Примером влажной стерилизации может служить стерилизация посуды и сред автоклавированием. [c.57]

Выбор режима автоклавирования. В микробиологической практике стерилизацию в автоклавах осуществляют при температуре в пределах 111—138°, т. е. 0,5 до 2,5 ати. Температура ниже 111° Не может считаться надежной температура выше 138°, как правило, не является необходимой, к тому же, чем выше давление пара, тем сложнее условия эксплуатации автоклава. При использовании автоклавов без вакуумных насосов наиболее надежными считаются следующие режимы стерилизации 15—45 мин при 121° (1 ати) и 10—30 мин при 128° (1,5 ати). Микробиологи чаще всего стерилизуют среды при 0,5 и 1 атг/. [c.33]

Прп оценке возможности применения иолимерных. материалов в медицине необ.ходимо учитывать их устойчивость к воздействию 1)азличных видов стерилизации обработке водяным паром прп избыточном давлении 12() кп М-, или 1,2 кгс/см" (автоклавирование) прогреву до 120—130 С в течение 30. ИИ (т. наз. сухожарная стерилизация) обработке этиленоксидом или др. газами (газовая стерилизация) обработке р-рами гидроперекисей, хлорамина, четвертичных аммониевых оснований и др. облучеишо -луча ш, ускоренными элет тронами (радиационная стерилизация). Механизмы процессов, протекаюнщх ири стерилизации полимерных материалов, еще мало изучены. [c.183]

Стандартные приемы стерилизации жидких сред описываются в гл. 23 этого руководства. Для предотвращения распада термолабильных компонентов среды используют стерилизацию фильтрованием. Небольшие объемы простых сред, используемых для культивирования бактерий, автоклавируют непосредственно перед их использованием, но для автоклавирования больших объемов [c.407]

Для достижения температур выше точки кипения воды пользуются автоклавом. Температура насыщенного пара зависит от давления (рис. вЛ2). При доступе воздуха определенному давлению соответствует значительно более низкая температура. Поскольку гибель микроорганизмов под действием влажного жара зависит от температуры, а не от давления, необходимо закрывать автоклав лишь после того, как воздух будет из него вытеснен водяным паром. Воздух удаляется вместе с выходящим паром или в результате отсасывания. При автоклавировании следует измерять температуру, а не давление, хотя по соображениям простоты и безопасности обычно все еще измеряют давление. Продолжительность стерилизации, естественно, зависит от объема (теплоемкости) сосудов, в которых ее проводят (табл. 6.6). [c.208]

При изучения химической и термической устойчивости смол испытание выдержала лишь смола КУ-2. Как уже указывалось, химическая и температурная устойчивость катионитов совершенно обязательны при работе с кровью, так как это обеспечивает неизменность состава крови и позволяет проводить ее заготовку в стерильных условиях. Следует подчеркнуть, что при каждой обработке крови катионит дважды подвергается стерилизации автоклавированием в течение 30 мин. при 120° и 1,2 атм. давления. Хотя катионит в течение 1,5 лет работы подвергался многочисленному автоклавированию и регенерации, каких-либо заметных изменений обменной емкости и других свойств установить не удалось. С увеличением числа регенераций смола только несколько светлеет. [c.189]

Стерилизация насыщенным паром под давлением (автоклавирование) [c.29]

Укупорку культуральных сосудов — пробки или завинчивающиеся крышки — подвергают такой же обработке, как и всю посуду 1) укупорку на этапе мытья с детергентом и последующим полосканием в горячей проточной воде можно подвергнуть кипячению 2) после мытья укупорку следует рассортировать по размерам и разложить в чашки Петри, затем завернуть чашки в бумагу или фольгу 3) стерилизовать (для этих изделий допустим только один способ стерилизации) автоклавированием в течение 30 мин при температуре 121 °С. [c.38]

Культивирование гриба на жидких средах без автоклавирования, перемешивания и принудительной аэрации проводят без предварительной стерилизации среды, ее просто нагревают до кипения, разливают в деревянные каркасы, покрытые изнутри полиэтиленовой пленкой. Среду, охлажденную до 35—40°С, засевают сухими спорами. Сверху каркасы закрывают полиэтиленовой пленкой, которую после образования спороносной пленки гриба снимают. [c.77]

Как добавлять субстрат Если микроорганизм не загрязнен и хорошо растет, то прибавлять к нему субстрат можно несколькими способами. В том случае, когда не требуется специального оборудования, следует открыть колбу, добавить в нее субстрат и снова закрыть колбу, естественно соблюдая все условия асептики. Правда, риск внести загрязнение в этом случае много меньше, чем в начале выращивания культуры, вследствие того что питание уже истощено, а сильно разросшаяся культура будет подавлять рост любого другого организма. Жидкие субстраты вносятся как таковые, а твердые субстраты, тщательно очищенные, иногда могут быть добавлены и сами по себе, но чаще всего используются их растворы. К счастью, обычно нет необходимости подвергать субстрат стерилизации, поскольку большинство органических соединений неустойчиво в условиях автоклавирования. Тем не менее для уменьшения риска внести загрязнение при применении водных растворов используют стерильную воду. [c.219]

Стерилизация посуды производится в сушильном шкафу при 160 С в течение 1 часа или в автоклаве при 1 атм в течение 30 минут. При правильно произведенной стерилизации в сушильном шкафу бумага, в которую завертывается посуда, слегка буреет. После автоклавирования посуда вместе с оберточной бумагой просушивается. [c.184]

Условия проведения микробиологических трансформаций стероидов являются общими для всех реакций с микроорганизмами. Необходимой предпосылкой работы с чистыми культурами является стерильность всех операций, позволяющая избежать заражений. Стерилизация, в зависимости от объекта, осуществляется автоклавированием при 110—120°, [c.46]

В результате испытаний по режиму дезинфекция, мойка и стерилизация с использованием моющего раствора "Новость" с переки-. СЬЮ водорода, стерилизации - химической (6% раствор перекиси водорода), воздушной и паровой (автоклавирование) коррозионные потери не превышали 0,001 г/м без изменения поверхности. [c.47]

Посуду можно стерилизовать и в автоклаве. Режим стерилизации в этом случае существенно зависит от объема сосудов и толщины стекла (см. табл. 4). Для автоклавирования посуду готовят, как и для сухожаровой стерилизации. Следует иметь в виду, что в автоклаве посуда увлажняется. [c.38]

Трубки для переливания крови, бактериологические вакуумные и дренажные после трехкратной стерилизации не должны сплющиваться, слипаться и трескаться бактериологические вакуумные после десятикратного автоклавирования при температуре 135° не должны сплющиваться, слипаться и трескаться. [c.1202]

Неомицин является химически стойким веществом. Он не инактивируется эксудатами, ферментами, секретами желудка. Растворы выдерживают стерилизацию кипячением и автоклавированием. [c.168]

Использование мелкопористых мембранных фильтров со средним размером пор 0,45 0,04 мкм в принципе позволяет быстро и эффективно фильтровать бактериальные культуры, но не обеспечивает стерильности фильтрата. Сами мембранные фильтры и аппарат для стерилизации фильтрованием должны стерилизоваться автоклавированием или каким-либо другим способом. Собирать бактериальные клетки и готовить стерильные растворы путем фильтрования лучше всего под давлением азота. Такая фильтрация значительно снижает или полностью препятствует окислению фильтруемого вещества благодаря положительному давлению инертного газа в фильтрующем устройстве. Если необходимо собирать клетки в стерильных условиях, то азот следует предварительно простерилизовать фильтрованием. Все консультации по вопросам рабочего давления и размера используемого оборудования следует получить у фирмы-изготовителя. [c.428]

Существуют следующие методы стерилизации горячий воздух, автоклавирование, фильтрование, облучение (например, у-облу-чение кобальтом 60 используется фирмами для пластиковой посуды одноразового пользования), обработка этиленоксидом. [c.46]

Непрерывное культивирование требует довольно больших объемов среды и приводит к образованию соответствующих больших объемов культуральной жидкости с конечным продуктом. В табл. 10.4 представлены объемы свежей среды, необходимые для 20-часового непрерывного культивирования при различных скоростях разбавления. Для удобства там же приведено соответствующее время удвоения биомассы. Чтобы иметь возможность варьировать скорость подачи среды в случае 20-часового культивирования, рекомендуется готовить достаточное количество среды. Поскольку в большинстве лабораторных операций стерилизацию проводят путем автоклавирования, предпочтительнее готовить требуемые объемы среды в бутылях соответствующего размера. [c.404]

Среды необходимо довольно длительное время. Так, в зависимости от состава среды сосуды, содержащие около 10 л жидкости, следует автоклавировать от 30 до 90 мин при 121 °С. Для полной стерилизации 10-литровых объемов среды, содержащей такие компоненты, как кукурузная или соевая мука, требуется до 90 мин, тогда как среды, содержащие только растворимые компоненты, можно стерилизовать в течение 30 мин при 121 С. Во время автоклавирования все сосуды следует соединить друг с другом для уравновешивания давления. [c.408]

При стерилизации сеточек, применяемых для фильтрования трипсинизированной суспензии при получении первичных культур, сеточки следует поместить в фильтровальные воронки и завернуть воронки в алюминиевую фольгу так, чтобы при разворачивании эта система не нарушилась. Завернутые воронки стерилизуются автоклавированием. [c.47]

Автоклавирование. Отдельные операции процесса стерилизации в автоклавах разных типов могут быть несколько различными. Соответственно немного различается и техника работы с ними. Однако общий принцип проведения стерилизации в разных автоклавах один и тот же. [c.31]

Учесть результаты опытов, поставленных с бактериальными тест-объектами для контроля эффективности стерилизации, проведенной путем кипячения и автоклавирования. Сделать заключение. [c.41]

Различают термическую и холодную стерилизацию. В микробиологии находят применение следующие способы термической стерилизации прокаливание в пламени и обжигание, сухожаровая стерилизация (горячим воздухом), стерилизация насыщенным паром под давлением (автоклавирование), дробная стерилизация (тиндализация), кипячение. Из методов холодной стерилизации микробиологи используют стерилизацию фильтрованием, газообразными средствами, ультрафиолетовыми лучами и другими видами излучений. [c.29]

Режим автоклавирования в значительной степени зависит от объема стерилизуемого субстрата. Чем больше объем, тем больше Бремени при одной и той же температуре (давлении) требуется для обеспечения надежности стерилизации. Имеет значение толщина стенок и форма емкостей (табл. 4). Это нужно учитывать в практической работе. Например, не следует стерилизовать термочувствительный субстрат одновременно в пробирках и больших [c.34]

Когда воздух вытеснен, закрывают пароотводный кран, и давление пара доводят до показания, соответствующего режиму стерилизации. Режим автоклавирования часто выражают в единицах избыточного давления, указывая при этом продолжительность его поддержания. Например стерилизация при 1 ати в течение 20 мин. На манометре автоклава обозначается именно то дополнительное давление, которое создается в автоклаве сверх нормального. Нередко режим автоклавирования характеризуют температурой и временем. Как только стрелка манометра дойдет до указателя определенного дополнительного давления и, следовательно, температура пара достигнет соответствующего значения, поддерживают давление на этом уровне необходимое время путем ручного нли автоматического регулирования подачи пара. В автоклавах с огневым обогревом подачу пара регулируют интенсивностью горения, в автоматических автоклавах — электроконтакт- ым манометром. [c.32]

Что касается больниц, то там применяются самые разнообразные дезинфекционные средства. Помимо стерилизации, осуществляемой кипячением в воде и автоклавированием, применяют все описанные выше дезинфекционные средства, причем предпочтение отдается мыльным, содержащим хлорксиленол. [c.260]

Температура и длительность автоклавирования питательные сред определяются прежде всего их составом, термоустойчивостью или термолабильностью компонентов. Такие легко разрушающиеся субстраты, как молоко или желатиновые среды, а также субстраты, содержащие сахара, витамины (пивное сусло, соки, дрожжевой автолизат и др.) обычно стерилизуют при 0,5 ати в течение 15—30 мин. Мясопептонные среды можно стерилизовать при 1,0 ати 20 мин. Среды, содержащие агар, стерилизуются труднее, потому что стерилизация начинается фактически после того, как агар расплавится. Но и расплавленный агар требует для стерилизации вдвое больше времени, чем тот же объем воды. С трудом поддаются стерилизации в автоклаве различные порошки (например, тальк) и вязкие жидкости (глицерин, вазелиновое масло), поскольку они плохо передают тепло и очень медленно прогреваются. Их лучше стерилизовать в сушильных шкафах при 160 ° в течение 2 ч или 1 ч при 170 °. В этом случае слой масла или порошка в сосуде не должен превышать 1,5 см. [c.34]

При оценке возможности применения полимерных материалов в медицине необходимо учитывать их устойчивость к воздействию различных видов стерилизации обработке водяным паром при избыточном давлении 120 кн м , или 1,2 кгс1см (автоклавирование) прогреву до 120—130°С в течение 30 жим (т. наз. сухожарная стерилизация) обработке этиленоксидом или др. газа-вди (газовая стерилизация) обработке р-рами гидроперекисей, хлорамина, четвертичных аммониевых оснований и др. облучению у-лучами, ускоренными электронами (радиационная стерилизация). Механизмы процессов, протекающих при стерилизации полимерных материалов, еще мало изучены. [c.183]

Питательные среды стерилизуют обычно в автоклавах (таблица 52). В принципе желательна стерилизация автоклавированием (12ГС) небольщих объемов питательных сред, поскольку многие ингредиенты разрушаются при более продолжительном нагревании и давлении. Установлено, что температура выше 12 ГС может быть причиной нарушения качества сред, и, как следствие, плохого роста культур. [c.502]

Для блоксополиуретанов (сегментированных полиуретанов) у-облучение может вызвать распад полимера на низкомолекулярные фрагменты с выделением исходных мономеров, например, диаминодифенилметана, чего не наблюдалось при стерилизации автоклавированием [24]. Поэтому, для тонкостенных изделий из этих полимеров использование доз 25-30 кГр не рекомендуется [6]. [c.309]

Следует сделать важное замечание, относящееся к подсчету бактерий с помощью как эпифлюоресцентной микроскопии, ак и микроскопии в проходящем свете Растворы и другие чйатериалы, используемые в процессах окраски и фильтрации, сами могут содержать бактерии, которые будут уловлены на 1 1ембране или фильтре и подсчитаны. Действительно, бактерии огут расти в разбавленных растворах красителей при хране- йи. Поэтому весьма существенно, чтобы все растворы красителей, а также вода, используемая для любого разбавления, были предварительно отфильтрованы через мембраны. или 4>ильтры, имеющие те же размеры пор, что и используемые окончательном анализе. Стерилизация автоклавированием не позволяет избавиться от бактерий, и поэтому их можно подсчитать под микроскопом. Самое лучшее, что можно сделать,— это предварительно отфильтровать все растворы и затем хра- ить их в стерильных контейнерах, извлекая из них в стерильных условиях небольшие пробы для ежедневной работы. [c.218]

Для культивирования грибов этого семейства используются как искусственные питательные среды, так и сложные природные субстраты. К числу последних относятся стерилизованные в автоклаве продукты, используемые в виде кусочков или фарша морковь, редька, картофель, свинина, говядина, телятина, рыба, печень, селезенка. Кровь, свернувшаяся сыворотка, а также яичный желток или молоко являются основными частями, добавляемыми в бактериологические среды. Среды из насекомых готовились из растертых простерилизованиых особей видов хозяев, поражаемых данным возбудителем, обычно с 1,5—2,0% -ным агаром. Для стерилизации животных тканей применяют преимущественно автоклавирование или холодную стерилизацию этиленоксидом. Этот газ при низких температурах сжижается, и его можно долго сохранять в холодильнике. Жидкий этиленоксид выливают на стерилизуемый материал в пробирке или чашке Петри, помещаемые в эксикатор, где химикат, испаряясь, переходит в газообразное состояние и после полного испарения стерилизует материал, используемый в качестве питательного субстрата. Лучшая среда для выделения и культивирования грибов этого семейства — [c.313]

Из других методов контроля следует отметить сухую стерилизацию почв (175° в течение 18 час.), автоклавирование, обработку окисью этилена (12% в течение 72 час.). Опыты показали, что лучшими можно считать первые два способа стерилизации. Однако потеря в весе нри сухой стерилизации составляла 17% для пиролитического СОг и 18% для улавливаемой органики. В случае автоклавирования наблюдалась меньшая потеря образцов (Hubbard et al., 1970). Это обстоятельство пе позволяет рекомендовать какой-либо из данных методов стерилизации в качестве универсального для контрольного эксперимента. Ошибки, которые могут возник путь при неправильном контроле, довольно значительные. Особенно в случае щелочных типов почв, которые вызывают пеоргапичсскос связывание СОг минеральными частицами. [c.125]

Доводят pH до 7,0. Для получения первичной накопительной культуры среду используют без стерилизации. Чтобы получить среду, используемую для посева разливом в чашки, готовят среду двойной концентрации, но без агара, доводят ее pH до указанного значения и стерилизуют фильтрованием (положительное давление). Отдельно готовят 4%-ный раствор агара в свежедистиллированной прокипяченной воде и стерилизуют его кратковременным автоклавированием. Температуру среды двойной концентрации и расплавленного агара доводят до 45—50°С и с соблюдением правил асептики смешивают их в равных объемах. [c.348]

Стерилизационные ампулы Брауна содержат жидкость, которая под влиянием высокой температуры претерпевает медленное химическое превращение, так что ее цвет меняется с красного на желтый и затем на зеленый. Именно появление зеленого цвета свидетельствует о правильности выбранной комбинации температуры и продолжительности нагреваний. Несколько таких индикаторов должны быть размещены в каждой партии стерилизуемого материала. При автоклавировании жидкостей важно помещать ампулы Брауна в контрольные бутыли с жидкостями, поскольку условия внутри таких бутылей могут отличаться от условий вне их. Для стерилизации сухим жаром и паром используются различные типы ампул Брауна. При стерилизации паром используются ампулы типа I (черная метка), а при стерилизации сухим жаром используются ампулы типа П1 (зеленая метка). Ампулы Брауна поставляются фирмой Albert Browne Ltd. (приложение 3) каждый набор снабжен инструкцией и цветовым кодом. [c.48]

Мембранные фильтры удаляют из протекающей через них жидкости все частицы, размер которых превышает размер пор. Высокая пористость обеспечивает достаточно высокую скорость протекания, и при правильном подборе размера пор можно получать стерильный фильтрат. Как правило, используются фильтры с диаметром пор 0,22 мкм, но в некоторых случаях требуются фильтры с пораТли меньшего диаметра. Поэтому часто используются две или даже три мембраны с уменьшающимся размером пор, например с порами диаметром 0,45, 0,22 и 0,10 мкм. Фильтры изготовляются из этерифицированной целлюлозы, так что их можно стерилизовать автоклавированием. Они устанавливаются в держателе фильтров и в случае необходимости покрываются алюминиевой фольгой. В продаже имеются фильтры с широким диапазоном диаметров, так что фильтрование является рутинным методом стерилизации жидкости в объеме от 1 мл до 5 галлонов и более. [c.48]

В процессе культивирования гриба на твердых и жидких автоклавированных средах без перемешивания и принудительной аэрации предусматривается стерилизация размещенных по отдельным емкостям питательных сред твердых — сусло — агар, картОф Л1>, морковь, кукуруза, корки арбуза, иногда зерна пшеницы и кукурузы — в течение 40 мин при 112°С и жидких — сусло с содержанием сахаров около 7% — в течение 20 мин при 110°С. В стерильный субстрат вносят сухие споры или их суспензию, емкости с субстратом встряхивают до однородного распределения посевного материала и оставляют стоять при температуре окружающего воздуха 18—23°С. [c.77]

Стерилизуют листья, погружая их на 20 мин в 10%-ный (вес на объем) коммерческий отбеливатель (например. Domes-tos), а затем ополаскивают 5 раз в 400 мл стерильной водопроводной воды. Для стерилизации удобен автоклавирован-ный сосуд из пирекса. [c.146]

Углеводы и спирты готовят в виде 10%-ных водных растворов и стерилизуют отдельно от основного фона среды автоклавированием при 0,5 ати или фильтрованием. Раздельная стерилизация рекомендуется в связи с тем, что сахара в присутствии фосфатов и других компонентов среды частично разрушаются и образуют соединения, токсичные для микроорганизмов. Стерильные растворы добавляют к основному фону в таком количестве, чтобы концентрация сахара (спирта) в среде составляла 1 г на 100 мл. Среды засевают суспензией клеток микроорганизмов и выдерживают в течение 1—5 суток при соответствующей температуре. Медленно развивающиеся микроорганизмы инкубируют в течение 7—10 суток. Рост или его отсутствие на среде с данным источником углерода определяют по помутнению среды, образованию пленки или осадка. Изменение цвета индикатора указывает на образование кислых или щелочных (вследствие разложения пептона) продуктов метаболизма. Об образовании газа свидетельствует накопление его в поплавке (рис. 61). Результаты наблгоде- [c.156]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология