Белки спектрофотометрическое определение

Определение белка. Для определения белка используют метод Лоури (с. 81). При спектрофотометрическом измерении определяют оптическую плотность при 280 нм и рассчитывают концентрацию с помощью коэффициента Л им =9,0. [c.217]

Спектрофотометрический метод количественного определения белка основан на их свойстве поглощать свет в УФ-области при [c.531]

Спектрофотометрический метод определения белка основан на способности ароматических аминокислот (триптофан, тирозин и в меньшей степени фенилаланин) поглощать ультрафиолетовый свет с максимумом поглощения при 280 нм. [c.33]

Для количественного определения белка используют колориметрические и спектрофотометрические методы, в некоторых случаях пользуются определением белка по содержанию общего азота в препарате. [c.29]

Определение белка спектрофотометрическим методом [c.361]

Работа 13. Спектрофотометрический метод определения белка [c.22]

Определение концентрации белка проводят методом Лоури (с. 81). При спектрофотометрическом определении для расчета используют коэффициент Л ° 1см=10,2 при 280 нм. [c.240]

Пептиды и белки обладают сильным избирательным поглощением в области 210—220 нм. Однако при этом нельзя работать в буферных растворах, включающих карбонил со держащие соединения. Еще более чувствительным является определение пептидов при 192—194 нм, однако при измерении в этой области можно использовать лишь водные растворы фторидов щелочных металлов. По этой причине спектрофотометрическое определение белков в области ниже 210 нм используется крайне редко (лишь в специальных случаях ГПХ). По чувствительности определение белков при 210 нм сопоставимо с колориметрическим методом Лоури, Например, сывороточные белки определяли в концентрации 2 мкг/мл [79]. Поглощение при 210 нм характерно для пептидной связи, и, следовательно, белки имеют одинаковые коэффициенты экстинкции (табл. 35.8). [c.457]

Широкое распространение получили спектрофотометрические методы количественного определения веществ, имеющих характерные максимумы поглощения белков (с. 83), нуклеиновых кислот (с. 162), нуклеотидов (с. 180). [c.7]

Очевидно, что исчезновение гипохромизма при переходе спираль — клубок, при денатурации, может дать количественную меру а-спиральности белка. Ввиду трудностей, с которыми сопряжены спектрофотометрические измерения в дальней ультрафиолетовой области вблизи 2000 А, этот метод в применении к белкам малоупотребителен. Напротив, он весьма прост и эффективен в случае нуклеиновых кислот при определениях степени спаривания цепей. Длинноволновые электронные полосы поглощения нуклеиновых кислот лежат вблизи 2600 А. Эти полосы, обусловливаемые лл -переходами, характеризуются дипольными моментами, лежащими в плоскостях азотистых оснований. В табл. 5.3 приведены характеристики полос поглощения в спектрах азотистых оснований 71]. [c.288]

СПЕКТРОФОТОМЕТРИЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ БЕЛКОВ [c.66]

Для определения содержания иммобилизованного белка можно в принципе использовать все известные методы, применяющиеся при работе с растворимыми белками. Однако из-за светорассеяния, характерного для гелей агарозы, быстрого оседания их частиц, а также адсорбции красителей на гелях в определение содержания белка внесены отдельные модификации. Могут быть рекомендованы спектрофотометрический и колориметрический методы. [c.84]

Активность иммобилизованных ферментов можно определить практически всеми известными методами (непрерывными и периодическими, спектрофотометрическими, рН-метрическим, флуоресцентными, химическими и др.). При работе с иммобилизованными ферментами не-> обходимо постоянно перемешивать реакционную смесь в процессе из--мерения активности, так как в противном случае по мере оседания частиц носителя активность будет уменьшаться. При определении активности ферментов методом отбора проб обычное осаждение белка (например, трихлоруксусной кислотой) в случае иммобилизованных препаратов можно заменить отделением фермента фильтрованием или центрифугированием. [c.298]

Освободиться от белков можно несколькими путями. Многие авторы перед спектрофотометрическим определением НК производят очистку экстракта на ионообменных смолах [5], [15], [18], [19], [20], [29]. Однако это ведет к усложнению методики. Другой путь— Сокращение продолжительности щелочной инкубации. [c.34]

На способности белка поглощать УФ-свет основан важный метод спектрофотометрического определения белков в растворах. Этот метод довольно быстр и удобен в исполнении, но не совсем точен, поскольку количество триптофана и тирозина в различных белках варьируется в широких пределах. [c.77]

В наших работах для определения растворимости жидких углеводородов в растворах белков применяли методы равновесного диализа, спектрофотометрический, рефрактометрический, весовой. [c.21]

СПЕКТРОФОТОМЕТРИЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛА ДОСТУПНЫХ КАРБОКСИЛЬНЫХ ГРУПП В БЕЛКАХ С ПОМОЩЬЮ О-ДИАНИЗИДИНА И ВОДОРАСТВОРИМОГО КАРБОДИИМИДА [c.112]

Так как тирозин и триптофан частично разрушаются при кислотном гидролизе, был разработан спектрофотометрический метод их определения в нативном белке [7]. [c.402]

Определение белка. Для определения концентрации белка методом Лоури необходимо предварительно осадить его трихлоруксусной кислотой (с. 81). Спектрофотометрическое измерение можно проводить при условии, когда из раствора фосфорилазы удален АМФ, при этом отнощение Л260М280 равно 0,52—0,55 для расчета используют коэффициент А ° 1см= 13,2 при 280 нм. [c.221]

Определение белка. Для определения концентрации фосфоглюкомутазы используют метод Лоури (см. с. 81). При спектрофотометрическом измерении регистрируют оптическую плотность при 278 нм, учитывая, что Л °А1см=7,0. [c.228]

Применение. В гистохимии в качестве окислителя для окислительного дезаминирования тканевых срезов с образованием альдегидной группы fl] и в сочетании с реактивом Шиффа для выявления связанных с белками аминогрудт [2]. В аналитической химии в качестве окислителя для идентификации Со, Сг, Fe, Hg, Mg, Мп, Sb для спектрофотометрического определения никотиновой кислоты. [c.432]

Метод электрохимического восстановления на ртутном катоде дал возможность судить о количестве дикетопиперазинов и пептидов в природном белке. Было доказано, что дикетопиперазиновые структуры входят в состав белковых молекул. Метод ионофореза позволял следить за поведением циклических структур при различных деструкциях белка [288]. Биуретовая реакция [269] оказалась надежным сродством для суждения о длине полипептидной цепочки в микромолекуле белка. Сущность биуретовой реакции сводится к образованию медных комплексов рядом азотсодержащих веществ (белки, пептоны, амиды, амины, аммиак). Определение медных чисел белка, спектрофотометрические кривые медных комплексов позволили установить, что пептидные цепочки в белке чаще всего построены из трех и во всяком случае не более чем из пяти остатков аминокислот. С другой стороны, относительное уменьшение аминного азота при гидролизе после восстановления белка дает ключ к выявлению относительного количества дикетопиперазинов. Результаты всех этих определений привели к таким выводам в молекуле желатины на каждое дикетопиперазиновое кольцо приходится четыре аминокислоты, у альбумина крови — пять. [c.268]

Суш,ествующие альтернативные методы количественного определения иммобилизованного белка сво- Рис. 9.13. Зависимость ко-дятся либо к иммунологическим, либо к косвенным личества иммобили- зовап-спектрофотометрическим определениям поглош,ения ого белка от копцептрации оставшегося в растворе ыесорбированного [106] или [c.557]

Его полоса поглощения (360 им) перекрывается с полосой Соре в гемовых белках, что затрудняет количественное определение числа присоединившихся остатков DPG-диамина и спектрофотометрическое определение концентрации модифицированного гембелка. Водорастворимый карбодиимид, содержащий хромофорную группу (иoдмeтилaт-N-n-фeнилaзoфeнил-N -(N, К -диметиламино-пропил) карбодиимид) нередко образует с белками неустойчивые соединения, которые разрушаются при хроматографической очистке модифицированного белка [Угарова и др., 1982]. [c.113]

Белки дают ряд цветных реакций, обусловленных наличием определенных аминокислотных остатков нли общих химических группировок. Эти реакции широко используются для аналитических целей. Среди них широко известны нингидриновая реакция, позволяющая проводить количественное определение аминогрупп в белках, пептидах и аминокислотах, а также биуретовая реакция, применяемая для качественного и количественного определения белков и пептидов. (При нагревании белка или пептида, но не аминокислоты, с Си 01 в щелочном растворе образуется окрашенное в фиолетовый цвет комплексное соединение меди, количество которого можно определить спектрофотометрически.) Цветные реакции на отдельные аминокислоты используются для обнаружения пептидов, содержащих соответствующие аминокислотные остатки. Для идентификации гуанидиновой группы аргинина применяется реакция Сакагучи — при взаимодействии с а-нафтолом и гипохлоритом натрия гуанидины в щелочной среде дают красное окрашивание. Индольное кольцо триптофана может быть обнаружено реакцией Эрлиха — красно-фиолетовое окрашивание при реакции с п-диме-тиламинобенэальдегидом в Н 804. Реакция Паули позволяет выявить остатки гистидина и тирозина, которые в щелочных растворах реагируют с диазобеизолсульфокислотой, образуя производные, окрашенные в красный цвет. [c.32]

Нами разработан метод спектрофотометрического определения числа доступных карбоксильных групп в белках с использованием о-дианизидина и 1-этил-3-(3-диметиламинопропил)кар-бодиимида (EDP-карбодиимид) и с помощью этого метода вьывлено число доступных и функционально важных карбоксильных групп в пероксидазе хрена. [c.113]

Рогожин В.В., Кутузова Г.Д., Угарова H.H., Березин И.В. Спектрофотометрическое определение числа доступных карбоксильных групп в белках с помощью о-дианизидина и водорастворимого карбодиимида. Влияние функционально важных карбоксильных групп в пероксидазе хрена // Биоорг химия. — 1983. — № 6. — Т 9. - С. 794-802. [c.221]

В настоящее время метод остановленной струи широко приме-ляется для решения многих задач химической кинетики установление механизмов химической реакции, определение стадий, лимитирующих протекание реакции обнаружение промежуточных комплексов, определение кинетики ферментативных реакций, установление числа и концентрации активных центров фермента, изучение быстрых конформационны5( переходов в белках и нуклеиновых кислотах. Метод требует быстрой регистрации это единственное существенное ограничение его применимости. Особое внимание при применении метода остановленной струи необходимо уделять тер-мостатированию, так как разница в температурах в кювете наблюдения и растворе смеси реагентов может привести к большим оптическим ошибкам, затрудняющим установление механизма наблюдаемой реакции. Точность определения констант скоростей данным методом примерно такая, как и при обычных спектрофотометрических измерениях кинетики химических реакций. [c.28]

Содержание белка определяют спектрофотометрически при 280 нм. На основании данных, полученных при определении содержания белка в отдельных порциях элюата, строят профиль элюции (с. 108). Рассчитывают процентное содержание белка в отдельных фракциях. [c.112]

Для установления количественного состава входящих в гликопротеин моносахаридов и аминокислот биополимер подвергают полному кислотному гидролизу, и состав гидролизата определяют обычными методами количественного анализа. Пептидные связи устойчивее гликозидных по отношению к кислотам, поэтому для полного расщепления на мономеры гликопротеины приходится гидролизовать в более жестких условиях, чем обычные полисахариды (6 н. НС1, 100—ПО °С, 24 ч) . Нужно иметь в виду, что как сахара, так и аминокислоты могут частично распадаться в условиях кислотного гидролиза, причем в ряде случаев можно с помощью ХОЛОСТЫХ опытов внести соответствующие поправки при анализе. Специфической для гликопептидов побочной реакцией в условиях кислотного гидролиза является возможная конденсация сахаров с аминокислотами, приводящая к окрашенной сложной смеси различных веществ, в том числе простейших карбонильных соединений (так называемая реакция Майяоа). Например, по данным Готшалка , потеря аминокислот при кислотном гидролизе богатых сахарами гликопротеинов может составлять до 30 %. Количественное определение моносахаридов проводят с использованием хроматографии, спектрофотометрической и колориметрической техники (см. гл. 14). Для анализа аминокислот применяют обычно методы, хорошо известные из химии белка. Так, количественный анализ аминокислотного состава проводят в автоматических анализаторах или с помощью газо-жидкостной хроматографии . [c.567]

Определение качественного и количественного аминокислотного состава белков и пептидов проводят после их гидролиза кислотой или щелочью. Оба вида гидролиза разрушают некоторые аминокислоты. При щелочном гидролизе частично разрушаются цистеин, серии, треонин и происходит частичная рацемизация некоторых аминокислот. При гидролизе соляной кислотой (5,7 н., 105—110° С), которая обычно используется при кислотном гидролизе пептидных связей, практически полностью разрушается триптофан. В связи с этим содержание триптофана в пробах обычно определяют после щелочного гидролиза или спектрофотометрическим методом Кроме того, наблюдаются значительные потери оксиаминокислот (серина, треонина, тирозина), се-русодержащих аминокислот (цистеина, метионина) и частично пролива. При этом степень разрушения аминокислот зависит от чистоты и концентрации НС1, используемой для гидролиза, а также длительности и температуры гидролиза. Следует отметить, что примеси альдегидов при кислотном гидролизе приводят к значительной потере тирозина, а также цистеина, гистидина, глутаминовой кислоты и лизина, а примеси углеводов в больших концентрациях — к разрушению аргинина. [c.123]

Определение белка проводят спектрофотометрически, учитывая, что Г м для альдолазы соответствует 9,1 при 280 нм. [c.248]

Определение белка проводят спектрофотометрически при 280 нм, учитывая, что Л, =5,7 (фермент из мышц кролика) и 5,3 (фермент из пекарских дрожжей). [c.261]

В спектрофотометрическую кювету помещают 0,05 М пирофосфатный буфер pH 9,0 (2,5 мл), гидразин (конечная концентрация — 20 мМ), глицерол-З-фосфат (конечная концентрация — 1,8 мМ), НАД+ (конечная концентрация — 1,2 мМ), Объем пробы доводят до 3 мл. Реакцию начинают добавлением 30—50 мкл раствора фермента. Измеряют нарастание поглощения при 340 нм. Определение белка проводят спектрофотометрически, учитывая, что при 280 нм Лп м=7,4. [c.267]

Обычный метод определения аминокислот заключается в их реакции с нингидрином, которая дает интенсивно окрашенное голубое соединение, поглощение которого можно измерять при 575 нм. Этот метод используется в некоторых серийных анализаторах аминокислот, в которых исследуемые белки гидролизуются с образованием аминокислот, которые в свою очередь разделяются и измеряются спектрофотометрически. [c.653]

При определении лейцинаминопептндазы и трипсина, ковалентно связанных с сефарозой, Кельш и др. [41] сопоставили пять методов определения связанных белков 1) основанный на балансе белка перед и после связывания 2) аминокислотный анализ после кислотного гидролиза 3) модифицированный метод Лоури 4) спектрофотометрический и 5) флуориметрический. Преимущество двух последних методов, которые они исследовали детально, состоит в том, что эти методы не приводят к разрушению геля. Как и метод Лоури, они характеризуются простотой, низким пределом обнаружения и высокой воспроизводимостью. [c.244]

Тирозин. Ханке [2811 утверждает, что при правильном проведении диазореакции Паулн она не уступает методу Миллона. С другой стороны, Холидэй [302 и Девайн [1951 нашли, что метод Миллон-Фолина и спектрофотометрический метод дают совпадающие результаты при определении тирозина в казеине, белках крови и т. д. [c.130]