Цистеин, титрование

Основы метода. В белковом гидролизате восстанавливают цистин цинком. Титруют образовавшийся цистеин титрованным раствором КЮз — KI, соблюдая соответствующие условия кислотность среды, температура, объем и т. д. [c.197]

Взятый для исследования цистеин имеет (рКа + рКв) = 16,12, и поэтому при титровании щелочью сначала взаимодействуют [c.142]

HзN -группы, а затем НЗ-группы, о чем свидетельствует кривая титрования цистеина, показанная на рис. 1 (16). Таким образом, полученные результаты подтверждают биполярную структуру цистеина. [c.142]

Стандартный раствор для титрования (титрант) представляет собой 0,001 М раствор хлорида ртути(II) 1 мл этого раствора соответствует 0,033 мг сульфгидрила, 0,121 мг цистеина или 0,307 мг глутатиона. [c.349]

Если кислотные и основные свойства участвующих в реакции со щелочью функциональных групп амфолитов характеризуются рКа, + рК у) = 12—16, реакции вытеснения и нейтрализации протекают параллельно, и дифференцированное титрование функциональных групп невозможно. Примером может служить кривая титрования смеси цистеина и глицина (рис. 1, 18). Эта кривая не имеет излома при переходе от реакции вытеснения к реакции нейтрализации, так как сумма р/Св глицина, взаимодействием с которым заканчиваются реакции вытеснения, и р/Са (НЗ) равна 14,52. [c.142]

Проведение анализа. Цистеин. В сосуд для титрования наливают 30 мл боратного буфера, закрывают его пробкой и устанавливают в нем соляной мостик, трубку для впуска азота и вращающийся электрод. После этого в течение 10 мин через раствор пропускают азот. По истечении этого времени в сосуд добавляют анализируемое соединение в таком количестве, чтобы результирующий раствор оказался примерно 10" М по цистеину, и продолжают пропускать азот. [c.349]

Присутствие кадмия, цинка и иодидов не мешает анализу, однако кобальт должен отсутствовать. С микроколичествами титрование двухвалентной медью является более точным, чем аргентометрическое титрование. Точность составляет приблизительно 0,5% для 0,0004—0,00008 УИ, раствора цистеина и + 1,5% для концентраций до 0,00001 М. Если концентрация цистеина мала по сравнению с концентрацией цистина, то цистин лучше определять аргентометрическим титрованием. [c.395]

Затем к колбе присоединяют стеклянную насадку на шлифу с краном, прекращают ток азота, который пропускался во вре.мя всех предварительных операций, и создают вакуум с остаточным давлением (20 мм ртутного столба). Затем нз бюретки, которая соединена с прибором с помощью короткой каучуковой трубки и крана, приливают аммиак до тех пор, пока индикатор пе окрасится в синий цвет. После этого прибавляют еще 0,5 мл избытка аммиака. Кран закрывают и оставляют реакционную смесь стоять 15 мин. при 40°. Затем прибавляют 10 мл 5 н. НС1 и титруют гомоцистеин по Барнштейну в токе азота. Предложено вносить следующие поправки при определении метионина по иодистому метилу — 1,067 по титрованию гомоцистеина — 1,12. Для цистеина — 1,023. [c.214]

Исследование диссоциации фенольных гидроксилов тирозина и сульфгидрильных групп цистеина в белках производится также спектроскопическим путем — методом спектрофотометрического титрования. При этом используется зависимость ультрафиолетового спектра поглощения этих остатков от состояния их ионизации. Степень ионизации при заданном значении pH определяется из соотношения [c.28]

Для титрования церия(IV) по методу восстановления предложены аскорбиновая кислота [8—10] (см. также Ванадий ), щавелевая кислота [И, 12], соль Мора [11, 13], (см. также Ванадий ), перхлорат и нитрат ртути(1) [14, 15], арсенит натрия [16], перекись водорода [17], нафтиламин [18], цИстеин [19], метиленовая голубая [20], гидрохинон [21]. В разделе Марганец упоминается титрование церия(IV) нитритом натрия. Купферон, применяемый для осаждения церия (III), также является восстанови-теле.м по отношению к церию (IV) и может быть применен для его определения,[ 11 ]. В водно-органической среде церий (IV) может быть оттитрован ферроценом [22]. [c.295]

На кривой титрования многоосновной кислоты, такой, как полностью протонированный цистеин, имеется три отчетливых участка pH, каждый из которых соответствует расходу 1 моль ионов гидроксида на 1 моль цистеипа. Химическая интерпретация изменений pH не проста, несмотря на то что по моделям соединений можно предсказать, что карбоксильный протон — наиболее кислотный, а сульфгидрильный — наименее кислотный. Расчеты с применением микроскопических констант ионизаций показывают, что первый указанный выше участок на кривой титрования соответствует почти исключительно (но не полностью) удалению карбоксильного протона. Второй и третий участки соответствуют удалению второго и третьего протонов из аммонийной и сульфгидрильной групп в сравнимых количествах. Так, из данных табл. 3-2 следует, что для второго протона двумя важными константами можно считать р 12 = 8,5 и р 1з = 8,9, что указывает на образование смеси примерно равного числа ионов двух видов. Для последнего протона две наиболее важные константы 132= 10,0 и Р 123 = 10,4 (значения которых также почти одинаковы). [c.60]

Поскольку четыре микроскопические константы ионизации нельзя определить из кривых титрования, необходимо было использовать спектрофотометрпческий анализ в ультрафиолетовой области для группы R—S . р/< = 8,65 бетаиновой структуры цистеина (ионизация тиола в ирисутствии положительно заряженного атома азота) и р/( = 8,75 S-метилцистеина (ионизация аминогруппы в присутствии нейтрального атома серы) близки к значениям и 2 для диссоциации ио выше приведенным механизмам и свидетельствуют, что эти величины должны иметь близкие значения (табл. 2.1). Здесь надо вновь отметить важный вклад индуктивного эффекта и эффекта ноля, обусловливающих различие рКа этих соединений от рКа обычных алкилмеркаитанов и аминов. [c.43]

Реагенты. Водный раствор фосфатного буфера, содержащий 0,01 М NaH2P04, 0,08 М Na2HP04 и 0,5 М КС. Этот раствор используется в качестве среды при титровании белков. Для анализа соединений с меньшим молекулярным весом, таких, как цистеин и восстановленный глутатион, лучше использовать водный раствор 0,05 М по буре и 0,1 М по хлориду калия. [c.349]

Избирательности титрования кадмия способствует использование некоторых маскирующих комплексообразователей. Иодид (умеренные количества) связывает Hg, тиосемикарбазид — Ag и Hg, триэтаноламин—А1, фторид —А1, Са и Mg, цитрат — 8п, ТЬ и 2г. Для маскировки самого кадмия применяют [З-аминометил-меркаптаНт диэтилдитиокарбаминат, полиамины (в частности, тетраэтилпентамин), цистеин. При определении Са, Mg и N1 вводят димеркаптопропанол, при титровании 1п — 1,10-фенантролин избыток иодида (до 50 г/100 мл раствора) позволяет титровать малые количества Zn в присутствии почти 3000-кратного количества С(1. Цианидом связывают Со, Си, Hg, N1, С(1 и Zn, а затем демаскируют последние два элемента формальдегидом или хлоралгидратом и титруют их по эрихром черному Т [464, стр. 137]. Дитиокарбаминоацетат маскирует С(1, Си, Hg и РЬ, что дает возможность в их присутствии титровать Со, Мп, N1 и Zn [520]. [c.75]

Прямым потенциометрическим титрованием с помощью серебряно-сульфид-ного электрода были определены цистеин в 0,1 М растворе гидроксида натрия, тиогликолевая кислота в 1,0 М растворе гидроксида натрия и 2-меркаптоэтапол и 3-меркаптопропионовая кислота в 1,0 или в 5,0 М растворе гидроксида на-- трия. Такие высокие концентрации щелочи оказались необходимыми для быстрого проведения анализа. В условиях эксперимента окисление этих тиолов было незначительным. Кроме того, благодаря щелочи поддерживались постоянными pH и ионная сила растворов. Воду очищали деионизацией и последующей перегонкой. [c.541]

Твердые тиольные соединения высушивали до постоянной массы в вакууме при 55 °С. Жидкие соединения разбавляли до требуемой концентрации. Перед реакцией с N-этилимидом малеиновой кислоты определяли концентрацию растворов тиолов иодометрическим титрованием. Было найдено, что содержание глутатиона составляло 99,4%, а гидрохлорид цистеина содерл ал 101,7% цистеина из-за частичной потери хлористого водорода [31]. Гомоцистеин имел чистоту 98,5%. Тиолгистидин и эрготионеин при кислотном иодометрическом титровании проявляли очень малое восстанавливающее действие, что соответствовало исследованиям эрготионеина в работе [32]. [c.565]

Количественное содержание определяют методом кулонометрического титрования, разработанным в Институте биофизики М3 СССР (В. Т. Харламов, А. А. Ин-кин). Метод основан на быстром количественном окислении цистеина-S иодом, который выделяется в анодной ячейке при пропускании тока через буферный раствор (pH = 6,7), содержащий KI и навеску цистеи-на-S . Индикатором титрования служат электроды, регистрирующие появление свободного иода в растворе. Метод удобен в работе, для анализа требуется около 15 мг вещества ошибка метода < 1,5%. [c.14]

Непосредственное титрование цистеина иодом неиоз-можно из-за окисления цистеина вплоть до цистеин-сульфокислоты [8]. [c.14]

Цистеин. Полумикроколичества цистеипа HS H2 H(NH2) OOH определяют [127, 128] прямым титрованием 0,1—0,001 М раствором K3[Fe( N)fl] в фосфатном буферном растворе при pH 7 (при этом цистеин окисляется до цистина). Реакция ускоряется Си -ионами. [c.39]

Вещества, содержащие сульфгидрильные группы (например, цистеин), определяют амнерометрическим титрованием раствором USO4 (анализируемые вещества окисляются до соответствующих дисульфидов) [42-45]. [c.284]

Цистеин не может быть оттитрован меркуриметрически в смесях с глутатионом или белком. Сульфит также мешает определению, и поэтому титрование дисульфида в присутствии сульфита нужно проводить на КРЭ. Вообще меркуриметрическое титрование дает более крутые линии, соответствующие избытку реагента, и, следовательно, более четкие конечные точки, чем аргентометрическое титрование. Меркуриметрическое титрование особенно удобно для определения восстановленного глутатиона, где аргентометрическое титрование дает заниженные результаты, а также для определения биологических материалов, когда необходимо избежать денатурации. [c.393]

Реакционноспособные дисульфидные связи в нативном и денатурированном сывороточном альбумине быка после восстановления сульфитом или 2-меркаптоэта-нолом также можно определять титрованием Hg l2 при pH 2, используя вращающийся слой ртути в качестве индикаторного электрода [136, 137]. Вместо проведения амперометрического титрования можно снимать полярограммы между —0,2 и —0,8 в. Из значения t / для цистеина и из измеренной для образца величины тока получают сумму дисульфида и MiRSH в белке. При этом получают точность того же порядка, что и при титровании. [c.393]

Уаддил и Горин [278] описали оксидиметрическое амперометрическое титрование феррицианидом цистеина или цистина, восстановленных амальгамой натрия. К 20 мл фосфатного буфера (pH 7) добавляют в качестве катализатора 2 мл 10 4 М раствора USO4. После освобождения от воздуха добавляют образец и раствор титруют 0,001—0,1 М. раствором феррицианида. В присутствии цианидов двух- и трехвалентного железа происходит линейное увеличение тока. Избыток феррицианида может накапливаться только после достижения конечной точки. Количества от 0,0015 до 1 мМ можно определять с точностью 1%. [c.395]

Оптическая плотность для различных веществ изменяется в различных пределах. Так, изменение ее в случае титрования уксуснокислых растворов бензоилалапина (3), ацетиллейцина (4), аспарагиновой кислоты (9), солянокислого орнитина (7) происходит в пределах 0,27—0,10. Аминоуксусная кислота (6), цистеин [c.230]

Метод. Раствор, содержащий цистеин, доводят до 1 молярного содержания Н1, добавляя для этого К1 + НС1. 10 мл полученного раствора титруют 0,025 н. aiS2O3 до исчезновения желтой окраски. Конец титрования устанавливают по крахмалу. Добавляют 5—10 л. л О,Г- крахмала в 0,Г< водном растворе салициловой кислоты. Еоли раствор окрашен в синий цвет, добавляют через каждые 10 сек. по 0,02 мл титрованного раствора МагЗ- Оз, перемешивая до исчезновения окраски. Конец титрования снова проверяют добавлением нескольких капель - при этом раствор Д9лжен снова окраситься в коричневато-фиолетовый цвет. [c.198]

Восстановление и идентификация содержащегося в спарже дисульфида и получение производных. Дисульфид был восстановлен натрием в жидком аммиаке. Осадок, полученный после испарения аммиака и подкисления, представлял собой кислоту состава 4H8O2S2 с т. пл. 61—62°. Титрование п-хлорфенилмеркурибензоатом l 6H4HgO O 6H5 с использованием нитропруссида натрия в качестве внешнего индикатора показало, что эта кислота содержит две SH-группы. Реагент, применявшийся для титрования и содержащий ртуть, стандартизировался по специально очищенному хлор-гидрату цистеина. При титровании протекает следующая реакция [c.60]

Торибара и Коваль [318] -определяли цистеин и альбумин титрованием нитратом серебра, применив серебряный электрод и х.чористую [c.102]

Недавно Литеану и др. [558] провели анализ некоторых а-аминокислот (цистеина, аргинина, лейцина и гистидина) потенциометрическим титрованием раствором соли ртути(И) с Hg -селективным электродом. Мембрану электрода они получили прессованием смеси Agi и AgjS, взятых в молярном соотношении 3 1 [559]. Цистеин определяют в области концентраций 10 —10 моль/л. Даже при определении только 0,13 мкг/мл цистеина скачок потенциала в точке эквивалентности при ошибке 1% равен 80 мВ. Другие а-аминокислоты титруются при pH 4,6. Скачок потенциала в точке эквивалентности при ошибке 1% колеблется от 15 до 35 мВ, что существенно отличается от поведения цистеина. [c.192]

Интервалы титрования I — карбоксильных групп, 2 — ймидазольных и а-зминогрупп, 3 — Е-аминогрупп, ОН-групп тирозина и 5Н-групп цистеина содержание А — карбоксильных групп, Б — имидазольных и а-аминогрупп, В — е-аминогрупп, ОН-групп тирозина и 5Н-групп цистеина. [c.161]

Титрование от pH 8,5 до pH 6,5 обусловлено взаимодействием протонов с имидазольными группами гистидина и с концевыми а-аминогруппами, которые присутствуют в белке в небольшом количестве. Общее число этих групп будет соответственно равно числу эквивалентов кислоты, необходимых для титрования в этой области pH. И, наконец, общее число е-аминогрупп лизина, гидроксильных групп тирозина и сульфгидрильных групп цистеина равно числу эквивалентов основания, необходимых для титрования от pH 8,5 до pH II—12. Аргинин при титровании непосредственно не определяется, так как константа диссоциации гуанидиновой группы настолько высока (р/Сз несколько выше 13), что эта группа при любом значении pH, допускающем точные измерения, не может в заметном количестве перейти в ионизированную форму. Поэтому максимальное связывание основания белком нельзя определить достаточно точно. [c.162]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология