Белки титрование

Рис. 112. Кривые титрования трех модельных щелочных белков (1— и тех же обменников, что на рис. 111

Правда, в белке имеются различные кислые и основные группы, но формула (V. 5) остается приближенно правильной, если отнести значения Ка Кв наиболее сильным группам. Для полного определения молярного содержания различных ионо генных групп в белке и их констант диссоциации измеряют ход поглощения Н+ - и 0Н - ионов в широком интервале pH (примерно, pH 2—12), прибавляя к белковому раствору различные количества кислоты или щелочи и измеряя равновесное pH водородным или стеклянным электродом. При помощи этих кривых титрования белков определяют также максимальную емкость поглощения кислот и оснований, т. е. максимальное число зарядов на белковой молекуле. Например, для сывороточного альбумина человека при pH = 2 эта величина составляет 7]о = 100 элементарных зарядов на молекулу белка. [c.114]

Рис. 111. Кривые титрования трех модельных кислых белков (1—3) и слабых ионообменников DEAE- л СМ-целлюлозы (см. рис. 109)

Рассмотрение кривых титрования щелочных белков (рис. 112) позволяет в результате аналогичных рассуждений прийти к выводу [c.265]

На интервал перехода окраски индикатора влияют температура, присутствующие в растворе посторонние вещества, например, соли, белки, иеводные растворители. Интервал перехода окраски индикатора должен перекрывать положение точки эквивалентности на кривой титрования. [c.332]

Построив кривую титрования (см. рис. 24) и определив точку эквивалентности, рассчитывают количество сульфгидрильных групп, соответствующее 200 000 г белка. [c.160]

Для количественного анализа взаимодействия проводят другой эксперимент, в котором определяют максимальный прирост интенсивности флуоресценции зонда при его полном связывании с белком. При этом постоянную низкую концентрацию аурамина О (которую выбирают таким образом, чтобы можно было зарегистрировать флуоресценцию зонда в буфере) титруют нарастающими количествами фермента. Строят график двойных обратных величин и проводят экстраполяцию к бесконечной концентрации белка. Таким образом устанавливают значение интенсивности флуоресценции данной концентрации зонда при его полном связывании с ЛДГ. Соотношение полученной величины с флуоресценцией данной концентрации зонда в буфере показывает, во сколько раз увеличивается флуоресценция аурамина О при связывании. Используют несколько концентраций аурамина О для титрования белком, что повышает точность определения величины прироста флуоресценции (Фтах). В этих экспериментах [c.342]

В начальной стадии титрования процесс образования тройного комплекса субъединиц белка с аурамином О и НАД опережает диссоциацию аурамина О из комплекса из-за разведения при добавках НАД. В дальнейшем диссоциация аурамина О из комплекса с белком становится явной, что и приводит к описанному снижению концентрации этого типа субъединиц в области больших добавок НАД. [c.349]

Тот факт, что белки являются многовалентными кислотами и основаниями, определяет важное свойство их структуры. Значения рК кислотных групп в белках приведены в табл. 20,1. Значение р/С данной группы в белке меняется в широком диапазоне из-за влияния соседних частей белка, а также из-за электростатического действия зарядов на остаток молекулы белка. Если суммарный заряд молекулы белка положителен, как это имеет место в ряде кислотных растворов, то протону легче выйти из кислотной группы, и значения р/С понижаются. Если же суммарный заряд отрицателен, как в случае некоторых щелочных растворов, то протону труднее выйти из кислотной группы, и значения рК повышаются. Вследствие этого кривая титрования белка может быть более крутой, чем кривые титрования аминокислотных цепей. На каждом конце полипептидной цепи будет находиться а-карбоксильная или а-ами-ногруппа. Добавочные электрические заряды — это результат связывания ионов белком. В изоэлектрической точке число положительных зарядов равно числу отрицательных зарядов, так что в приложенном электрическом поле белок не движется. [c.602]

Составьте таблицу значений р/Са для кислых и основных групп, входящих в состав белка. Какие из этих групп больше всего влияют на кривые титрования белков [c.191]

Законы электростатики были с успехом использованы также при интерпретации кривых титрования белков, суммарный отрицательный или положительный заряд поверхности которых непрерывно меняется по мере роста числа присоединившихся протонов при переходе от высоких значений pH к низким [17]. [c.260]

Помимо методов электрометрического титрования и электрофореза, положение изоточки белков иногда определяется по ряду свойств, косвенно связанных с зарядом частиц — по вязкости, набуханию, осмотическому давлению, оптическому вращению, кривые зависимости которых от рн обладают минимумом в изоточке. [c.116]

Электрические заряды на коллоидных частицах возникают в результате преимущественной адсорбции одного из ионов электролитов из раствора или диссоциации собственных ионогенных групп. Независимо от механизма возникновения зарядов на коллоидных частицах, при достаточной плотности расположения зарядов, образуется двойной электрический слой, состоящий из зарядов на поверхности и из компенсирующих ионов в растворе при этом, по теории Штерна, компенсирующие ионы частично входят в прилегающий к поверхности адсорбционный слой, а частично — в диффузную часть двойного слоя. Изучение заряда поверхности методом электрокапиллярных кривых (на ртути, V. 4) и кривых титрования (золи AgJ, растворы белков) позволили определить точки нулевого заряда (в белках — изоионную точку, V. 5) и установить их смещение в растворах различных электролитов. [c.132]

При использовании в качестве нуклеофильных агентов Рг- и ОМ-диаминов (0,1 М EDP-карбодиимида, 340 моль диамина на 1 моль белка) степень связывания этих диаминов оценивали, определяя количество аминогрупп в белке титрованием тринитро-бензолсульфонатом [Угарова и др., 1978а 19786]. В случае Рг-ди-амина пероксидазная активность уменьшилась на 70%, причем фермент содержал 3 моль диамина на 1 моль белка. Несколько меньшие потеря активности и связывание диамина наблюдались при применении СМ-диамина (табл. 11). Модифицированный фермент по своим спектральным характеристикам не отличался от нативного. [c.109]

Результаты титрования позволяют определять константы диссоциации слабых кислот и оснований, в том числе поли-функциональных. По этой причине потенциометрический метод являе1ся одним из важнейших методов изучения нолиэлектро-литов, в том числе и биополимеров, таких как белки, полипептиды, нуклеиновые кислоты. [c.245]

Кривые титрования белков, являющихся полиамфолитами, имеют плавный характер, часто без заметных перегибов. Это обусловлено различными причинами. Макромолекулы белков содержат обычно несколько типов как основных, так и кислотных групп, каждый из которых имеет свое значение рК и характеризуется своей точкой перегиба на кривой титрования. Но даже одному типу групп соответствует несколько значений р/С в зависимости от окружения этих групп на поверхности или внутри белковой глобулы. Наконец, описанные выще электростатические эффекты, которые приводят к сглаживанию кривых титрования поликислот (или полиоснований), действуют так же и в случае полиамфолитов. [c.127]

При наложении на тело двух электродов и подключении постоянного тока к Рис. 16. Кривая кондукто- аноду движутся отрицательно заряжен-метрического титрования ные ИОНЫ и коллоидные частицы (в том кис,поты щелочью числе и большинство белков). К катоду /о°т1Гн шел ГпУ1,°рн 7 " же устремляются гидратированные положительно заряженные ионы. [c.58]

Разумеется, исследователь редко располагает кривыми титрования всех белко , входящих в состав смеси, и выбор ойтимального значения pH производится эмпирически (как описано ниже). Но здесь мы хотели проиллюстрировать то обстоятельство, что подбор оптимального для фракционирования белков значения pH буфера элюции является делом не только очень важным, но и весьма тонким. Отклонение на одну единицу pH в безобидной нейтральной области для приведенного выше (вполне реального) примера трех кислых белков могло привести к отсутствию разделения двух пз них. [c.265]

Определение аммиака методом титрования. Во внутренний цилиндр чашки добавляют 1—2 капли индикатора Ташира и титруют раствором щелочи до появления зеленого окрашивания. При правильном приготовлении индикатора переход окраски от фиолетовой к зеленой происходит от одной капли щелочи. По разности в количестве щелочи, пошедшей на титрование контрольной и опытной проб, рассчитывают количество аммиака в исследуемом растворе, учитывая, что 1 мл 0,01 н. раствора H2SO4 связывает 0,14 мг азота. По количеству найденного азота рассчитывают количество белка в опытной пробе. [c.87]

Для определения количества SH-rpynn в белках и пептидах наиболее широкое распространение получили следующие методы амперометрическое титрование азотнокислым серебром, титрование га-хлор-меркурибензоатом (га-ХМБ) (метод Бойера) и определение при помощи ДТНБ — реагента Эллмана. [c.157]

Сульфгидрильным группам миозина принадлежит важная роль в ферментативном катализе, а также в образовании актомиозинового комплекса. По данным аминокислотного анализа, в миозине содержится 15—17 моль SH-rpynn на каждые 200 000 г белка (молекулярную массу миозина в настоящее время считают равной 500 000 Да). В препаратах миозина методами титрования обычно определяется 10— [c.159]

Раствор аурамина О готовят на том же буфере, используя коэффициент молярной экстинкции, равный 4,41-10 М см при 430 нм. Титрование ЛДГ аурамином О проводят непосредственно во флуори-метрической кювете, добавляя к раствору белка конечной концентрации 4,4-10 5 М раствор аурамина О так, чтобы его конечные концентрации менялись от М до 2,5-10 М. В качестве контроля снимают флуоресценцию тех же концентраций аурамина О в отсутствие белка Значения интенсивности флуоресценции исправляют на флуоресценцию свободного зонда и на разведение белка при добавлении аурамина О (следует использовать минимальные объемы раствора красителя). Учитывают влияние эффекта внутреннего фильтра по формуле [c.341]

Активность миозина в пробах рассчитывают в микромолях неорганического фосфата за 1 мин на 1 мг белка. Проводят сопоставление кривой титрования сульфгидрильных групп миозина ПХМБ и кривой изменения его активности при разной степени модификации. Отмечают полную потерю активности ферментом при 100%-ном блокировании SH-rpynn, а также 1,5—3-кратную активацию АТФазы при блокировании до 50% SH-rpynn. [c.399]

Заполнив опытную кювету указанным вышё раствором, добавляют требуемое количество гексокиназы и реакцию начинают внесением исследуемого препарата (митохондрии, митопласты, супернатант S2, внешние мембраны). Реакцию регистрируют 1—2 мин, чувствительность прибора калибруют внесением титрованного раствора H I и рассчитывают удельную активность в микромолях АДФ, превращенного за 1 мин в расчете на 1 мг белка. [c.413]

При измерении активности на рН-метре необходимо после завершения каждого измерения определять цену деления шкалы на самописце. Для этого в кювету вносят небольшой объем (0,02—0,05 мл) титрованной НС1 (50 мМ) и фиксируют величину отскока пера самописца. 3. Ферментативную активность выражают в мкмолях окисленного НАДН за 1 мин в расчете на 1 мг белка препарата Кейлина — Хартри. [c.442]

Колбочки помещают в термостат аппарата Варбурга при 28° С и выравнивают температуру в течение 15 мин. В каждую колбочку добавляют по 0,1 мл густой суспензии митохондрий (6—7 мг белка) и пробы инкубируют в течение 10 мин при перемешивании. По окончании инкубации их помещают в лед и после быстрого охлаждения их содержимое осторожно наслаивают на поверхность холодного 0,88 М раствора сахарозы. Предварительно охлажденную до 0°С сахарозу разливают по 5—7 мл в четыре центрифужных стаканчика от супернасадки центрифуги ЦЛР, стоящие во льду. Пробы центрифугируют при максимальной скорости вращения 10 мин. Верхний слой отсасывают пипеткой и отбрасывают, раствор сахарозы сливают и поверхность осадков осторожно споласкивают 0,3 М сахарозой, охлажденной до 0°С. В стаканчик добавляют по 1,5 мл 1 н. хлорной кислоты, осадки хорошо размешивают стеклянной палочкой и центрифугируют при 5000 в течение 15 мин. Супернатанты собирают в пробирки и экстракцию повторяют вновь в тех же условиях. Объединенные супернатанты нейтрализуют крепким раствором МН40Н. К нейтрализованным растворам добавляют по 2 мл метилового спирта, 2,5 мл 1 М аммиачного буфера, 0,2 мл раствора цианистого калия и 0,4 мл раствора эриохро-ма черного Т в метиловом спирте. Объем доводят до 10 мл аммиачным буфером. Определяют количество Mg + в пробах, измеряя оптическую плотность при 520 нм против раствора, не содержащего Mg +. Калибровочную кривую строят одновременно с обработкой опытных проб, используя в качестве стандарта титрованный раствор Mg l2. Область концентраций, в которой сохраняется линейная зависимость между количеством Mg + и оптической плотностью, — О—0,3 мкмоль Mg2+ на пробу. [c.457]

Для проведения следующей части работы на полярографе подбирают максимальную концентрацию Са +, добавление которого к митохондриям в среде с сукцинатом вызывает обратимую активацию дыхания. Для прочносопряженных митохондрий печени крысы (4—5 мг белка в пробе) это составляет около 200—400 мкМ Са +. Дальнейшие измерения проводят на регистрирующем рН-метре. В ячейку рН-метра со средой инкубации и погруженными электродами добавляют последовательно митохондрии, сукцинат и выбранную концентрацию Са +. Регистрируют быстрое освобождение ионов Н+ (закисление среды) из матрикса в ответ на добавление Са +. После аккумуляции всего добавленного Са + изменения pH среды прекратятся и на фоне нового стационарного значения pH в суспензии добавляют 1—2 раза одинаковое количество титрованной НС1 или КОН для калибровки шкалы (конечная концентрация НС1 или КОН в используемых условиях должна составлять около IO М). Проводят серию аналогичных проб, содержащих увеличивающиеся концентрации ДНФ, и каждый раз регистрируют скорость закисления среды в процессе активного транспорта Са2+. Для полного торможения транспорта Са + в митохондриях диапазон концентрации ДНФ должен быть значительно (в 2—3 раза) расширен по сравнению с опытами по измерению сукцинатоксидазной активности. Делают 5—6 измерений и строят графическую зависимость скорости транспорта Са + от концентрации разобщителя (5—6 экспериментальных точек). [c.470]

Титрование остатков тирозина в белке можно провести спектрофотометрически. а. Объясните, как это можно сделать, б. При какой длине волиы (или длинах воли) вы стали бы проводить измерения в. Покажите, что для соединения с одной диссоциирующей группой и значениями коэффициентов молярной экстинкции енл и А для недиссоциированной и диссоциированной форм соответственно выполняется следующее соотношение (е — кажущаяся молярная экстинкция при данном pH) [c.75]

Более сложным оказался вопрос о строении полимерной цепи в рибонуклеиновых кислотах. РНК также являются высокомолекулярными соединениями, цепь которых состоит из рибонуклеозидов. Полимер при гидролизе распадается на соответствующие мономеры — рибонуклеоти-ды и, следовательно, РНК являются, подобно белкам и полисахаридам, продуктами поликонденсации мономеров, происходящей с отщеплением иппн Молекулярный вес РНК ниже молекулярного веса ДНК и колеблется в значительных пределах, достигая 1 000 000. РНК, будучи кислотами, при титровании показывают присутствие только первичного кислотного гидроксила. Так как известно, что пирофосфатная связь в них также отсутствует, то единственным возможным типом построения полимерной цепи является тип [c.248]

Эта реакция, аналогично параллельно протекающей реакции, описанной 1В гл. 4 [уравнение (4-31)], которая приводит к образованию желтой нестабильной формы тиамин-аниона, является примером практически полностью кооперативного отщепления двух протонов, сопровождающегося структурными изменениями. В ходе титрования не обнаружено сколько-нибудь значительных концентраций промежуточного соединения. Это свойство необычно для небольших молекул, и оио помогло Вильямсу и др. правильно установить строение витамина. Имеют ли эти реакции какое-либо биологическое значение Тиольиая форма, представленная выше, или желтая форма [уравнение (4-31)], могла бы присоединяться к активным центрам белков с помощью дисульфидных связей. Одиако если такие реакции ферментов с тиамином и происходят, то пока они еще ие обнаружены. [c.208]

В частицах лиофобных золей всегда содержится компактное ядро, лишенное электрических зарядов. Напротив, в частицах белков и полиэлектролитов подобное ядро отсутствует, и они по всей своей массе несут способные к диссоциации ионогенные группы. В белках ионогенные группы имеют различную химическую природу — кислые карбоксильные, основные амино-группы и др., вследствие чего белки относятся к классу амфотерных электролитов. При крайних рн резко преобладает диссоциация групп одного знака и, например, при рН-2 белковая молекула несет лишь положительные заряды. Однако тот же заряд при кислых рн можно представить, по Бьерруму и Линдер-штрем-Лангу, обусловленным не диссоциацией солеобразных аминогрупп, а адсорбцией Н+-ионов из раствора и подавлением диссоциации СОО -групп на белковой молекуле. При любом предположении белковая молекула при данном pH несет точно определенное число зарядов, а компенсирующие ионы располагаются в растворе с определенной плотностью распределения, что, соответственно, измеряется при помощи кривых титрования и электрофоретической подвижности (см. ниже). [c.105]

Электропроводность коллоидного раствора слагается из электропроводности, обусловленной коллоидными частицами, и электропроводности находящихся в растворе электролитов. Если посторонних электролитов в растворе очень мало (высокоочищенные растворы белков и полиэлектролитов), измерениями электропроводности можно воспользоваться для определения удельного заряда или подвижности частиц, однако, в лиофобных золях определить собственную электропроводность коллоидных частиц довольно трудно. Существенное влияние на собственную электропроводность частиц оказывает структура двойного электрического слоя, так как подвижность компенсирующих ионов ограничивается электрофоретическим торможением со стороны коллоидных частиц (более медленно передвигающихся в поле, чем ионы) и скоростью перестройки ионной атмосферы в переменном поле (эффект релаксации). В свою очередь, измерениями электропроводности в широком диапазоне частот (дисперсия электропроводности) пользуются при изучении структуры двойного слоя. В растворах полиэлектролитов (например, полиакриловой кислоты) измерения эквивалентной электропроводности X при различных концентрациях представляют интерес для характеристики формы молекул, так как значения X падают в той области концентраций, в которой расстояния между молекулами полимера становятся велики по сравнению с толщиной двойного электрического слоя (Каргин). Измерения электропроводности коллоидных растворов при их взаимодействии с нейтральными солями (метод кондуктометриче-ского титрования) широко применялись при исследовании состава двойного слоя и процессов вытеснения из коллоидных частиц, например, подвижных Н+-ионов (Паули, Рабинович). [c.131]

Другими важными методами разделения и очистки белков являются злектрофо-рез и ионообменная хроматография. Оба метода основаны на различных свойствах частиц, несущих неодинаковый заряд. Величина и знак заряда для каждого белка характеризуются числом ионизируемых боковых групп аминокислотных остатков и, как в случае аминокислот (разд. 1.4.2), могут быть установлены из кривой титрования. Выше ИЭТ находится зона pH с отрицательным, а ниже. ИЭТ — зона pH с избыточным положительным зарядом молекулы. [c.350]

В изоэлектрической точке белковая молекула представляет собой цвиттер-иои, т. е. положительные и отрицательные заряды в молекуле взаимно уравновешиваются и суммарный заряд молекулы равен нулю растворимость и гидратация минимальны, отсутствует движение в электрическом поле. Изоэлектрическая точка может быть определена из кривой титрования, отражающей суммарное состояние ионизации молекулы. В случае глобулярных белков ионизируемые группы преимущественно локализова-, ны иа поверхности молекулы. Группы, находящиеся внутри или принимаю- щие участие в образовании водородных связей, могут быть зарегистрированы титрованием после денатурации. Кроме того, изоэлектрическая точка( может быть установлена путем определения минимума растворимости й [c.356]

При этом проводящееся титрование разрушает градиент pH, отчего белки расфокусировываются, и оказывается возможным транспорт белков к детектору. Другая возможность мобилизации белков состоит в том, что в капилляре они приводятся в движение по направлению к детектору путем наложения разности давлений (давление или разрежение). При этом, однако, напряжение должно оставаться включенным, чтобы противодействовать уширению полос в процессе детектирования. Поскольку фокусировка происходит во всем капилляре, т.е. в том числе и между ячейкой детектора и катодом, белки с крайне высокими значениями р1 могут уклоняться от детектирования. Этого можно избежать, заполняя капилляр едким натром вплоть до места детектирования. [c.106]

О возможности миграции ацильной группы в разбавленных водных растворах кислот высказывались различные предположения. Тенфорд [308] изучал кривые титрования нескольких подробно охарактеризованных белков (инсулин, рибонуклеаза, лизоцим, р-лактоглобулин, овальбумин и альбумин сыворотки крови человека). Он установил, что по крайней мере для указанных белков отсутствуют данные, свидетельствующие об увеличении количества аминогрупп при pH 2 — самом низком значении, достигнутом в ходе титрования. Приведенные выше данные показывают, что перегруппировка легче происходит в концентрированных водных растворах кислот. [c.222]