Мембрана эритроцитарная

УФ-излучение в интервале длин волн 240—390 нм эффективно поглощается такими структурными компонентами эритроцитарной мембраны, как полиненасыщенные жирные кислоты фосфолипидов, а также ароматические и серосодержащие остатки интегральных белков. Необходимо отметить, что мембранные эффекты УФ-облучения в значительной степени вызываются пероксидным окислением липидов и лишь частично обусловлены фотохимическими превращениями белков. Следовательно, поглощение УФ-излучения в интервале длин волн 240—390 нм указанными выше хромофорами эритроцитарных мембран индуцирует такие структурные перестройки липидного бислоя и интегральных белков, которые, в свою очередь, затрагивают конформационное состояние АХЭ и приводят к увеличению ее функциональной активности. [c.150]

Механизм гемолитического действия ПГФ пока не ясен. Д. И. Сахибов, В. М. Сорокин, Л. Я. Юкельсон (1972) высказывают свои предположения и приводят мнения ряда авторов о влиянии прямого гемолизина на мембраны эритроцитов. Прямой гемолизин, имеющий щелочные свойства, несет положительный заряд. При помощи электростатистических сил он связывается с кислыми группировками эритроцитов (изоэлектрическая точка эритроцитов находится в кислой среде). Б результате этих кислотно-щелочных реакций изменяется структура эритроцитарной мембраны. [c.94]

Под деформируемостью эритроцитов понимают одно из важнейших свойств клеток видоизменять свою форму в процессе циркуляции в ответ на воздействия внешних сил на клеточную мембрану, Степень деформируемости зависит от состояния внутренней среды эритроцита и окружающей его среды. Внутренняя среда эритроцита определяется внутриклеточной вязкостью, вязкоэластическими свойствами мембраны и отношением площади поверхности эритроцитов к их объему. Изменение отношения площадь—объем и индекса сферичности оказывает влияние на способность эритроцитов к деформируемости. Для исследования последней используют метод, основанный на изменении времени растекания буферного раствора и эритроцитарной массы по поверхности бумажного фильтра. [c.110]

Определяют целостность эритроцитарной мембраны по выходу гемоглобина в среду инкубации. Устойчивость мембраны может оцениваться по спонтанному гемолизу, а также при действии разнообразных факторов физической (температура, встряхивание, излучение) и химической (кислоты, шелочи, соли и др.) природы. [c.111]

Информативным тестом для оценки нативного состояния эритроцитарной мембраны, а также исследования структурных перестроек и изменений в функционировании ее основных компонентов — липидов и белков, индуцированных воздействием целого ряда физико-химических агентов, является определение функциональной активности конформационного маркера мембраны — ацетилхолинэстеразы (см. раздел 1.2.5). [c.149]

Наблюдаемый эффект активации мембранной АХЭ может быть связан, по всей вероятности, со структурными перестройками молекул ближайшего липидного окружения фермента, обусловленными воздействием на него бензилового спирта и, прежде всего, его фотохимических продуктов. Вследствие разрыхления липидной фазы мембраны, модифицированной бензиловым спиртом, и увеличения подвижности ее отдельных компонентов возможно ослабление связей АХЭ с молекулами, находяш имися в непосредственном контакте с ней, а именно фосфатидилсерина. Результатом этих процессов, по-видимому, являются конформационные превращения всей молекулы АХЭ и демаскирование ее активного центра на поверхности эритроцитарной мембраны, проявляющиеся в резком возрастании функциональной активности фермента. [c.154]

При УФ-облучении (240—390 нм) эритроцитарных мембран в присутствии бензилового спирта обнаруживается практически полное ингибирование мембранной АХЭ (рис. 38). По-видимому, наблюдаемый эффект может быть обусловлен реализацией нескольких параллельно протекающих процессов, индуцированных воздействием УФ-излучения на эритроцитарные мембраны и приводящих к экранированию активного центра [c.156]

Аналогичные результаты были получены и при исследовании функциональной активности АХЭ мембран эритроцитов, модифицированных фосфолипазой, в нативном состоянии и после УФ-облучения в дозе 3,0 кДж/м (рис. 41). Воздействие УФ-излучения в дозе 3,0 кДж/м на эритроцитарные мембраны, обработанные фосфолипазой В, приводит к практически полному ингибированию фермента. Следовательно, и в этом случае модификация липидной фазы мембран вызывает инактивацию АХЭ — эффект, противоположный изменениям активности белка, регистрируемым при облучении интактных мембран. [c.160]

Рис. 43. Фоточувствительность ацетилхолинэстеразы интактных и модифицированных фосфолипазой В эритроцитарных мембран 1 — ин-тактные мембраны 2 — модифицированные мембраны

Из анализа рисунка следует, что при взаимодействии эритроцитарных мембран с ЛДГ, облученной УФ-светом при указанных значениях pH, не выявляются статистически достоверные отличия значений интенсивности флуоресценции зонда в комплексе мембраны — ЛДГ в нативном состоянии и в комплексе мембраны — УФ-облученный фермент . [c.183]

Удобной моделью для изучения структурно-функциональных модификаций биомембран, индуцированных воздействием целого ряда физико-химических агентов, являются эритроцитарные мембраны и клетки, что обусловлено следующими причинами [c.230]

Предварительно выделить мембраны эритроцитов из крови согласно методике, описанной в лабораторной работе № 1. Используя описание методики в лабораторной работе № 5, провести определение каталитической активности АХЭ эритроцитарных мембран в норме и при воздействии УФ-излучения в дозах 1,5 3,0 4,5 кДж/м . Данные занести в таблицу, аналогичную табл. 19. Те же эксперименты провести с буферными растворами свободной ацетилхолинэстеразы (10 моль/л). Оформить табл. 19 для фермента в свободном состоянии. Результаты представить в виде графика, где по оси абсцисс отложены величины доз УФ-света, а по оси ординат — значения активности АХЭ, выраженные в процентах от уровня контрольного образца, для свободного (кривая 1) и мембраносвязанного (кривая 2) фермента. Сделать вывод об уровне фоточувствительности разных форм фермента. Чем могут быть обусловлены различия в характере УФ-индуцирован-ных изменений функциональной активности свободной и связанной АХЭ [c.240]

Естественно, что любая клеточная мембрана благодаря протеканию разнообразных метаболических процессов, в частности, связанных с превращением липидов, отличается по структуре от идеальной искусственной бислойной мембраны. Помимо метаболитов фосфолипидов и жирных кислот поверхностные мембраны содержат интегральные белки, некоторые из которых, являясь селективными ионными порами, существенно снижают величину электрического сопротивления бислоя. В частности, высокая проницаемость для хлора свойственна эритроцитарной мембране. Это объясняется тем, что основной интегральный белок мембраны эритроцитов белок полосы III) выполняет функцию анионного канала. [c.36]

Каталитическая активность мембранной ацетилхолинэстеразы находится под контролем структурного состояния липидной фазы эритроцитарной мембраны. Фосфолипазы (Аз, С и В) оказывают на мембраны близкое модифицируюп ] ее действие, хотя они характеризуются не только различной специфичностью (природой разрываемых в липидах связей), но и пространственной асимметрией действия. Панкреатическая фосфолипаза Ад и фосфолипаза В гидролизуют липиды, расположенные на обеих сторонах эритроцитарной мембраны, а фосфолипаза С гидролизует фосфолипиды, расположенные на внутренней ее стороне. Модификация липидного бислоя с внутренней стороны мембраны приводит к изменению структурного состояния липидов, а затем и белков, расположенных снаружи. Косвенным свидетельством возможности такой трансмембранной передачи структурного сигнала может служить отрыв ацетилхолинэстеразы от мембраны под влиянием фосфолипазы С (И. Д. Болотовский и соавт., 1987). Обработка любыми фосфолипазами как бы превращает мембраносвязанный фермент в квазисвободный. [c.55]

Экспериментальный силикоз животных. При экспериментальном изучении силикоза широко используются различные биологические модели от микросомных и эритроцитарных взвесей (на которых исследуется действие Si02 на мембраны) и клеточных культур (служащих для оценки цитотоксичности) до целостного организма. Чаще всего в опыт берут белых крыс. Помимо хронического ингаляционного запыления в камерах применяется также интратрахеальное введение пылевой суспензии (обычная доза для крыс — 50 мг пыли в 1 мл физиологического раствора), внутрибрюшинное ее введение (на короткий срок с целью изучения фагоцитарной реакции или на более длительный для получения силикотического фиброза сальника), внутривенное (для получения силикотических изменений в печени), подкожное. Наиболее характерный для силикоза патолого-морфологический элемент — так называемый силикотический узелок — является соединительнотканным образованием, основные черты которого однотипны для любой органной локализации процесса, а патологические изменения в легких л<ивотных при интратрахеальном и в особенности при ингаляционном запылении близки к изменениям, обнаруживаемым при силикозе в легких человека [14]. [c.365]

Ярким примером, иллюстрирующим чрезвычайно высокую чувствительность спинового зонда в изучении конформационных перестроек мембран, служит работа [185], в которой с помощью зонда СП(10,3) исследовано влияние двух очень близких по структуре лекарственных препаратов — простогландина и Ег на состояние эритроцитарной мембраны. Исследование степени упорядоченности этого зонда, проведенное при очень низких концентрациях исследованных биологически активных веществ —10 М), показало противоположный характер действия этих веществ на состояние липидных областей мембраны. Исследование зависимости этого эффекта от ионного состава среды позволило авторам работы [185] сделать ряд выводов о механизме ре- [c.180]

При переливании крови (гемотрансфузии) очень важно, чтобы кровь, получаемая пациентом (он в данном случае называется реципиентом), бьша совместима с его собственной. В случае несовместимости наблюдается особого рода иммунная реакция. Происходит это потому, что мембраны эритроцитов несут на поверхности гликопротеины, называемые агглютиногенами, которые действуют как антигены и реагируют с антителами (агглютининами), содержащимися в крови реципиента. В результате этого взаимодействия донорские эритроциты агглютинируют, т. е. слипаются друг с другом после связывания с антителами реципиента. Известно несколько таких эритроцитарных антигенов, которым соответствуют разные системы групп крови. Наиболее известная из них — система ABO. Ее агглютиногены обозначаются буквами А и В. Комплементарные им антитела — а и Ь — постоянно циркулируют в плазме крови, т. е. не образуются в ответ на появление агглютиногена, как в случае описанньгх выше иммунных реакций. Если эритроциты данного человека несут [c.183]

Классификация, структура, функции и локализация мембранных йвлков. Структурно-функциональная организация мембранного каркаса эритроцитарной клетки. Характеристика основных белков эритроцитарной мембраны спектрина, актина, белка полосы 3, гликофоринов и др. Понятие о векторных ферментах биомембран. Структура, функциональные и некоторые физикохимические свойства интегральных мембранных белков на примере Ма" , К" -АТФазы и ацетилхолинэстеразы. [c.282]

Периферические белки не взаимодействуют с фосфолипидами в бислое непосредственно вместо этого они образуют слабые связи с гидрофильными участками специфических интегральных белков. Например, анкирин, периферический белок, связан с интегральным белком полосы П1 эритроцитарной мембраны. Спектрин, образующий скелет мембраны эритроцита, в свою очередь связан с анкирином и, таким образом, играет важную роль в поддержании двояковогнутой формы эритроцита. Молекулы иммуноглобулина являются интегральными белками плазматической мембраны и высвобождаются только вместе с небольшим фрагментом мембраны. Интегральными белками являются многие рецепторы различных гормонов, и специфические полипептид-ные гормоны, связывающиеся с этими рецепторами, можно, таким образом, считать периферическими белками. Такие периферические белки, как пептидные гормоны, могут даже детерминировать распределение в плоскости бислоя интегральных белков — их рецепторов (см. ниже). [c.132]

В ходе проведения экспериментов было выявлено, что поперечное сечение инактивации мембраносвязанной эритроцитарной ацетилхолинэстеразы больше, чем у свободного фермента. Нарушение структурного состояния эритроцитарной мембраны с помош ью фосфолипаз приводит к уменьшению фоточувствительности ацетилхолинэстеразы. Такой же эффект вызывает и удаление из мембраны значительного количества холестерина, опре-деляюш его текучесть липидной фазы мембраны. Влияние мембранного окружения на УФ-чувствительность ацетилхолинэстеразы реализуется, по крайней мере, двумя путями посредством изменения конформационного состояния фермента за счет межмолекулярных взаимодействий и посредством повреждения белковой молекулы продуктами фотохимических превраш ений липидов. То есть состояние мембранного фермента зависит не только от эффективности протекания фотохимических процессов в самом белке, но и от фотохимических реакций в соседних компонентах, инициируюш их структурные перестройки мембраны. [c.131]

На рис. 40 показаны УФ-индуцированные изменения функциональной активности АХЭ мембран эритроцитов, модифицированных фосфолипазой В, в интактном состоянии и после УФ-облучения в дозе 1,5 кДж/м Предварительная обработка эритроцитарных мембран раствором фосфолипазы В в концентрации 10 моль/л (pH 5,6 0,03 моль/л СаС12) с последующим удалением модифицирующего -агента путем центрифугирования практически не влияет на величину каталитической активности мембранной АХЭ уровень изучаемого параметра — 105 % по отношению к таковому для нативных мембран (100 %). Однако УФ-облучение эритроцитарных мембран, обработанных фосфолипазой В, индуцирует резкое снижение функциональной активности АХЭ до 8 %. Следовательно, воздействие УФ-света на мембраносвязанный фермент после модификации липидной фазы мембран вызывает его инактивацию, т. е. выявляется эффект, противоположный наблюдаемым изменениям (активация) исследуемого параметра при облучении интактных мембран. Таким образом, в случае химической модификации липидного компонента мембраны путем гидролиза фосфоглицеридов и сфингомиелина как на внешней, так и на внутренней поверхности мембраны фоточувствительность эритроцитарной АХЭ существенно изменяется. [c.160]

На рис. 48 показаны УФ-индуцированные изменения функциональной активности На+, К -АТФазы эритроцитарных мембран, обработанных фосфолипазой В. После модификации фосфолипидов мембраны фоточувствительность связанного фермента суп] ественно изменяется. Воздействие УФ-света на обработанные фосфолипазой мембраны приводит к нарушениям в функционировании Ыа+, К+-АТФазы, отличаюш имся по направленности от таковых при облучении интактных мембран, т. е. происходит фотоактивация модифицированного фермента. Следовательно, обработка липидной фазы фосфолипазой нивелирует протекание процессов, обусловливаюгцих фотоинактивацию Ка , [c.171]

Рис. 50. Каталитическая активность лактатдегидрогеназы в комплексе с эритроцитарными мембранами и трито-новыми тенями эритроцитов (2-10 моль/л, 0,15 мг/мл белка мембран) — изолированные мембраны 3 — три-тоновые тени

Тени эритроцитов, полученные путем гипоосмотического гемолиза и отмытые от гемоглобина в изотоническом буфере, содержат около 50 % белков, 43 % липидов и 7 % углеводов. Белковые компоненты мембраны были идентифицированы методом электрофореза в ПААГ в присутствии додецилсульфата натрия. В соответствии с локализацией их подразделяют на периферические и интегральные (см. главу 1). Периферические белки расположены на поверхности мембраны и им соответствуют полипептидные полосы 1, 2, 4, 5 и 6. Интегральные белки погружены в липидный бислой и в некоторых случаях пронизывают его. Основным интегральным белком является белок полосы 3, осуществляющий транспорт анионов через мембрану. Его М-конец находится с цитоплазматической стороны, а С-конец погружен в бислой с наружной стороны мембраны. Периферические белки взаимодействуют друг с другом, образуя двумерный каркас, выстилающий внутреннюю поверхность эритроцитарной мембраны, который называют мембранным скелетом. Он содер- [c.230]

Выделить эритроцитарные мембраны по методике, описанной в лабораторной работе № 1. К 1 мл суспензии эритроцитарных мембран добавить 150 мкл смеси растворов FeSO (100 мкмоль/л) и аскорбиновой кислоты (2 ммоль/л) и инкубировать 5,15, 30, 45 и 60 мин при 37 °С. Затем провести определение ферментативной активности АХЭ нативных и модифицированных мембран. Параллельно исследовать уровень ТБК-реактивных продуктов пероксидного окисления липидов (см. лабораторную работу № 11). После завершения экспериментов сопоставить динамику изменений величин активности АХЭ в процессе развития ПОЛ эритроцитарных мембран и уровня накопленных окисленных продуктов липидов. [c.241]

Болотовский И. Д., Шейко Л. М., Конев С. В. Влияние состояния липидной фазы мембраны на эффективность фотохимической модификации эритроцитарной ацетилхолинэстеразы // Молек. биол. — 1978. [c.277]

Белки, примыкающие к мембране с цитоплазматической стороны, относятся к цитоскелету клетки (см. разд. 1.3). Строго говоря, они не являются компонентами мембраны. Но они могут прикрепляться к мембранным белкам. Так, белок полосы 3 эритроцитарных мембран объединяется в ансамбли с молекулами спектрина через специальный низкомолекулярный белок анкерин. Микротрубочки и микрофиламенты цитоскелета обеспечивают противодействие клетки изменению ее объема и создают эластичность. Основной белковый элемент цитоскелета — тубулин — способен агрегировать, образуя трубчатые структуры. Связь белков цитоске-дета с мембраной не постоянна. [c.23]

На тенях эритроцитов установлено, что фосфолипаза С инактивирует Ыа+, К+ — АТФ-азу. Поскольку подобного действия на интактные клетки фосфолипаза не оказывала, а также учитывая локализацию фосфатидилсерина на внутренней поверхности эритроцитарной мембраны, можно сделать заключение, что фермент локализован на внутренней поверхности мембраны. Однако исходя из механизмов действия АТФ-азных систем такое предположение кажется преждевременным, тем более что из ряда работ следует, что только активный центр Ыа+, К+ — АТФ-азы локализован на внутренней поверхности мембраны, тогда как реактивные группы локализованы на поверхности эритроцита и занимают 10 —10 всей его поверхности. Таким образом, можно предполагать, что АТФ-азная система также имеет трансмембранную локализацию. [c.30]

В мембране эритроцитов имеется анионный канал, делающий мембрану проницаемой для НСОз и С1 . Быстрый обмен этих ионов через мембрану имеет большое значение для транспорта СО2 эритроцитами. Как было показано относительно недавно, анионный канал-это димер белка, представленного при электрофорезе полосой 3 он составляет одну четверть общего количества белка в эритроцитарной мембране. Масса димера 95 кДа. Для определения локализации и ориентации белка полосы 3 использовали следующий прием интактные эритроциты, разорванные тени и вывернутые наружу мембранные везикулы подвергали протеолитическому действию химотрипсина. Результат протеолиза зависел от того, что было доступно действию химотрипсина наружная или внутренняя поверхность мембран или же обе поверхности сразу. Эти опыты показали, что белок полосы 3 локализован на обеих сторонах эритроцитарной мембраны и все молекулы белка одинаково ориентированы (рис. 10.23). Оказалось также, что углеводный компонент белка расположен на наружной поверхности. Трансмембранная локализация белка полосы 3 вполне [c.213]

Рис. 10.21. Электрофоретическое разделение белков эритроцитарной мембраны на ДСН-полиакрил-амидном геле. Краситель кумасси синий. (Печатается с любезного разрешения д-ра V. МагсЬез .)

Этот белок составляет полосу РА8-1. Исследования с применением протеолиза, химической модификации, а также электронной микроскопии показали, что гликофорин А состоит из трех доменов 1) N-концевой области, содержащей все углеводные единицы и локализованной на наружной стороне мембраны 2) гидрофобного срединного участка, погруженного в углеводный слой мембраны, и 3) С-концевой области, содержащей много полярных и ионизированных боковых цепей и расположенной на внутренней стороне эритроцитарной мембраны (рис. 10,24). Несмотря на большое количество данных о структуре глико-форина, функция его остается неизвестной. [c.214]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология