Центры связывания нуклеотидов

Центры связывания нуклеотидов NAD-связывающие центры дегидрогеназ [c.259]

По предположению Кон [21] наблюдение за поведением фермента при добавлении Са + может служить критерием для выбора схемы координации. Ферменты, образующие комплексы Е — субстрат — М +, например креатинкиназы, активируются Са +, в то время как на ферменты, образующие комплексы Е — М + — субстрат, Са + обычно действует как ингибитор. Основой этого эмпирического критерия является быстрая скорость обмена лигандов в Са +-комплексах [84], поскольку для Са + комплекс с мостиковым металлом неустойчив. Однако недавние исследования нукле-азы стафилококка по связыванию Са +, а также рентгеноструктурные работы показали, что этот ион взаимодействует с ферментом, включаясь в центр связывания нуклеотидов или очень близко к нему [85, 86]. Следовательно, в данном случае, по-видимому, имеет место образование мостикового комплекса фермент — Са + — нуклеотид, хотя не исключено и участие комплекса с ферментом в качестве мостика (М.2+ — Е — лиганд). [c.457]

В отличие от каталитической субъединицы протеинкиназы А, способной высвобождаться во время активации фермента, внутриклеточное перемещение недиссоциированной протеинкиназы О может быть затруднен. На основании аминокислотного анализа протеинкиназы О было установлено, что одна субъединица фермента содержит два центра связывания нуклеотида. [c.347]

Как а-, так и р-субъединицы фактора Р содержат весьма консервативные последовательности, подобные тем, что найдены в других АТФ-связывающих ферментах. Три места связывания нуклеотидов гораздо быстрее обменивают связанные нуклеотиды, чем остальные места. Поэтому в факторе Р различают прочно и слабо связанные нуклеотиды. В условиях, когда заполняется только один центр связывания нуклеотидов, гидролиз АТФ идет очень медленно (так называемый одноцентровый катализ). Связывание второй АТФ вызывает многократное ускорение реакции, что обусловлено увеличением скорости высвобождения продуктов (АДФ и фосфата) из активного центра. [c.134]

Другими ионами кальций в этой системе заменить нельзя. Ионы ртути, цинка, кадмия связываются в областях фиксации кальция и вызывают ингибирование ферментной активности этот эффект исчезает при добавлении в смесь ионов кальция. При замещении иона кальция на ион стронция сохраняется активность по отношению к гидролизу ДНК, но замещение ионом бария ведет к полной инактивации, как считают, вследствие геометрических искажений центра связывания кальция, которые передаются и на область связывания нуклеотида. Стерическое соответствие фермент — субстрат при этом утрачивается и активность резко падает. Эти примеры говорят о большом значении геометрической структуры, создаваемой и поддерживаемой ионом в системе фермент—ион—субстрат для правильного протекания ферментативной реакции. [c.364]

Кроме АДФ и АТФ пируваткиназа может превращать и другие нуклеотидные субстраты, но эта способность зависит от природы нуклеотида и от величины pH [9]. Пока неизвестно, существует ли корреляция между максимальными скоростями и усилением релаксации для соответствующих комплексов, подобно наблюдавшейся у креатинкиназы. Интересно, что предварительные эксперименты свидетельствуют об обратной зависимости между усилением релаксации комплекса Е—М—ФЕП и природой присутствующего иона одновалентного металла [77].Чем слабее ион М+ как активатор, тем значительнее усиление релаксации тройного комплекса. Пока еще не ясно, в какой степени это является следствием изменений в значениях и констант диссоциации ФЭП из комплекса [112]. Тем не менее подобные данные свидетельствуют о важной роли одновалентных ионов, которые, возможно, образуют центр связывания для карбоксильной группы ФЕП [77]. [c.679]

Как видно из рисунка, субфрагмент 1 представляет собой массивный моторный домен, содержащий центры связывания актина и АТФ, от которого отходит вытянутая, слегка изогнутая рукоятка мотора. Основу рукоятки составляет длинная (и 8,5 нм) а-спираль, идущая к С-концу субфрагмента 1, стабилизируемая охватывающими ее последовательно существенной и регуляторной легкими цепями. Центр связывания с актином и нуклеотид-связывающий центр представляют собой глубокие вытянутые карманы , расположенные на противоположных сторонах моторного домена на расстоянии 4 нм друг от друга. Обширный нуклеотид-связывающий карман глубиной 1,3 нм, стенки которого сходятся под утлом 40° друг к другу, в модели имеет размеры и 1,5 х 1,3 нм и, по-видимому, соответствует открытой конформации активного центра в отсутствие нуклеотида. Связывание АТФ должно приводить к захлопыванию кармана, что в случае фиксированного положения актин-связывающего участка на актине может вызывать перемещение С-конца миозиновой головки на расстояние не менее 5 нм. [c.255]

Fl имеет, по крайней мере, 3 участка связывания нуклеотидов, которые принадлежат -субъединице или расположены погранично между а и . В дополнение к ним чаще всего обнаруживается центр для связывания нуклеотидов, причем степень прочности связи может варьировать в соответствии с филогенетическим положением объекта. Эти участки также расположены на стыке а-и -субъединиц. В препаратах Fi из сердца быка обнаруживаются [c.116]

Механизм репрессии конечным продуктом на уровне транскрипции стал проясняться с 50-х гг. Больщой вклад в это внесли работы Ф. Жакоба и Ж- Моно. Было показано, что наряду со структурными генами, кодирующими синтез ферментов, в бактериальном геноме существуют специальные регуляторные гены. Один из них — ген-регу-лятор (ген R), функция которого заключается в регуляции процесса транскрипции структурного гена (или генов). Ген-регулятор кодирует синтез специфического белка — репрессора. Репрессор — аллостерический белок, имеющий два центра связывания один центр узнает определенную последовательность нуклеотидов на участке ДНК, называемом оператором (ген О), другой — взаимодействует с эффектором. Ген-оператор расположен рядом со структурным геном (генами) и служит местом связывания репрессора. В отличие от операторных генов гены-регуляторы расположены на некотором расстоянии от структурных генов (продукты регуляторных генов — репрессоры являются свободно диффундирующими белковыми молекулами). [c.118]

Механизм активации /V-белка и строение центра связывания гуаниловых нуклеотидов [c.110]

Особая сг-субъединица участвует в транскрипции ряда генов, ответственных за метаболизм азота. К ним относятся ген, кодирующий глутаминсинтетазу, и гены, контролирующие фиксацию атмосферного азота. Промоторы этих генов не содержат обычных для других промоторов последовательностей —10 и —35 . Вместо них имеются участки гомологии, центры которых расположены в поло- жениях —И и —21 . Поэтому неудивительно, что эти промоторы ке используются РНК-полимеразой, содержащей главную сигма-субъединицу, а . Транскрипцию этих промоторов обеспечивает одна из минорных а субъединиц, а , кодируемая геном гроМ. Однако для функционирования промотора гена глутаминсинтетазы белка (J недостаточно. Необходим еще ДНК-связывающийся белок, называемый NR[. Перед промотором имеется пять участков его связывания наибольшее сродство NRj проявляет к двум отдаленным участкам. Эти последовательности необходимы для активации промотора при низких концентрациях NRj и не обязательны при высоких. Если эти последовательности отодвинуть на тысячу пар нуклеотидов от промотора, они продолжают обеспечивать активность промотора. Предполагается, что белок NR i взаимодействует с РНК-полимеразой, расположенной на промоторе. Посадка NRi на ДНК облегчает это взаимодействие, сопровождаемое, по-види- [c.153]

Больше всего работ выполнено с ферментом из мышц кролика, который с хорошим выходом получается в кристаллическом виде [65], Он является димером с молекулярной массой 82 600 и, по-види,мо му, образован из идентичных мономеров [66]. Диссоциация димера, наблюдаемая только в жестких денатурирующих условиях, приводит к утрате активности и деструкции центра связывания нуклеотида [62, 67]. Если же принять меры для защиты сульфгидрильных групп, освобождающихся при денатурации, то впоследствии удается восстановить в активном виде и димерную форму. Считается, что глобула содержит два активных центра (по одному на мономер), в жоторых имеется по одному реакционноспособному остатку цистеина. [c.673]

По современным представлениям, Ма , К -АТФаза является типичным липидзависимым ферментом для формирования его функционально-активной конформации необходимы кислые липиды. Показано, что мембранные гликолипиды, локализованные преимущественно в наружной половине бислоя, обеспечивают правильную ориентацию Ма , К -АТФазного комплекса относительно плоскости мембраны (т.е. они отвечают за проявление векторных свойств фермента). Вместе с тем остается неясным, какова специфическая роль мембранных фосфолипидов в обеспечении транспортной функции Ма, К -АТФазы. По-видимому, функционирование центров связывания нуклеотидов и катионов на молекуле фермента не зависит от липидов, тогда как для осуществления конформационных перестроек в ферментном белке важна его связь с мембранными липидами. Кривые, описывающие зависимость ферментативной активности от концентрации липида, имеют сигмоидную форму, что свидетельствует о кооперативном характере связывания липидов с белком. Однако абсолютная потребность фермента в тех или иных фосфолипидах (или их полярных головках) экспериментально не доказана. Так, опыты по ферментативному превращению одних фосфолипидов в другие (например, фосфатидилсерина в фосфатидилэтаноламин) в препаратах мембраносвязанной Ка" , К+-АТФазы показали, что фермент может функционировать без отрицательно заряженных фосфолипидов, но с уменьшением молекулярной активности. [c.92]

Было высказано предположение, что А хН-движимый антипорт АТФ/(АДФ + фосфат) происходит через так называемые некаталитические центры связывания нуклеотидов, локализованные на а-субъединице Fi. По этой схеме АДФ и фосфат сначала поступают из воды на а-субъединицу, а затем транслоцируются на погруженную в мембрану -субъединицу, несущую каталитический центр. [c.138]

В 1990 г. была установлена трехмерная структура глобулярного актина (рис. 104). В структуре актина различают так называемый большой (на рис. 104 слева) и малый (на рис. 104 справа) домены. Эти домены отделены друг от друга глубокой щелью, в которой располагаются центр связывания нуклеотида (обьпно АТР и ADP), а также центр связывания двухвалентных [c.191]

Мышечная фосфорилаза Ь активна только в присутствии высоких концентраций АМР, действующих аллостерически. АМР связывается с центром связывания нуклеотида и изменяет конформацию фосфорилазы Ь. АТР действует как отрицательный аллостерический эффектор, конкурируя с АМР. Глюкозо-6-фосфат также ингибирует фосфорилазу Ь преимущественно путем связывания с другим активным центром. При большинстве физиологических состояний фосфорилаза Ь неактивна вследствие ингибирующего действия АТР и глюкозо-б-фосфата. В противоположность этому фосфорилаза а полностью активна независимо от содержания АМР, АТР и глюкозо-6-фосфата. Доля активного фермента определяется прежде всего скоростями фосфорилирования и дефосфорилирования. В неработающей мышце почти весь [c.123]

ДНК-полимераза имеет один центр связывания нуклеозидтрифосфата, общий для всех четырех нуклеотидов. Выбор Р13 среды нуклеотида, основание к-рого комплементарно очередному основанию матрицы, протекает без ошибок, блаюдаря определяющему влиянию ДНК-матрицы (исходно] цепи ДНК). При нек-рых мутационных повреждениях структуры ДНК-полимеразы в ряде случаев происходит включение некомплементарных нуклеотидов. [c.252]

Известны ферменты (и число их непрерывно растет), которые наряду с каталитическими субъединицами, несущими активные центры, содержат регуляторные субъединицы, слабо (или, напротив, сильно) взаимодействующие с каталитическими субъединицами и выступающие в роли аллостерических модификаторов. В свою очередь регуляторные субъединицы могут претерпевать конформационные изменения, индуцируемые связыванием ингибиторов или активаторов. Наилучшим примером такого рода служит аспартат—карбамоилтрансфераза (гл. 4, разд. Г). Ее регуляторные субъединицы содержат центры связывания цитидинтрифосфата (СТР), который выступает в роли специфического ингибитора фермента. Значение этого ингибирования с точки зрения регуляции становится очевидным, если учесть, что аспартат—карбамоилтрансфераза катализирует первую реакцию пути синтеза пиримидиновых нуклеотидов (гл. 14, разд. Л, 1). СТР является конечным продуктом этого пути и вызывает ингибирование фермента по принципу обратной связи. [c.39]

Эта изменчивость в центрах связывания субстрата дает возможность полагать, что семейство сериновых протеиназ возникло в процессе эволюции от общего предка и относительно недавно. Структурную близость, обнаруженную в ряде ферментов, использующих кофермент никотинамидадениндинуклеотид NAD [107] (см. гл. 24.3), объясняют гораздо более далекими и древними эволюционными взаимоотношениями. В некоторых случаях такие ферменты, включая лактат-, малат- и глицеральдегид-З-фосфат-дегидрогеназы, имеют очень близкие трехмерные структуры в участках связывания кофермента, в то время как другие участки структуры совершенно различны. Этот участок связывания динуклеотида присутствует в широко варьируемых участках первичной структуры этих ферментов и состоит из двух очень близких звеньев связывания мононуклеотида, одно из которых специфично к адениновой половине кофермента. Гораздо большее число ферментов катализирует реакции адениновых нуклеотидов, АМР, ADP и АТР (см. гл. 24.3), и можно полагать, что в процессе эволюции более вероятно образование связывающего звена для АМР, а не обычного участка связывания динуклеотида . Действительно, имеются данные о существовании такого звена в киназах, и что это звено родственно мононуклеотнд-связывающему звену дегидрогеназ. Отсюда вытекает интригующее предположение о том, что участок связывания нуклеотида во всем множестве существующих ферментов происходит от общего изначального нуклеотид-связывающего белка [107]. [c.515]

Особенно интересно сравнить влияние ионов 5г(И) и Ва(П) на нуклеазу стафилококка. Подобно Са(П), для обоих катионов предпочтительны кубические структуры и донорный атом кислорода в качестве лиганда [290]. Данные рентгеноструктурного анализа [33] фермента, ингибированного Ва(П), показывают, что ион Ва(П) смещен на 75 пм относительно центра, занимаемого Са(П). Вероятно, ион 8г(П) смещен от центра связывания Са(П) несколько меньше, поскольку 5г(П) имеет меньший ионный радиус (табл. 3). Эти результаты показывают, что стереохимические требования к координации катиона металла при гидролизе РНК должны несколько отличаться от требований при гидролизе ДНК, поскольку 5г(И) катализирует гидролиз ДНК, но не РНК. Структурные причины уменьшения гидролитической активности по отношению к ДНК в присутствии 8г(И) и исчезновение активности в присутствии Ва(П) нельзя объяснить только на основе кристаллографических данных. Вероятно, геометрические искажения центра связывания Са(П), обусловленные изменением ионного радиуса, передаются области связывания нуклеотида. Эти эффекты могут ухудшать стерическое соответствие субстрата активному центру, что приводит к уменьшению ферментативной активности. Кроме того, необходимо учитывать влияние увеличения ионного радиуса на возможную каталитическую роль молекулы воды, образующую мостик между ионом металла и атомом фосфора в 5 -положении рибозила. [c.120]

Для выяснения функции отдельных субъединиц был успешно использован им-му нохимический анализ, а также различные препаративные методы, позволившие получать молекулы без тех или иных субъединиц. Основные каталитические свойства фактора обеспечиваются а- и р-субъединицами, где расположены места связывания нуклеотидов с разным сродством, а-субъединица фермента содержит некаталитические центры, обладающие высоким сродством к АДФ и высокой специфичностью ее связывания. На -субъединице локализованы активные центры АТФазной реакции, субстратом для которой служит комплекс Mg -ATФ (свобод- [c.218]

Обнаружено около 20 типов различных G-белков. Они являются гетеротримерами, которые состоят из субъединиц трех типов а, р, у. В норме две последние субъединицы функционируют как единый ру-комплекс. На а-субъединице локализован центр связывания гуаниловых нуклеотидов. В табл. 9 представлены характеристики некоторых G-белков. [c.68]

Однако это не так фактически фосфат активирует АТФазную реакцию [75—77], а его влияние на АТФ-зависимые эндергониче-ские реакции субмитохондриальных частиц сложное и зависит от присутствия АДФ [78]. Такое парадоксальное влияние фосфата на АТФазную активность послужило предпосылкой для наших исследований, в которых было обнаружено сильное воздействие Фн на образование медленного комплекса Е-АДФ. Мы показали, что неорганический фосфат практически не влияет ни на Кт для АТФ, ни на /Сг для АДФ (простой конкурентный тип торможения) в АТФазной реакции, катализируемой субмитохондриальными частицами. В то же время величина константы диссоциации медленного комплекса Е-АДФ в присутствии 10 мМ Фн увеличивается на два порядка. Следует отметить, что предложенная нами ранее гипотеза, согласно которой высокоспецифичное к АДФ место связывания нуклеотида служит активным центром АТФазной реакции [50, 53], количественно плохо согласовывалось с величинами Кт для АДФ в процессе окислительного фосфорилирования. Сильное уменьшение сродства фермента к АДФ в присутствии фосфата, во-первых, сняло это противоречие, а во-вторых позволило дать простую интерпретацию ряду ранее известных, но не объясненных фактов. Давно известно, что азид, будучи ингибитором АТФазы, ингибирует связывание фосфата фактором Рь а сульфит увеличивает это связывание 7]. Образование комплекса р1 с фосфатом — медленный процесс [6, 7], что плохо соответствует представлению о его вовлечении в каталитический цикл окислительного фосфорилирования. Оба этих явления логически вытекают из схемы (12), так же как и не объясненная ранее стимуляция АТФазной. реакции после преинкубации с неорганическим фосфатом [75—77]. Нам удалось показать, что неорганический фосфат, уменьшая сродство АТФазы к АДФ, медленно (с такой же скоростью, как и АТФ-регенерирующая система) активирует АДФ-блокированную АТФазу, и эта активация чувствительна к азиду. [c.38]

Кроме центра связывания гуаниловых нуклеотидов N-белок содержит также участок, подвергающийся АДФ-рибозилированию. По аналогии со строением небелковых и некоторых белковых субстратов, способных участвовать в реакции АДФ-рибозилирования [122], а также по ингибированию реакции АДФ-рибозилирования Л/-белка метиловым эфиром L-аргинина [123] можно предполагать, что этот участок содержит остатки аргинина. Несомненным является тот факт, что два вышеуказанных участка различны, хотя и находятся на одной и той же субъединице Л -белка [c.108]

В исследованиях, проводимых на аденилатциклазе, почти не изученными являются два вопроса каково строение центра связывания гуаниловых нуклеотидов и какие особенности химической структуры нуклеотидов являются необходимыми и достаточными для активации [c.110]

Фторид, по-видимому, может стимулировать Л -белок, не занятый гуаниловыми нуклеотидами, так как после обработки мембран эритроцитов индюка ЭДТА в присутствии изопротеренола, вытесняющей гуаниловые нуклеотиды, фторидная активация в присутствии Mg + все равно происходит [141]. Фторид не изменяет па->аметров связывания нуклеотидов в регуляторном участке Л -белка 127]. Однако гуаниловые нуклеотиды могут модулировать величину фторидной активации, так как посадка ГМФ в свободном нуклеотид-связывающем центре Л/-белка предотвращает ее [127] ГДФрЗ также мешает фторидной стимуляции [127, 138] и возвращению фторидной чувствительности мембранам клеток сус при реконструкции [126]. Однако другие нуклеотиды (ГДФ, ГТФ,, GppNHp) увеличивают фторидную стимуляцию [127, 142]. Фторид способствует также ассоциации оккупированного ГДФ Л -бел-ка с каталитическим [28, 118]. Таким образом, в механизме активирующего действия фторида по-прежнему остается много неясных моментов. На наш взгляд, особенно интересным является тот факт, что в присутствии ГДФ фторид может переводить Л/-бе-"ок в активированное состояние, т. е. отсутствие у-фосфата у взаимодействующего с Л/-белком нуклеотида еще не является абсолютно ограничивающим активацию фактором. [c.112]

Молекулярные механизмы, с помощью которых описанные элементы промотора регулируют транскрипцию, еще не выяснены, но несомненно, что активность промоторных элементов обусловлена связыванием с определенными белковыми факторами, обеспечивающими точную и эффективную транскрипцию генов РНК-полимеразой П. Выделены разные белки, взаимодействующие с разными участками промотора, содержащими ТАТА, ССААТ или G -мотивг. По-видимому, существует несколько белков, способных связываться с мотивом ССААТ , среди них — гетеродимер, состоящий из разных субъединиц. Белок, узнающий G -мотив , связывается с участком ДНК, включающим 18—20 п. н., в центре которого находится G -элемент. Эффективность промотора, по крайней мере частично, определяется эффективностью отдельного элемента ( мотива ) в составе промотора, числом этих элементов и их взаимным расположением. Эти элементы, вероятно, функционируют в зависимости от ближайшего нуклеотидного окружения. Замены близлежащих нуклеотидов могут сильно сказываться на эффективности действия элемента. Так, например, замены выделенных жирным шрифтом нуклеотидов в окружении G -мотива (GGGG GGGG ) могут снижать активность промотора, тогда как замена первого G на Т вполне допустима. Если область промотора содержит как G , так и СААТ-элементы, то разные белковые факторы транскрипции, взаимодействующие с ними, могут согласованно активировать транскрипцию. [c.199]

Сравнивая связывание различных дегидрогеназ и киназ па N - (6-аминогексил) -5 -АМР—сефарозе и Р - (6-аминогексил) -Р -(5 -аденозин) пирофосфат—сефарозе, Харвей и др. [9] выразили силу взаимодействия между ферментом и иммобилизованным нуклеотидом с иомоплью так называемой связываемости . Этот параметр представляет собой концентрацию хлорида калия (мМоль/л) в центре пика фермента при элюировании фермента линейным градиентом концентрации КС1 (рис. 4.6 и табл. 4.2). Для определения константы диссоциации комплекса лактатдегидрогеназы с №-(6-аминогексил)-5 -АМР, связанным с сефарозой, Лоу и др. [11] использовали линейную зависимость между количеством связанного фермента и концентрацией иммобилизованного нуклеотида. [c.58]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология