Сульфгидрильная группа, титрование

Методы окисления-восстановления. Иодометрическое определение меркаптанов [974] и веществ, содержащих сульфгидрильные группы [1099], описано давно. В настоящее время используются методы с потенциометрической [873] и амперометрической индикацией КТТ. С помощью бромид-броматной или иодид-иодатной смеси проводят титрование органических сульфидов [280]. [c.77]

Определение сульфгидрильных групп проводилось методом амперометрического титрования. В таблице приведены средние значения параллельных опытов. Доза 0,28 10 эв мл.1 [c.160]

Сродство ионов Ag к сульфгидрильным группам столь велико, что эти ионы можно использовать для количественного титрования —8Н-групп. К 10 мл раствора. [c.270]

Построив кривую титрования (см. рис. 24) и определив точку эквивалентности, рассчитывают количество сульфгидрильных групп, соответствующее 200 000 г белка. [c.160]

Готовят ряд пробирок (12 шт.), в которые разливают по 1,4 мл раствора миозина в 0,5 М КС1, содержащего 0,8—0,9 мг/мл (для удобства сопоставления результатов раствор должен быть таким же, какой использовали для определения содержания сульфгидрильных групп методом спектрофотометрического титрования — см. с. 159). [c.399]

Этот метод был использован также для исследования нативного и денатурированного додецилсульфатом натрия гемоглобина [117], а также для изучения реакционной способности сульфгидрила в сывороточном альбумине до и после денатурации солянокислым гуанидином [135] и после окисления сульфгидрильных групп ферри-цианидом [134]. Если оказывается, что прямое титрование денатурированных белков дает заниженные результаты, то к альбумину сначала добавляют избыток титрующего вещества. По окончании периода денатурации измеряют ток после добавления ряда последовательных порций реагента. Прямую линию зависимости тока от общего количества добавленного реагента продолжают до линии, соответствующей нулевому току, точку пересечения с которой принимают за конечную точку титрования. [c.393]

В присутствии гуанидина дисульфидные мостики в таких полисульфидах, как инсулин, могут быть предварительно восстановлены суль-фит-ионами до сульфгидрильной группы, которую можно затем определить с помощью амперометрического титрования. [c.468]

Расщепления сульфидных связей В — 8 — К при этом не происходит. Количества сульфгидрильных групп и ионов сульфида исследуют путем потенциометрического титрования. Общее число поперечных связей определяют методом Крауса [417]. Такая методика удобна для изучения различных вопросов, связанных со строением вулканизованных каучуков. [c.227]

Улучшенная аппаратура для амперометрического титрования сульфгидрильных групп. [c.63]

На кривой титрования многоосновной кислоты, такой, как полностью протонированный цистеин, имеется три отчетливых участка pH, каждый из которых соответствует расходу 1 моль ионов гидроксида на 1 моль цистеипа. Химическая интерпретация изменений pH не проста, несмотря на то что по моделям соединений можно предсказать, что карбоксильный протон — наиболее кислотный, а сульфгидрильный — наименее кислотный. Расчеты с применением микроскопических констант ионизаций показывают, что первый указанный выше участок на кривой титрования соответствует почти исключительно (но не полностью) удалению карбоксильного протона. Второй и третий участки соответствуют удалению второго и третьего протонов из аммонийной и сульфгидрильной групп в сравнимых количествах. Так, из данных табл. 3-2 следует, что для второго протона двумя важными константами можно считать р 12 = 8,5 и р 1з = 8,9, что указывает на образование смеси примерно равного числа ионов двух видов. Для последнего протона две наиболее важные константы 132= 10,0 и Р 123 = 10,4 (значения которых также почти одинаковы). [c.60]

Специфичным по отношению к сульфгидрильным группам является метод амперометрического титрования. Величина рК этих групп лежит в области 8—10, и определение их количества по кривым потенциометрического титрования крайне затруднено из-за наличия других групп с близкими рК. Сульфгидрильные [c.27]

Исследование диссоциации фенольных гидроксилов тирозина и сульфгидрильных групп цистеина в белках производится также спектроскопическим путем — методом спектрофотометрического титрования. При этом используется зависимость ультрафиолетового спектра поглощения этих остатков от состояния их ионизации. Степень ионизации при заданном значении pH определяется из соотношения [c.28]

Микроячейку для амперометрического титрования подобной конструкции, но большей емкости (2 мл) Левин [213] использовал для титрования сульфгидрильных групп при содержании до 10 мг-экв 8Н . [c.314]

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛА СУЛЬФГИДРИЛЬНЫХ ГРУПП МЕТОДОМ ТИТРОВАНИЯ №-ХЛ0РМЕРКУРИБЕН30АТ0М [c.158]

Построив кривую зависимости АЛ250 от объема добавленного п-ХМБ (рис. 24), определяют его количество, соответствующее точке пть перегиба на кривой. Так как в точке эквивалентности связан весь добавленный га-хлор- Рис 24. Кривая титрования меркурибензоат, его количество равно коли- SH-rpynn глутатиона честву сульфгидрильных групп в 0,1 мл [c.159]

Сульфгидрильным группам миозина принадлежит важная роль в ферментативном катализе, а также в образовании актомиозинового комплекса. По данным аминокислотного анализа, в миозине содержится 15—17 моль SH-rpynn на каждые 200 000 г белка (молекулярную массу миозина в настоящее время считают равной 500 000 Да). В препаратах миозина методами титрования обычно определяется 10— [c.159]

Активность миозина в пробах рассчитывают в микромолях неорганического фосфата за 1 мин на 1 мг белка. Проводят сопоставление кривой титрования сульфгидрильных групп миозина ПХМБ и кривой изменения его активности при разной степени модификации. Отмечают полную потерю активности ферментом при 100%-ном блокировании SH-rpynn, а также 1,5—3-кратную активацию АТФазы при блокировании до 50% SH-rpynn. [c.399]

Бусев и Тетерников [93, 94] рекомендуют для определения сульфгидрильных групп в различных органических соединениях п-диметил- и п-диэтиламинофенилмеркурацетат. Разработан визуальный метод титрования с использованием в качестве индикатора дифенилкарбазона. [c.76]

Вещества, содержащие сульфгидрильные группы (например, цистеин), определяют амнерометрическим титрованием раствором USO4 (анализируемые вещества окисляются до соответствующих дисульфидов) [42-45]. [c.284]

В настоящее время амперометрическое титрование применяется очень часто для анализа органических веществ. По литературным данным, число различных соединений, определяемых амперометрически, достигает примерно 200. В основном это соединения, содержащие сульфгидрильные группы, различные органические перекиси, кислоты, фенолы, самые разнообразные фармацевтические препараты. В качестве реактивов используются главным образом окислители, в некоторых случаях — осадители, как, например, соли серебра или ртути при титровании цистина. [c.170]

Эту методику можно использовать для определения дисульфидов в белках после предварительного расщепления 5 мл 7%-ного белкового раствора раствором (20 мл), содержащим 0,005% пепсина и 0,05% НС1. После расщепления в течение 1 час при 24 10 мл кипятят в течение 2 час с обратным холодильником в присутствии 2 6 УИ НС1. Сульфгидрильные группы, содержащиеся в неденатурированном белке, в процессе гидролиза окисляются до дисульфидов. Для нативного белка конечная точка соответствует сумме половины содержания сульфгидрилов и всего количества дисульфидов. Содержание —8Н в неденатурированном белке можно определить меркури-метрическим титрованием на вращающемся платиновом электроде. Этот метод успешно применялся для определения дисульфидных групп в нормальной и патологической сыворотках крови и их альбуминовых и глобулиновых фракциях. [c.393]

При использовании платинового вращающегося электрода ток фактически равен нулю до точки эквивалентности и линейно возрастает после ее достижения в связи с восстановлением избытка иона серебра. Однако результаты титрования нитратом серебра часто обладают большими положительными погрешностями, очевидно, потому, что ион серебра взаимодействует и с другими группами в определяемой молекуле. Более хорошим титрантом является п-хлормеркурибензоат натрия, взаимодействие которого с соединением, содержащим сульфгидрильную группу, можно записать в виде общего уравнения [c.468]

Примечание. Методы пря.мого определения сульфгидрильных групп, разработанные Роснером [554] и Геллерманом [288], повидимому, лучше, чем метод титрования с порфириндином. Было найдено, что порфириндин окисляется при pH 7,2 тирозином [124]. [c.210]

Из косвенных методов чаще других используется метод, основанный на изучении рН-зависимости некоторых параметров реакции, таких, например, как максимальная скорость или константа Михаэлиса. Изменение этих параметров в зависимости от pH часто напоминает по своему характеру титрование одной ионизируемой группы (см. гл. VI). Можно поэтому определить соответствующее значение pi a этой группы и попытаться идентифицировать ее путем сравнения полученного значения рЛТ с известным значением p7i для боковых цепей различных аминокислот. Все это сопряжено с известными трудностями. В результате взаимодействия с соседними группами в белке, а также с субстратом или буфером величина pZ для ионизируемой группы в белке может заметно отличаться от соответствующей величины для той же группы, присутствующей в свободном виде в растворе. Кроме того, величины pifa для различных титруемых групп белков в значительной степени перекрываются. Например, группа с pif 10 может быть либо аминогруппой, либо фенольной гидроксильной группой, либо сульфгидрильной группой. В некоторых случаях определение величины A/i ионизации помогает приписать данное значение рЛТ той или иной группе, однако нередко однозначное отнесение полученного значения рЖ к определенной функциональной группе оказывается все же невозможным. Известно также, что рН-зависимость может отражать титрование нескольких остатков, а не какой-либо одной индивидуальной группы. Наконец, крутые перегибы кривых, описывающих зависимость скорости реакции от pH, могут вызываться ие только титрованием, но также и другими факторами, например изменением стадии, лимитирующей скорость реакции. К счастью, все эти ослол<иения возникают не всегда. Часто заключения, сделанные на основании рН-зависимости, удается подкрепить другими методами. Исходя из данных по зависимости максимальной скорости реакции от pH, следует, например, считать, что у всех ферментов, перечисленных в табл. 29, в каталитическом акте участвует остаток гистидина. Для химотрипсина это заключение подтвернодается тем, что соответствующий хлоркетон, являющийся аналогом субстрата химотрипсина, избирательно реагирует с одним остатком гистидина и вызывает таким путем инактивацию фермента. На основании [c.199]

Попытки установить состояние окисления молибдена в ксантиноксидазе, ингибированной аллоксантином, путем титрования феррицианидом были неудачны из-за наличия неактивной формы фермента и лабильности сульфгидрильной группы [57]. Поэтому последняя была блокирована фенилмеркурацетатом. Количество неактивного фермента устанавливалось, исходя из стехиометрии ингибирования аллоксантином, для которого требуется 0,73 моля ингибитора на 1 моль фермента. Тот же результат получен радио-изотопным методом по связыванию аллоксантина, меченного Очевидно, аллоксантин связывается только с полностью функционально активными центрами. Разница между этими центрами и функционально неактивными центрами неизвестна. Взаимодействие этих центров с нефункциональными центрами другой природы неизвестно. Опыты по титрованию феррицианидом после введения поправки на неактивный фермент показывают, что на каждый моль фермента тратится по два эквивалента электронов и что реокисление Мо(1У) ->Мо(У1) сопровождает реактивацию фермента. Дальнейшим подтверждением этого служит стехиометрия реакции фермента с аллопуринолом. На каждый моль активных центров образуются 3 моля аллоксантина. По данным оптической и ЭПР-спектроскопии, аллопуринол восстанавливает железосерные и флавиновые хромофоры. Каждый железосерный хромофор принимает по одному электрону. Следовательно, за счет железосерных хромофоров и флавиновой простетической группы образуется 2 моля аллоксантина. Восстановление Мо(У1) до Мо(1 У) позволяет объяснить образование третьего моля продукта реакции. [c.284]

Титрование от pH 8,5 до pH 6,5 обусловлено взаимодействием протонов с имидазольными группами гистидина и с концевыми а-аминогруппами, которые присутствуют в белке в небольшом количестве. Общее число этих групп будет соответственно равно числу эквивалентов кислоты, необходимых для титрования в этой области pH. И, наконец, общее число е-аминогрупп лизина, гидроксильных групп тирозина и сульфгидрильных групп цистеина равно числу эквивалентов основания, необходимых для титрования от pH 8,5 до pH II—12. Аргинин при титровании непосредственно не определяется, так как константа диссоциации гуанидиновой группы настолько высока (р/Сз несколько выше 13), что эта группа при любом значении pH, допускающем точные измерения, не может в заметном количестве перейти в ионизированную форму. Поэтому максимальное связывание основания белком нельзя определить достаточно точно. [c.162]

ДО полного изменения в расположении пептидных цепей. Развертывание пептидных цепей при денатурации подтверждается тем, что денатурированные белки дают более интенсивные цветные реакции, чем нативные белки. Это было впервые установлено для реакций на сульфгидрильные группы цистеина и на дисульфидные группы цистина [136]. Реакция с нитропуссидом, титрование железосинеродистым калием [39], ацетилирование [137] и полярография [138] — все эти методы определения сульфгидрильных и дисульфидных групп показали, что число этих групп в денатурированных белках больше, чем в тех же белках, находящихся в нативном состоянии. Денатурированные белки дают также более интенсивные цветные реакции на тирозин с фосфорномолибденовой кислотой [139, 140] и с диазореактивом [141], а на аргинин с реактивом Сакагуши [142] и присоединяют большие количества иода [143]. В то время как в нативном лакто-глобулине только 12 -аминогрупп лизина реагируют с динитрофторбензолом, в денатурированном лактоглобулине эту реакцию дает 31 е-аминогруппа, т. е. все содержащиеся в нем е-аминогруппы [144]. Таким образом, все приведенные данные подтверждают ту точку зрения, что при денатурации в связи с развертыванием пептидных цепей становятся доступными те активные группы, которые в нативных белках недоступны для соответствующих реактивов. Подобным же образом можно объяснить меньшую устойчивость ряда денатурированных белков по отношению к действию трипсина. Как известно, многие денатурированные белки гораздо легче расщепляются трипсином, чем те же самые белки в нативном состоянии. Это можно рассматривать как следствие того, что при денатурации разрываются связи, тесно удерживающие пептидные цепи друг около друга, и обнажаются те пункты, на которые может воздействовать фермент [146, 147]. Можно полагать, что трипсин, гидролизуя (хотя и медленно) нативные белки, гидролизует, в сущности, содержащиеся в них следы денатурированных белков. При этом процессе должно происходить непрерывное нарушение равновесия в системе нативный белок—денатурированный белок и смещение этого равновесия в правую сторону. [c.149]

Методом амперометрического титрования с л-хлор-меркурибеизоатом в молекуле фермента обнаружено 11—14 сульфгидрильных групп. Связывание трех че-тырех из них вызывает полную инактивацию мышечного фермента. Мол. масса варьирует, по данным разных авторов, в пределах 120 000—150 000. Молекула его содержит четыре идентичные субъединицы. Каждая из них представляет собой одиночную полипептидную цепь, состоящую приблизительно из 330 аминокислотных остатков, последовательность которых расшифрована. [c.102]

Присоединение цистеина. Фишер предложил следующий метод определения изотиоцианата. На образец действуют цистеи-ном или денатурированным яичным белком с известным содержанием сульфгидрильной группы. Реакционную смесь выдерживают в термостате при 25 °С, чтобы образовался замещенный дитио-карбамат, и определяют избыток сульфгидрильных групп обратным титрованием (см. раздел I гл. 9). Реакция между изотиоцианатом и цистеином выражается уравнением [c.272]

Вывод [121] об участии сульфгидрильной группы в связывании цинка привел к тому, что существование дисульфидной связи [1] оставалось незамеченным. Аминокислотный анализ обнаружил 2 моля цистеина в расчете на 1 моль белка. Поэтому из результатов титрования ПХМБ вытекало присутствие в КПА второй, нереакционноспособной SH-группы. Ни одну из этих SH-rpynn нельзя было легко алкилировать без предварительной обработки белка восстанавливающими агентами, такими, как меркаптоэтанол. После восстановления и алкилирования в присутствии фенилпро- [c.541]

При титровании реагентом Тильманса (см. ниже) при pH 2,5 сначала титруется, например, аскорбиновая кислота (стр. 395), а затем примеси, содержащие сульфгидрильные группы. Поэтому в этом случае нет необходимости в предварительном, устранении последних [c.389]