Белки хроматограммы

На месте пептидов и белков появляются синие пятна. Через 1— 3 мин хроматограмму промывают 27о-ным раствором СНзСООН и высушивают на воздухе Окраска устойчива. Для пептидов эта реакция более чувствительна, чем нингидриновая. Реакцию дают также пуриновые и пиримидиновые основания, нуклеозиды, нуклеотиды и др. [c.131]

Rf может принимать значения от О до 1, чаще всего 0,90—0,25. Rf зависит от различных факторов стадии проявления хроматограммы сорта бумаги, направления волокон в куске бумаги реакции, применяемой для проявления концентрации разделяемых веществ, температуры, времени проявления и др. Чтобы получить наиболее надежные значения Rf, необходим надлежащий выбор цветной реакции для проявления пятен например, при разделении белков, полипептидов, аминокислот часто употребляют нингидринную реакцию. [c.520]

Хроматографический анализ органических веществ развивался попутно с хроматографией неорганических веществ. В 1935—1936 гг. появились первые сообщения об успешном применении метода Цвета в анализе синтетических красителей. Из жидкофазных вариантов хроматографии наиболее широкое применение в органической и биологической химии получила бумажная хроматография. Это тонкий микрометод, позволяющий разделять смеси нескольких десятков компонентов на полоске пористой бумаги, которая выполняет роль хроматографической колонки. Хроматограмма получается в виде пятен, которые имеют окраску, соответствующую природной окраске разделяемых компонентов смеси. При анализу бесцветных веществ пятна появляются на бумаге после опрыскивания ее подходящим реактивом. Например, при анализе аминокислотного состава белков после их гидролиза бумагу опрыски- [c.10]

Количественное определение аминокислот. Для оценки количественного содержания аминокислот в исследуемом образце белка наряду с гидролизатом в отдельные точки хроматограммы наносят растворы аминокислот- свидетелей . Стандартные растворы аминокислот наносят в несколько (4—6) точек хроматограммы из расчета 0,01 — [c.136]

Устройство приборов для хроматографии и осуществление самого эксперимента сравнительно просты. Выбрав подходящую систему ионного обмена и проведя рекомендованную обработку (регенерацию) ионообменника, при идентичных условиях элюирования (скорость потока, температура и т. д.) можно получать хорошо воспроизводимые хроматограммы. Благодаря этому фракционирование белков с помощью ионообменной хроматографии имеет широкое распространение. [c.23]

Количество гидролизата, наносимого на хроматограмму, зависит от содержания аминокислот в белке. Если в белке много аминокислот, то берут меньший объем гидролизата при меньшем содержании аминокислот берут больший объем гидролизата. В первом случае во взятом объеме гидролизата должно содержаться 0,6—1 мг белка, а во втором — 1,4—2 мг. [c.42]

Новая форма хроматограммы в процессах, использующих две жидкие фазы. I. Теория хроматографии. II. Применение к микроопределению высших моноаминокислот в белках [3221]. [c.481]

Хроматографический анализ органических веществ развивался попутно с хроматографией неорганических веществ. В 1935— 1936 гг. появились первые сообщения об успешном применении метода Цвета в анализе синтетических красителей. Из жидкофазных вариантов хроматографии наиболее широкое применение в органической и биологической химии получила бумажная хроматография. Это тонкий микрометод, позволяющий разделять смеси нескольких десятков компонентов на полоске пористой бумаги, которая выполняет роль хроматографической колонки. Хроматограмма получается в виде пятен, окраска которых соответствует природной окраске разделяемых компонентов смеси. При анализе бесцветных веществ пятна проявляют, опрыскивая бумагу реактивом, образующим с разделяемыми компонентами окрашенные соединения. Например, при определении аминокислотного состава белков после их гидролиза бумагу опрыскивают раствором нин-гидрина, в результате чего на поверхности бумаги появляются пятна розового цвета, соответствующие индивидуальным аминокислотам (см. рис. 1.2). Если разделяемые бесцветные вещества обладают способностью к флуоресценции, бумагу облучают ультрафиолетовыми лучами (кварцевой или ртутной лампой) и тогда хроматограмма становится видимой. Этот случай можно наблюдать при разделении смеси антрахинонов, пятна которых в ультра- [c.9]

Аналогичные способы локализации белков на бумажных хроматограммах были разработаны Джонсом и Михаэлем [70], которые использовали кислотный краситель, обладающий сродством к белкам, но не к целлюлозным волокнам. Белки обнаруживаются в виде пятен фиолетового цвета на белом фоне. [c.332]

Тонкослойная хроматография. Тонкослойная хроматография — эффективный метод анализа сложных смесей веществ различных классов — углеводородов, спиртов, кислот, белков, углеводородов, стероидов II т. д. Она заключается в следующем. На одну сторону небольшой стеклянной пластинки с помощью специального валика наносят тонкий слой сорбента. На стартовую линию слоя сорбента наносят пробы веществ и их смесей край пластинкн ниже стартовой линии погружают в систему растворителей, налитую в широкий сосуд с пришлифованной крышкой. За счет капиллярных сил растворитель продвигается по пластинке. По мере продвижения жидкости по пластинке смесь веществ разделяется. Границу подъема жидкости, илп линию фронта, отмечают, пластинку сушат и проявляют. Отмечают, как указано па рнс. 77, положение пятен, соответствующих исследуемым веществам и находящихся между линией старта и линией фронта жидкости. Для этого измеряют расстояние от центра пятна до стартовой линии (отрезок а). Далее определяют расстояние от линии фронта жидкости до стартовой точки (отрезок Ь). Отношение отрезка а к отрезку Ь обозначают через константу / /, характеризующую положение вен1ества на данной хроматограмме. [c.70]

К 1—2 мл крови добавляют равный объем 0,04 н. раствора СНзСООН, нагревают на кипящей водяной бане 2—3 мин, охлаждают я осадок белка отделяют центрифугированием. Центрифугат сливают и упаривают досуха. Сухой остаток растворяют в 0,1—0,2 мл смеси НСООН—СНзСООН—Н2О (7 5 13), нерастворившийся осадок отбрасывают. На хроматограмму наносят 0,01—0,02 мл полученного раствора и стандартные смеси аминокислот и хроматографируют в бута-нолуксусной смеси. После разгонки хроматограммы обрабатывают нингидрином, идентифицируют аминокислоты и проводят их количественное определение. Содержание аминокислот в сыворотке крови выражают в микромолях, миллиграмм-процентах или процентах к небелковому азоту. [c.195]

На рис. 1У.30 и 1У.31 показаны подобные хроматограммы ассоциирующихся белков и дифференциальные преобразования, которые используют для их интерпретации. [c.177]

Рис. ТУ.ЗО. Хроматограммы белков с узкой (а) и широкой (б) начальными зонами

Выполнение двухмерной хроматограммы. На лист фильтровальной бумаги, размером 45 X 55 с.м, наносят каплю гидролизата объемом 10—25. мл, содержащую не. меньше 0,2—0,3 мг белка. Каплю по.мещают вблизи одного угла бумаги, на расстоянии 5—б см от обеих сторон. Бу.магу помещают в ванночку, укрепляют в ней тонкой стеклянной пластинкой, которая немного длиннее бумаги, и устанавливают в камере (рис. 2) в ванночку заливают первый растворитель, и камеры плотно закрывают. Когда растворитель пройдет нужное расстояние (35—45 см за 20—30 час.), бумагу вынимают из камеры широкими щипцами (нельзя прикасаться к бумаге пальцами, так как они оставят след, который обнаружится после проявления бу.маги нингидрином) и высушивают в сушильном шкафу при 110° до полного удаления растворителя. Сухая бумага поворачивается через правый угол на 90°, и теперь уже другая ее сторона, по которой распределены аминокислоты, погружается во второй растворитель. За время сушки бумаги от первого растворителя камера должна быть подготовлена для второго растворителя, если не имеется целого ряда камер, используе.мых только для одного растворителя. [c.396]

Методы анализа фракций могут быть физическими, химическими и биологическими. Одним из лучших методов считается детектирование радиоактивных изотопов. Результаты измерений оформляют в виде кривой зависимости определяемой величины от объема злюата. По распределению пиков на хроматограмме судят о возможности объединения некоторых фракций, совершенно чистых, без примесей других компонентов. Методом ионообменной хроматографии можно разделять различные катионы и анионы, четвертичные аммониевые основания, амины, аминокислоты, белки, продукты гидролиза пептидов, физиологические жидкости, гидролизаты клеточных оболочек микробов, антибиотики, витамины, нуклеиновые кислоты. [c.361]

Как иллюстрация этой возможности на рис. 28 показана хроматограмма очистки природного белка —гемоглобина — от повареной соли, использующейся для выделения гемоглобина из сыворотки крови. Как видно из хроматограммы, при пропускании смеси гемоглобина и ЫаС1 через сефадекс 0-25 можно получить образцы белка, не содержащие соли. [c.79]

После окончания электрофореза полосы вынимают, натягивают на стеклянные рамки и помещают в сушильный шкаф на 15 мин при 105° С. Хроматограммы проявляют снне-черным красителем (0,2 г красителя растворяют в 100 мл концентрированной уксусной кислоты и 900 мл воды). Краситель сорбируется белками и дает соответствующую окраску. Время обработки хроматограммы 20 мин. Бумажные полосы погружают в раствор красителя, вынимают их и отмывают от избытка красителя раствором специального состава, повторяя промывание несколько раз. Раствор для промывания состоит из Ъ мл концентрированного раствора уксусной кислоты, 30 мл фенола и 1000 мл воды. Хроматограмму подсушивают на воздухе. [c.128]

На пластинках Фиксион 50x8 при однократном пропускании растворителя могут быть разделены 14—16 аминокислот, входящих в состав белка (рис. 19, 4). В случае недостаточно хорошего разделения смеси аминокислот одномерным способом прибегают к двумерной хроматографии, пропуская тот же или другой растворитель в направлении, перпендикулярном предыдущему. На практике поступают следующим образом. В две точки стартовой линии хроматограммы на рас- [c.135]

Рис. 8.1. Хроматограмма искусственной смеси аминокислот, входящих в состав продуктов пщролта белков

ИСХОДНЫЙ раствор подвергнуть дополнительно хроматографической очистке. Для этого 10 мл экстракта пропускают через колонку, заполненную катионитом, анионитом или же активированным углем. Таким способом из водной вытяжки удаляются пигменты, белки и другие несахара. Чтобы увеличить четкость получаемых хроматограмм,, бумагу следует предварительно промыть фенолом, это предотвратит образование на хроматограммах темных затеков. Кроме аммиачного раствора AgNOg, проявляющего на бумаге редуцирующие сахара, хроматограммы обрабатывают и другими проявителями. Резорциновый проявитель готовят перед употреблением, смешивая в соотношении 1 1 (по объему) 1 %-ный спиртовой раствор резорцина и 2 н. раствор НС1. Нафтоловый проявитель также готовят перед употреблением, смешивая в соотношении 1 10 (по объему) 15%-ный спиртовой раствор а-нафтола и 0,1 н. раствор H2SO4. Существует ряд других проявителей, которые применяют в зависимости от группы сахаров в анализируемой смеси. Берут также разные растворители в зависимости от состава анализируемых сахаров. В качестве подвижных растворителей применяют такие смеси 1) бутанол, уксусная кислота и вода в соотношении 4 1 5 [c.157]

При изучении субъединичных белков и нуклеопротеидов аффинная модификация дает возможность понять, какие субъединицы участвуют в узнавании специфических лигандов. Эта проблема существенно проще, чем точная локализация точек модификации. Субъединицы как белков, так и нуклеиновых кислот обычно идентифицируются в соответствии с их положе1шем на хроматограмме, электрофореграмме, при изоэлектрическом фокусировании в зависимости от выбранной системы деления. Присоединение метки обычно не изменяет существ венно положение макромолекулы в таких системах. Следовательно, проблема заключается в том, чтобы обнаружить среди разделенных субъединиц ту, которая содержит введенную метку. Трудности возникают в тех случаях, когда в качестве лиганда, несущего реакционноспособную группу, берется полимер. Например, при изучении локализации транспортных РНК на рибосомах или на субъединицах аминоацил-тРНК-синтетаз возможно использование реакционноспособных производных тРНК. Присоединение молекул, несущих большой отрицательный заряд, может привести к сильному изменению положения модифицированного белка в используемой системе разделения. Следовательно, прежде чем проводить разделение, необходимо удалить специфическую макромолекулярную часть из модифицированного материала без разрушения связи метки с соответствующей субъединицей. [c.333]

Основными достижениями современной обращенно-фазовой ВЭЖХ как метода разделения белков является разработка неподвижных фаз с большим размером пор (больше 10 нм). Эти фазы обладают большой селективностью и обеспечивают большой выход продукта. Отличные хроматограммы получены на неподвижной фазе на основе силикагеля с порами размером 33 нм. На этих колонках были разделены такие высокомолекулярные белки, как коллаген, сывороточный альбумин, овальбумин, цепи фибриногена, молекулярная масса большинства соединений составляла от 40 до 300 kDa. Выход белкового компонента достигал 85%. [c.57]

Для быстрого количественного определения глютаминовой кислоты в мелассе, особенно в производственном контроле, можно рекомендовать электрофорез на бумаге [14]. Для этого был использован прибор ЭМИБ, применяемый для разделения белков крови. Электрофоретическое отделение глютаминовой кислоты удовлетворительно проходит в ацетатном буфере с рН-3,7 в течение 3 ч при градиенте потенциала около 10 в см. После сушки и обработки хроматограммы нингидрином количественное определение заканчивается, как описано выше. [c.216]

Были проведены некоторые разделения белковых молекул с помощью хроматографии на бумаге, хотя, как правило, разделение происходит плохо, с перекрывающимися полосами. Франклин и Квостел [43], используя для проявления хроматограмм буферные водные растворы солей, разделили смесь папаина и казеина с помощью двухмерного метода. Эти исследователи в качестве индикатора использовали гемин. Присутствие комплекса белок — гемин на бумаге легко можно обнаружить с помощью-реактива бензидин — перекись водорода. Было показано, что сыворотка человека содержит от 6 до 10 фракций белка. [c.332]

Выражения (1У.4б, IV.47) для статистических моментов позволяют определять константы, характеризующие скорость реакции изомеризации белков. С этой целью в формулы (IV.46, IV.47) следует подставить значения моментов, найденные с помощью стандартной процедуры по хроматограммам с х, 1), а также определить из независимых хроматографических экспериментов параметры 5,-, и разрешить получившиеся таким образом уравнения относительно ку и к . Эксперименты, в которых определяют параметры Ь , 7 , следует проводить в условиях, когда равновесие смещено в сторону одного из компонентов. При этом изомерная смесь вырождается в однокомпопентный раствор, состоящий из изомеров только одного типа. В слз ае, когда параметры каждого из изомеров изменяются под действием внешних условий (например, pH), необходимо провести экстраполяцию значений этих параметров к условиям эксперимента. Хроматограммы с х, удобно получать сканированием хроматографической колонки в фиксированный момент времени с помощью УФ-спектрофото-метра [89]. При отсутствии такой возможности можно использовать для расчетов элюционные кривые с х, t), полученные при детектировании раствора на выходе из колонки и дающие распределение вещества во времени в подвижной фазе хроматографической системы при фиксированном значении х, равном длине колонки Ь. Однако такая постановка эксперимента дает возможность получить только временные статистические моменты распределения с х, 1) при х — Ь. Строгие аналитические выражения для них получить трудно, но можно использовать простые соотношения, достаточно точно связывающие временные моменты t и 0 с пространственным хжа -. [c.175]

Основы метода. Сайндж [10] показал, что сырой картофельный крахмал может быть употреблен в качестве неподвижной водной фазы. Если подвижной фазой служит водонасыщенный н-бутиловый спирт, то аминокислоты и пептиды двигаются на такой крахмальной колонке в виде резко очерченных полос в порядке, определяемом нх коэфициентами распределения между водой и н-бутиловым спиртом. Разделение аминокислот и пептидов на фракции может быть прослежено, если пропускать 0,5 д эфирный раствор нингидрина через проявленную /т -бутило-вым спиртом колонку. Эта реакция, как указывает Сайндж, позволяет различать аминокислоты от пептидов, так как окрашиваются только аминокислоты пептиды не дают окраски до нагревания. Хроматограмма на крахмале оказалась пригодной для разделения частичных гидролизатов белка, что очень важно для решения вопросов о структуре белка. [c.389]

Двухмерная хроматография. Если имеется гидролизат белка, содержащий полный набор аминокислот, то на одномерной хроматограм.ме нельзя получить пятен, соответствующих всем присутствующим аминокислотам. Это объясняется тем, что еще не на 1ден растворитель, в котором все ам нокислоты имели бы различную скорость движения Яр ). При различных скоростях -Движения аминокислот в различных растзор телях применяются двухмерн.ые хроматограммы,. ча которых М0 к1 0 об1 арун ить почти все аминокислоты, присутствующие в п дролизате. Приступая к выполнению двухмерно хроматогра.ммы, выбирают [c.394]

Рис. 7. Двухмерная хроматограмма гидролизата шерсти (180 микрограмм) иа ватманской фильтровальной бумаге №1. Капля гидролизата помеи1ена в кружочек наверху. Движение в коллидине в направлении А/1 в течение 3 дне "1, затем движение в феноле в направлении АС в течение 27 час. в атмосфере 0,3% КН (. Взято 0,3 мг белка. Желтое пятно пролгта ие видно на фотографии.

ГЕЛЬ-ХРОМАТОГРАММА БЕЛКОВ СЫВОРОТКИ ЧЕЛОВЕКА ПРИ МИАЛОМЕ (5 МКЛ). [c.194]

Смотреть страницы где упоминается термин Белки хроматограммы: [c.344] [c.280] [c.479] [c.106] [c.111] [c.188] [c.250] [c.181] [c.184] [c.209] [c.173] [c.132] [c.152] [c.84] [c.342] [c.396] [c.49] [c.95] [c.143] [c.181] [c.264]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология