Мононуклеотиды получение

Четыре нуклеотида ргА, ргС, ргО и рги, синтезированные этим способом, отличались, однако, от четырех мононуклеотидов , полученных при щелочном гидролизе РНК. Правда, в ранних [c.55]

Главным источником получения природных нуклеотидов являются нуклеиновые кислоты, при гидролизе которых образуются се важнейшие природные мононуклеотиды. [c.215]

В самое последнее время были сделаны первые удачные попытки искусственного получения полинуклеотидов посредством поликонденса-Ции мононуклеотидов чисто химическими методами. Биохимическая полимеризация мононуклеотидов под действием некоторых специфических ферментов стала известна несколько ранее и не будет рассматриваться в этой книге. [c.249]

Основными фрагментами, полученными из РНК и ДНК, являются следующие мононуклеотиды. [c.175]

Смолу используют один раз. При повторном использовании четкого деления нуклеотидов не получается. Полученные Ю фракции замеряют на СФ-4 для цитидиловой кислоты при 280 ммк, ЛЛЯ цд. всех остальных мононуклеотидов — при 260 ммк. [c.101]

Нуклеозиды могут быть получены как ферментативным, так и химическим путем из любого встречающегося в природе нуклеотидного материала. Однако главным источником получения этих гли-козидов служат нуклеиновые кислоты, выделяемые из различных тканей и организмов. Расщепление рибонуклеиновой кислоты до смеси входящих в ее состав нуклеозидов может быть достигнуто различными способами, среди которых следует упомянуть гидролиз разбавленным раствором аммиака при повышенной температуре [2], кипячение в течение нескольких дней с водным пиридином [31 и гидролиз, катализируемый ионами различных металлов [4]. Предложенный недавно метод [51 основан на кипячении рибонуклеиновой кислоты (или мононуклеотида) с водным раствором форм-амида в течение нескольких часов при pH 4. Разделение и выделение нуклеозидов было в значительной степени улучшено благодаря использованию ионообменных методов [6]. [c.12]

В табл. 2 приведены полученные авторами величины Rf для различных мононуклеотидов (пройденное растворителем расстояние составляет [c.42]

Для определения нуклеотидной последовательности в олигонуклеотидах их гидролизовали нуклеазами, как это будет описано далее, и затем идентифицировали нродукты гидролиза. Для анализа нуклеотидов, полученных нри гидролизе РНК рибонуклеазой Ti, наиболее пригодна панкреатическая РНК-аза, и, наоборот, если РН1 гидролизовали панкреатической РНК-азой, для анализа полученных нуклеотидов использовали рибонуклеазу Ть В обоих случаях конечные продукты гидролиза одинаковы они содержат мононуклеотиды Г, Ц и У и олигонуклеотиды с разным числом остатков А, имеющие на З -конце Г, Ц, или У. Большинство этих продуктов можно разделить с помощью электрофореза нри pH 3,5 (фиг. 3). [c.64]

Ключевым моментом в идентификации места фосфорилирова-ния в дезоксирибонуклеотидах было использование региоселектив-ности реакции трифенилметилхлорида (тритилхлорида) с первичными (в большей степени, чем со вторичными) гидроксильными группами. Этот факт был положен в основу специального синтеза дезокситимидин-З -фосфата (18) и -5 -фосфата (19) из дезокси-тимидина схема (4) [20). Было подтверждено, что 5 -фосфат (19) идентичен мононуклеотиду, полученному Танхаузером [14). [c.38]

Юбразцами являются З -мононуклеотиды, полученные прп ферментативном расщеплении тРНК. Индентнфикация основана на определении положения длинноволновой полосы поглощения в нейтральном водном растворе и влиянии экстремальных значений pH на спектры поглощения. Спектры получены на спектрофотометре Кэри 14. Спектры снимали в растворах / — в нейтральном н щелочном 2—в кислом, 3—в нейтральном 4—в ще-лочдоы. [c.523]

Нуклеозиды могут быть получены прямым гидролизом нуклеияовы.х кислот, минуя стадию выделения мононуклеотидов и именно этим методом они обычно получаются в препаративных целях. Для этого нуклеиновые кислоты подвергаются химическому или ферментативному гидролизу. Обычно их нагревают с концентрированным аммиаком 3—3,5 часа при 175—180°. Ферментативный гидролиз НК вызывают специальные ферменты, называемые нуклеазами. Ввиду неустойчивости дезоксирибозы и дезоксирибозидов при препаративном гидролчзе ДНК, с целью получения нуклеозидов успеха можно достигнуть только при ферментативном гидролизе. [c.190]

Ферменты, расщепляющие ДНК и РНК. Известно значительное число ферментов, иеспецифичных к типу углеводного остатка в нуклеиновых кислотах. Так, фосфодиэстеразы. выделяемые из яда змей, гидролизуют олиго- и полинуклеотиды начиная с З -конца. путем последовательного отщепления нуклеозид-5 -фосфатов. Эти ферменты способны катализировать гидролиз одноцепочечных и со значительно меньшей скоростью двуспиральных полинуклеотидов. Напротив, фосфодиэстеразы из селезенки гидролизуют нуклеиновые кислоты начиная с 5 -конца, последовательно удаляя концевые звенья в виде нуклеозид-З -фосфатов. Оба фермента гидролизуют рибо-, дезоксирибо-, олиго- и полинуклеотиды и используются для получения мононуклеотидов. [c.314]

Рандерат первым описал анализ методом ХТС нуклеиновых оснований, нуклеозидов и мононуклеотидов [68—71], а также анализ нуклеотид-полифосфатов и нуклеотид-коферментов [71—73]. По эффективности разделения ХТС на целлюлозе и силикагеле Г превосходит хроматографию на бумаге [69, 70]. При получении хроматограммы на слое целлюлозы и хроматограммы на бумаге при совершенно одинаковых условиях пятна на тонком целлюлозном порошке получаются меньше и более резко очерченными, чем на волокнистой бумаге [71]. Кроме того, для разделения производных нуклеиновых кислот методом ХТС затрачивается меньше времени, чем для разделения методом хроматографии на бумаге [70—72]. [c.442]

Олигодезоксирибонуклеотиды. Простейшим подходом к получению гомогенных олигодезоксинуклеотидов является полимеризация (точнее поликонденсация) мононуклеотидов. Так, при полимеризации тимидин-5 -фосфата под действием дициклогексилкарбодиимида были получены олигонуклеотиды общей формулы (р(1Т) со степенью полимеризации до Одной из существенных побоч- [c.86]

Реакции нуклеофильного замещения у атома углерода характерны, вообще говоря, не столько для углеводов со свободной гидроксильной группой, сколько для производных углеводов, например эфиров сульфоновых кислот или галоиддезоксисахаров. Такие реакции широко используются в ряду нуклеозидов для получения производных с измененной структурой углеводного остатка (обзоры— см. 2- з) Однако провести подобные реакции не только с олиго- или полинуклеотидами, но даже с мононуклеотидами до сих пор не удалось . [c.512]

ДНК таких простых бактерий, как М. phlei, содержит примерно 10 пар оснований. Поскольку мы имеем дело со столь большим числом, необходимо обсудить возможность того, в какой мере наблюдаемые частоты ближайших соседей обусловлены чисто случайной последовательностью нуклеотидов в цепочке. Если последовательность нуклеотидов в цепочке является случайной, то относительная частота какого-либо определенного сочетания, например ТфА, должна быть равна произведению относительных частот / обоих мононуклеотидов, т. е. /т/а- Но полученная величина представляет собой также частоту АфТ. Так как содержание тимина и аденина в ДНК одинаково, то /т=/а- Таким образом, если последовательность оснований в ДНК является случайной, частоты ТфТ и АфА должны быть равны частотам ТфА и АфТ если воспользоваться обозначениями, принятыми в табл. 16, то это означает, что должны выполняться соотношения а = б=д = е. Аналогичные рассуждения в отношении других оснований приводят к соотношениям в = г = = ж=з, и = к = н = о, л = м = п = р, которые также должны выполняться при случайной последовательности оснований в цепочке. Мы видим, что предположение о случайном характере распределения оснований в цепочке приводит к предсказанию одинаковых относительных частот для каждой четверки соседних нуклеотидов, размещенных в четырех квадрантах табл. 16. Совершенно очевидно, что на самом деле это не так, из чего можно сделать вывод, что последовательность оснований в ДНК не может быть случайной, а обладает определенным своеобразием для каждого образца. Сравнение соотношений относительных частот, полученных для трех рассмотренных случаев, показывает, что соотношения, ожидаемые для случая двух параллельных цепей, содержатся среди соотношений, полученных для случайного распределения оснований, а среди соотношений, выведенных для случая антипараллельных цепей, встречаются такие, которых нет ни в одном из двух других случаев, [c.336]

Хорошим реагентом для синтеза нуклеозидов является этилпо-лифосфат. Обработка смеси незащищенного пурина или пиримидина и полифосфатного эфира незащищенным сахаром приводит сразу к образованию с хорошим выходом природных нуклеозидов [305]. Например, из аденина и рибозы получается 9-Р-В-рибофуранозил-аденин с помощью этой одностадийной реакции был синтезирован также дезоксиаденозин (из аденина и 2-дезоксирибозы) с выходом около 30 . Ряд других природных и неприродных нуклеозидов был получен аналогичным путем, и, вероятно, полная разработка этого метода позволит объяснить преимущественное образование природных нуклеозидов (а не чрезвычайно сложной смеси, которую можно ожидать) и, следовательно, объяснит эволюционный биосинтез нуклеозидов со специфической структурой. Таким же путем были получены небольшие количества мононуклеотидов. [c.82]

Вышеописанные методы можно использовать также и для получения эфиров дезоксинуклеозид-З -фосфатов, а реакция с диазометаном применима к рибопуклеозид-2 - и рпбонуклеозид-З -фосфатам [158, 160]. Этерификация нуклеозид-2, 3 -циклофосфатов первичными спиртами, катализируемая как основаниями [138, 161], так и кислотами (последняя предпочтительней) [162, 163], приводит к смеси нуклеозид-2 - и пуклеозид-З -алкилфосфатов. Такой этери-фикации подвергается и нуклеотидмочевина, получающаяся при действии на мононуклеотид дициклогексилкарбодиимида во влаж- [c.162]

Хотя на данном этапе методы химического гидролиза не позволяют сделать выбора между 3 —5 - и 2 —5 -межнуклеотидными связями, доказательства, по-видимому, исключительного присутствия 3 —5 -структуры были получены на основании исследований ферментативного гидролиза рибонуклеиновых кислот и простых нуклеотидных производных. Из различных источников был выделен ряд нуклеаз, которые катализируют гидролиз нуклеиновых кислот на более мелкие фрагменты. Панкреатическая рибонуклеаза [93] — один из группы ферментов, обнаруживающих высокую специфичность к рибонуклеиновым кислотам,— была тщательно изучена и дано объяснение механизма ее действия. Ранние исследования показали, что фермент действует по пиримидиннуклеозидным звеньям, так как крупные педиализуемые остатки после ферментативного расщепления рибонуклеиновой кислоты значительно обогащены пуринами [94] кроме того, выделяются пиримидиновые мононуклеотиды, но не обнаружено свободных пуриновых мононуклеотидов [75, 95, 96]. Дальнейшие исследования кислотного или щелочного гидролиза продуктов, полученных в результате последовательной обработки рибонуклеиновой кислоты рибонуклеазой и фосфомоноэстеразой предстательной железы, привели к заключению, что специфичность рибонуклеазы такова, что нуклеиновые кислоты расщепляются ею с образованием смеси пиримидиновых мононуклеотидов и пуриновых олигонуклеотидов, содержащих в качестве концевой единицы пиримидиновый нуклео-зид-2 (или 3 )-фосфат [75, 97]. [c.377]

ОКОЛО трех мононуклеотидов) с последующей сополимеризацией смеси олигонуклеотидов приводит к образованию полинуклеотидов с пуриновыми и пиримидиновыми участками 131]. Кроме двух первых типов сополимеров, был получен и третий тип при полимеризации динуклеотида — аденилил-3 5 -уридин-3 -фосфата (после циклизации концевого моноэтерифицированного фосфата в 2 3 -циклический фосфат под действием хлоругольного эфира). Этот тип представлял собой олигонуклеотиды с определенным расположением чередующихся адениловой и уридиловой кислот [32]. [c.497]

Недавно было описано [42, 43[ использование этилполифосфата (полученного растворением пятихлористого фосфора в этиловом эфире) для полимеризации мононуклеотидов. Нуклеотиды (2 -, З -или 5 -фосфаты, а также 2, З -циклофосфаты) смешивают непосредственно с вязким эфиром полифосфорной кислоты и оставляют при температуре около 50—60° добавляемый пиридин катализирует полимеризацию. После диализа продуктов реакции были выделены с выходом 10—20% недиализуемые полинуклеотиды. Молекулярные веса, определенные седиментационным и вискозиметрическим методами, колеблются от 2 10 до 5 10 , что указывает на наличие в цепи приблизительно 100 нуклеотидов. Предварительные данные показали, что рибонуклеотиды связаны между собой преимущественно природной 3 —5 -межнуклеотидной связью . Этот же метод применим и для полимеризации дезоксинуклеотидов. [c.516]

Оптическая активность нативных дезоксирибонуклеиновых кислот заметно выше оптической активности составляющих их мононуклеотидов [259]. Удельное вращение мономеров (появляющееся благодаря наличию остатка сахара) лежит в области от +50" до —50° со средним значением около О" для эквимолярных количеств основных нуклеотидов. Для дезоксирибонуклеиновых кислот [а]о лежит между гЮО и - -150°, а типичная величина [Л4р[п (молярное вращение, рассчитанное по числу фосфатных остатков) равна приблизительно +42000°. Величины удельного вращения для ди- и олигонуклеотидов позволяют предположить, что изменения, которых можно ожидать в результате этерификации мононуклео-тидфосфата, весьма. малы [260, 261]. Например, соответствующая величина [Мр1в для тимидилил-5 3 -тимидин-5 -фосфата составляет в нейтральном растворе +2800°. Однако для спиральных структур значительная часть общей оптической активности может определяться особыми и нескомпенсированными взаимодействиями, которые возможны благодаря соответствующим конформациям этих структур. Таким образом, разрушение упорядоченной спиральной структуры должно приводить к снижению оптической активности препарата [238]. Было найдено, что дело обстоит именно так. Далее, изменение оптического вращения ДНК в зависимости от температуры можно непосредственно сравнивать с ранее описанной зависимостью ультрафиолетового поглощения от температуры. Для ДНК из зобной железы теленка [а]о уменьшается от +126 при комнатной температуре до +28° при 92 причем температура тепловой денатурации, определенная в этом случае по точке перегиба кривой перехода, очень близка к значению, полученному из соответствующих опытов по изучению изменения ультрафиолетового поглощения. [c.582]

На основании полученных данных можно сделать вывод, что выделенная нами фосфоамидаза специфически гидролизует фосфоамидную связь, образованную мононуклеотидом, содержащим фосфор в 5 -поло-жении рибозы, и аминокислотой. [c.378]

Пятна элюируют 0,1 н. H I и определяют поглощепие экстрактов при нескольких длинах волн (в кювету сравнения помещают элюаты из соответствующих контрольных участков хроматограмм). Полученные данные сопоставляют с соответствующими данными, найденными для искусственно приготовленных смесей, содержащих разные количества отдельных мононуклеотидов. Это позволяет экспериментально идентифицировать различные олигонуклеотиды, полученные с двумерных хроматограмм. Состав, оптические свойства и величины Rf различных пиримидиновых олигонуклеотидов (фиг. 10) приведены в табл. 2. [c.23]

II 5 -мононуклеотиды разделяют с номогцью электрофореза при pH 3,5. Этот метод обычно иснользуется для определения 5 -концевых остатков в дефосфорилированных олигонуклеотидах, образующихся при гидролизе РНК Тгрибонуклеазой и бактериальной щелочной фосфатазой. При этом Г) -концовой остаток высвобождается из олигонуклеотида в виде нуклеозида его можно идентифицировать как остаток, который присутствует в продуктах гидролиза, получонных нри использовании щелочной фосфатазы и отсутствует в продуктах гидролиза, полученных при использовании фос- однэстеразы. [c.65]

Последовательность нуклеотидов в транспортной РНК аланина, выделенной из дрожжей и очищенной, устанавливалась путем ее гидролиза двумя разными ферментами — рибонуклеазой поджелудочной железы и рибонуклеазой Т1 такадиастазы. Гидролиз обоими ферментами проводился до предела. Сумма полученных в каждом случае коротких полинуклеотидов и мононуклеотидов разделялась хроматографически эти полинуклеотиды (по большей части ди- и три-, но не более окта-) пдентифици- [c.718]

Метод хроматографии на бумаге позволил получить новые данные по химии нуклеиновых кислот, и с его помощью было изучено строение последних. В этом смысле дапньп метод стал таким же ценным, как и электрофорез на бумаге и хроматография на ионообменных смолах. Полученные за последнее время данные свидетельствуют не в пользу тетрануклеотидной гипотезы. Из нуклеиновой кислоты ферментативным расщеплением были получены полинуклеотиды (от ди- до тетра-), которые после хроматографирования давали характерные пятна на бумаге и после элюирования могли быть подвергнуты более глубокому расщеплению вплоть до мононуклеотидов. Применение метода фракционирования в сочетании с методами хро--матографии и ионофореза па бумаге позволило с помощью специфических ферментов объяснить, какпм образом связаны в полпнуклеотидах компоненты, составляющие их остюву. [c.518]

Химический гидролиз ДНК не всегда пригоден для полз чения нуклеозидов вследствие устойчивости фосфодиэфирной связи в ДНК к щелочам и лабильности гликозидной связи в пуриновых дезоксипуклеозидах в кислой среде. Этим путем могут быть получены не все типы нуклеозидов. Положительные результаты при получении любых дезоксирибонуклеози-дов дает ферментативный гидролиз. Обычно используют двухступенчаты/ ферментативный гидролиз, включающий деградацию полимера до мононуклеотидов и последующее дефосфорилирование их при помощи кишечно/ фосфатазы [c.338]

Представляет интерес рассмотрение методов синтеза динуклеотидов с концевой З -фосфомоноэфирной группой, которые могут служить исход-ным материалом при получении полирибонуклеотидов методом полимеризации. Известные в настояш,ее время пути синтеза таких динуклеотидов основаны на конденсации 8аш,иш енных мононуклеотидов Так, ди- [c.412]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология