Ион концентрация в митохондриях

Скорость гликолиза РФ при разных концентрациях митохондрий мозга РФ из мозга, всюду 1 мг белка на пробу. [c.109]

При больших концентрациях митохондрий их количественное отношение к РФ становится уже чрезмерно высоким (по сравнению с тем соотношением, которое существует в интактной клетке), и это может явиться источником ошибок. Нами изучалось только усиливающее действие небольших концентраций митохондрий. [c.109]

Кроме того, установлено, что Хр внутренней части клетки приблизительно в два раза меньше внешней среды для обоих образцов. Это означает, что клетки митохондрий способны регулировать свою внутреннюю концентрацию ионов пропорционально их содержанию во внешней среде. [c.385]

Измерение спектров дисперсии оптического вращения (ДОВ) и кругового дихроизма (КД) получило широкое распространение как метод конформационного анализа оптически активных соединений. Особенно методы ДОВ и КД используются в органической химии, биохимии, энзимологии и молекулярной биологии. Данными методами исследуются белки, аминокислоты, нуклеиновые кислоты, стероиды, углеводы и полисахариды, вирусы, митохондрии, рибосомы, фармакологические средства, синтетические полимеры, координационные соединения, неорганические и редкоземельные комплексы, кристаллы, суопензии и пленки и т. п. и решаются следующие задачи 1) определение по эмпирическим пра вилам конформации и ее изменений под действием различных физико-химических воздействий 2) изучение механизма и кинетики химических реакций (особенно ферментативных) 3) получение стереохимических характеристик 4) измерение концентраций оптически активных веществ 5) определение спиральности макромолекул 6) получение электронных характеристик молекул 7) исследование влияния низких температур на конформацию соединений 8) влияние фазовых переходов типа твердое тело — жидкость — газ на изменение структуры. [c.32]

Биолог. Клетки почек, образуя мочу, возвращают в кровь глюкозу, белки и другие нужные организму вещества. Но поскольку концентрация глюкозы в крови значительно вьпие, чем в той жидкости, из которой образуется моча, то для этого необходимы затраты энергии. Энергию должны поставлять митохондрии, находящиеся в клетках почек. Затраты, естественно, будут тем выше, чем больше избыток глюкозы в крови и чем дольше он там сохраняется... [c.77]

Таким образом, система дыхательного контроля в митохондриях определяет скорость У2 окисления пищевого субстрата в зависимости от изменения отношения концентраций АДФ и АТФ, т.е. движущей силы А 1 сопряженного процесса. При этом очевидно, что при I поддержание в организме даже небольшой, но постоянной (стационарной) концентрации АТФ требует отличной от нуля скорости окисления пищевого субстрата. [c.329]

У крыс наибольшая концентрация эндогенного 5-ГТ наблюдается в желудочно-кишечном тракте (1,2—3,9 мкг/г) и селезенке (2,5 мкг/г). Анализ его внутриклеточной локализации показал, что в клетках головного мозга 60— 70% 5-ГТ накапливается в митохондриях, тогда как в клетках слизистой оболочки пищеварительного тракта большая часть 5-ГТ локализуется в особых плазматических гранулах. Его концентрация в крови крыс составляла [c.57]

Работу проводят с экстрактами мышц, не содержащими митохондрий. При постановке опытов с гомогенатами, а также с экстрактами, содержащими митохондрии, тканевое дыхание выключают цианидом (конечная концентрация цианида—10 М) или проводят инкубацию в анаэробных условиях, в атмосфере азота или аргона. [c.49]

Интактные митохондрии получают из печени (с. 406) 3—4 крыс и густо суспендируют в среде, содержащей 0,25 М сахарозу и 5 мМ трис-НС (pH 7,4). Определяют белок и к суспензии добавляют бычий сывороточный альбумин (обезжиренный) до конечной концентрации белка 0,5 мг/мл. Готовят раствор дигитонина 60 мг дигитонина растворяют в небольшой колбочке в 5 мл горячего раствора 0,25 М сахарозы, содержащего 5 мМ трис-НС1 (pH 7,4) охлаждают и добавляют бычий сывороточный альбумин до концентрации 0,5 мг/мл. [c.411]

М раствора сахарозы. Три конические колбы заполняют 40 мл растворов 0,3 М сахарозы (1), 0,15 М КС1 (2) и 0,015 М КС1 (3) — и в каждую добавляют по 1 мл густой суспензии митохондрий. Содержимое всех колб осторожно перемешивают в течение 10 мин при 0° С и затем переносят в три центрифужных стакана на 50 мл. Митохондрии отделяют центрифугированием при ЮООО , суспендируют в 0,5 мл 0,15 М раствора КС1 и переносят в три колбы, содержащие по 40 мл КС1 той же концентрации. Содержимое колб вновь перемешивают на холоде в течение 10 мин и центрифугируют повторно при тех же условиях для отделения митохондрий. Полученные осадки митохондрий суспендируют в 0,3—0,5 мл 0,3 М раствора сахарозы и используют в опытах. [c.420]

В кювету полярографа помещают 2 мл среды инкубации (п. 4), погружают электроды и устанавливают положение пера самописца в исходное положение. Добавляют примерно 50 мкл густой ( — 100 мг/мл) суспензии митохондрий. Через 1—2 мин в кювету добавляют глутамат и малат до конечной концентрации, равной 5 мМ. Регистрируют постоянную скорость дыхания и через 1—2 мин добавляют 100 мкМ 2,4-динитрофенол. Наблюдают увеличение скорости поглощения кислорода. [c.440]

Получают митохондрии печени крысы согласно описанию на с. 406. В кювету с постоянным перемещиванием, содержащую 3 мл среды инкубации, помещают К+ Чувствительный электрод и, установив перо самописца на середину шкалы, калибруют чувствительность прибора внесением 4—6 добавок раствора КС1 с точно известной концентрацией (по 20—30 мкМ). В другой пробе в среду инкубации вносят суспензию митохондрий (3—5 мг белка на 1 мл пробы), 5 мкМ ротенон и регистрируют в течение 1—2 мин концентрацию К+ во внешней среде. В пробу добавляют валиномицин (около 0,1 нмоль на 1 мг белка), измеряют концентрацию ионов К+ во внешней среде и рассчитывают скорость его диффузии в стационарном состоянии. Внесением 2,4-динитрофенола (100 мкМ) индуцируют выход ионов К+ во внешнюю среду. Содержание эндогенного К+ в митохондриях определяют добавлением к суспензии митохондрий в среде инкубации раствора детергента (тритон-Х-100) до конечной концентрации 0,1%- Изменения концентрации К+ в среде рассчитывают по калибровочной кривой. [c.444]

Экспериментально доказано существование по крайней мере трех индивидуальных переносчиков, катализирующих электронейтральный обмен фосфата на анионы дикарбоновых кислот, а-кетоглутарата — на анионы дикарбоновых кислот и анионов трикарбоновых кислот — на анионы дикарбоновых кислот. С участием специфических переносчиков осуществляется транспорт неорганического фосфата и глутамата в митохондриях. Субстратом переносчика фосфата в митохондриях является моноанион фосфорной кислоты, и распределение фосфата по обе стороны мембраны зависит от величины градиента pH. Таким образом, градиент pH, генерируемый на мембране в результате работы дыхательной цепи или АТФ-азы митохондрий, реализуется в градиент концентрации фосфата, а последний, в свою очередь, является движущей силой в перераспределении анионов ди- и трикарбоновых кислот. [c.447]

Значительные количества Са + могут быть накоплены в митохондриях только в присутствии проникающего аниона в среде инкубации, например фосфата или ацетата. Перенос фосфата через мембрану осуществляется с помощью специфического фермента-переносчика, активность которого подавляется низкими концентрациями 5Н-ядов. В присутствии сульфгидрильных ядов митохондрии неспособны к окислительному фосфорилированию и накапливают очень ограниченное количество Са +. Добавление АДФ или a + в таких условиях не стимулирует дыхания. Последующее добавление ацетата, перенос которого нечувствителен к этим ядам, стимулирует дыхание и обеспечивает транспорт добавленного ранее Са + во внутреннее пространство митохондрий. [c.451]

Отмытые и подсушенные с помош,ью кусочка фильтрова льной бумаги электроды полярографа осторожно опускают в кювету, заполненную 2 мл среды 1 (проба 1) до полного выхода пузырька воздуха. С помощью специального потенциометра устанавливают перо включенного самописца в исходное положение, соответствующее исходной концентрации кислорода в среде (в самописцах типа КСП-4 — в крайнее правое положение). Включают движение диаграммной ленты и, убедившись в отсутствии дрейфа, с помощью микропипетки добавляют в кювету 0,04—0,05 мл густой суспензии митохондрий (4—6 мг белка). В течение 40—60 с регистрируют медленное эндогенное дыхание и добавляют 0,02 мл сукцината (10 мМ), который вызывает небольшую стимуляцию дыхания. Через 40—60 с в кювету вносят раствор СаСЬ ( 100 мкМ). При этом дыхание сначала резко активируется, затем быстро снижается до исходного уровня. Добавку повторяют несколько раз до тех пор, пока стимуляция дыхания после каждого добавления сменяется четко выраженным торможением. Учитывая количество добавленного СаСЬ, оценивают его максимальную концентрацию, вызывающую обратимую стимуляцию дыхания. Для препарата интактных прочно сопряженных митохондрий (4—6 мг белка в кювете) эта концентрация обычно составляет 400—500 мкМ. В пробе 2 убеждаются в том, что выбранная концентрация СаСЬ вызывает обратимую стимуляцию дыхания с отчетливым выходом в контролируемое состояние. Для определения величины АДФ/О записывают следующую пробу. С этой целью в кювету со средой последовательно добавляют митохондрии, сукцинат и АДФ в концентрации от 300 до 400 мкМ (определение АДФ/О см. на с. 462). Проводят три аналогичных измерения с использованием в качестве субстрата окисления смесь глутамат—малат (по 5 мМ). В этом случае целесообразно уменьшить концентрацию добавляемого СаСЬ в 1,5—2 раза, а в среду инкубации предварительно добавить (непосредственно в кювету) 1 мМ НАД+ для предотвращения утечки эндогенных пиридиннуклеотидов. [c.452]

Перед выделением митохондрий и проведением работы из 10" М растворов двухвалентных катионов готовят серию разведений, которая с учетом имеющегося набора микропипеток обеспечила бы возможность вариации конечных концентраций катионов в среде в диапазоне от 20—30 мкМ до 0,5—1,0 мМ (5—6 разведений). [c.454]

В кювету рН-метра со средой, содержащей 10 мМ сукцинат и 5 мкМ ротенон, в которую погружены электроды, добавляют порцию митохондрий (3—4 мг белка) и регистрируют стационарную концентрацию ионов Н+. Через 1 мин (когда вызванные добавлением митохондрий изменения pH среды прекратятся) в кювету добавляют 20 мкМ Са + и регистрируют закисление среды до нового стационарного значения pH. После этого в кювету добавляют 1—2 раза 50— 100 мкМ НС1 или КОН для калибровки шкалы. Проводят серию ана- [c.454]

Сукцинат калия — 1 М раствор, pH 7,4. Для митохондрий скелетной мышцы при использовании сукцината в среду инкубации добавляют ротенон в концентрации 2,5-10 М. [c.464]

Пиши Кап (Pysh, Kahn, 1972), изучавшие электронномикроскопически митохондрии в нейронах и клетках глии в разных участках мозга, ставят под сомнение результаты всех работ, в которых не обнаружено более интенсивного дыхания в нейронах, чем в глии. Авторы произвели подсчет количества митохондрий, определение их размера и установили, что концентрация митохондрий в нейронах больше, чем в клетках глии. Отсюда они делают вывод о большем содержании дыхательных ферментов и более интенсивном дыхании в нейронах, чем в клетках глии. Результаты, полученные Роузом и другими авторами, Пиш и Кап объясняют загрязнением глиальной фракции синаптическими бляшками, обрывками аксонов и дендритов, которые богаты митохондриями. [c.160]

Для апикальной цитоплазмы, от которой отходят микроворсинки, характерно присутствие многочисленных митохондрий (рис. 16.4, 16.11 и 16.14) на одномикронных срезах это заметно по интенсивному окрашиванию апикальной области толуидиновым синим (рис. 16.4). Обогащенная митохондриями область цитоплазмы простирается от основания гранулярной зоны до микроворсинок самая высокая концентрация митохондрий наблюдается в цитоплазматическом чехле, окружающем пучок микроворсинок, и внутри цитоплазматических тяжей, достигающих поверхности верхушки зубца (рис. 16.14, 4). Митохондрии хорошо контрастируются, варьируют по размеру и форме многие из них, особенно те, которые заключены в цитоплазматический чехол, удлиненные и извилистые. Значительное содержание митохондрий у апикального полюса верхушечных клеток указывает на высокие энергетические потребности какого-то определенного или всех этапов отложения магнетита. Этими этапами могут быть окончательное превращение внутриклеточного железа, транспорт железа через мембраны микроворсинок, осаждение ферригидрита между фибриллами матрикса и преобразование его в магнетит внутри матрикса. [c.115]

Физик. Конечно, смогут Я бы даже сказал иначе - электромагнитные поля, потоки заряженных частиц, концентрация в воздухе положительных и отрицательных ионов, а также кислотность воды и химические свойства пищи просто не могут не влиять на величину электрического потенциала наших митохондрий, А значит, и на интенсивность синтеза ими АТФ, и на их число, и на интенсивность всех процессов в органюме, т е, в конечном счете и на Параметр Подобия., [c.99]

Синтез РНК связан с количеством транспортной т-РНК, т. е. РНК переносящей аминокислоты. Если концентрация молекул т-РНК, не имеющих нагрузки, возрастает, то синтез РНК задерживается. Действие этого поразительного механизма уже само по себе указывает на постоянную пространственную близость всех деталей аппарата, синтезирующего белок. В действительности так оно и есть, ведь синтез белка протекает в рибосомах, т. е. в организованных частицах клетки. Число структур, образуемых мембранами, не исчерпывается, конечно, митохондриями и рибосомами. Ядро клетки, лизосомы, аппарат Гольджи и другие органел-лы также построены из мембран они же послужили и материалом для создания нейронов — элементов нервной системы, в том числе и мозга, выполняющего высшие кодовые функции. [c.395]

Митохондрии (хондриосомы) имеют форму зернышек, палочек или нитей. Питательные вещества, проникающие в клетку, адсорбируются и аккумулируются хондриосомами и подвергаются быстрым превращениям вследствие концентрации в этих участках клетки соответствующих ферментов. В митохондриях полностью осуществляются цикл трикарбоновых кислот и важнейшая энергетическая реакция — окислительное фосфорилирование, почему их рассматривают как основную силовую станцию клетки. Здесь же происходят реакции активирования аминокислот в процессе синтеза белка, липидов и других соединений. [c.194]

Высокую активность ззз гистоауторадиографически установили р1гке1 и соавт. (1963) в ЖКТ, легких, надпочечниках и коже крыс в период от 5 до 30 мин после внутрибрюшинного введения меченого цистамина в дозе 100 мг/кг. Моп(1оу1 и соавт. (1962) определяли 8-цистамин в растворимых белках и субклеточных структурах большинства органов крыс после внутривенного введения протектора. Высказано предположение, что степень защиты отдельных тканей связана с концентрацией цистамина в их субклеточных структурах. Уже через 5 мин после внутривенного введения цистамина и АЭТ Владимиров (1967) обнаруживал их присутствие в митохондриях клеток селезенки и печени мышей. Тотальное гамма-облучение мышей (6 Гр) не влияло на распределение цистамина в субклеточных структурах. Через 30 мин после внутрибрюшинного введения цистамина мышам и крысам его внутриклеточное распределение у этих видов животных существенно не отличалось. Увеличение дозы цистамина у мышей приводит к повышению его содержания во всех субклеточных фракциях селезенки и печени, особенно в ядрах клеток [Владимиров, 1968]. Довольно быстро, в течение 5 мин, [c.45]

Суспензию митохондрий размораживают в бане с водой комнатной температуры и суспендируют в среде № 1 до концентрации белка 20 мг/мл. Значение pH суспензии (стаканчик с суспензией находится в сосуде со льдом) доводят 1 н. раствором NH4OH до 9,1—9,2. Суспензию обрабатывают на ультразвуковом дезинтеграторе MSE-100 в течение 2 мин (по 1 мин с перерывом в 30 с) при максимальной мощности и постоянном тщательном охлаждении. После этого ее центрифугируют 10 мин при 26 ОООg на центрифуге Весктап (ротор JA-20, 15 000 об/мин) при О—4° С. Супернатант сливают через марлю в центрифужные стаканы и при той же температуре центрифугируют 20 мин при 200ОООg на УЦП-75 (ротор 75, 47 000 об/мин). Осадок СМЧ суспендируют в среде для переосаждения и переосаждают в гех же условиях. Полученные СМЧ гомогенизируют в минимальном объеме 0,25 М сахарозы с помощью стеклянного гомогенизатора с тефлоновым пестиком, разливают на небольшие порции и замораживают в жидком азоте в полиэтиленовых пробирках. [c.410]

В кювету полярографа, заполненную средой, содержащей 0,125 М сахарозу, 60 мМ КС1, 10 мМ трис-НС1, 0,1 мМ 2,4-динитрофенол и 40 мкМ цитохром с, вносят суспензию либо интактных митохондрий, либо митопластов, либо интактных митохондрий, разрушенных детергентом (конечное содержание белка в кювете полярографа —0,5— 1 мг/мл). Митохондрии, разрушенные детергентом, готовят, смешивая равные объемы густой суспензии митохондрий и 2%-ного раствора детергента твин-80. Смесь взбалтывают 2—3 мин и помещают на лед. Реакцию начинают добавлением нейтрализованной (pH 7,4) аскорбиновой кислоты (конечная концентрация 10 мМ). Регистрируют постоянное во времени поглощение кислорода и рассчитывают активность цитохромоксидазы в микроэлектронэквивалентах за 1 мин в расчете на 1 мг белка препарата. [c.412]

Перенос электронов по дыхательной цепи митохондрий завершает цитохромоксидаза (цитохром сЮг-оксидоредуктаза, комплекс IV), катализирующая реакцию восстановления молекулярного кислорода до воды. Донором электронов для фермента служит ферроцитохром с. Реакция специфически блокируется цианид- и азид-ионами, а также окисью углерода. Цитохромоксидаза прочно связана с внутренней мембраной митохондрий и является интегральным мембранным белком в раствор фермент может быть высвобожден лишь после растворения мембраны высокими концентрациями детергентов. В нативной мембране, а также в растворах неионных детергентов (тритон Х-100, твин-80, Emasol-1130) цитохромоксидаза присутствует в виде высокоактивного димера. Некоторые воздействия (рН>8,5, высокие концентрации солей и неионных детергентов) вызывают появление мономерных форм фермента. Каталитическая активность цитохромоксидазы зависит от степени агрегации молекулы фермента. [c.432]

В полярографическую кювету, содержащую 2 мл среды инкубации,, погружают электроды, вносят 50 мкл суспензии обработанных антимицином митохондрий, добавляют 5 мМ малат и 5 мМ глутамат и через 1—2 мин вносят 50 мкл густой (50—70 мг/мл) суспензии препарата Кейлина—Хартри. Внесение субмитохондриальных фрагментов практически не вызывает стимуляции поглощения кислорода. Реакцию инициируют добавлением 4 мкМ Qa (осуществляющего перенос элект ронов между митохондриями и субмитохондриальными фрагментами неспособными окислять малат). По ходу реакции добавляют 100 мкМ динитрофенол и регистрируют увеличение скорости поглощения кисло рода. В том случае, если стимуляция разобщителем не наблюдается рекомендуется вдвое понизить количество вносимого препарата Кей лина—Хартри и (или) уменьшить концентрацию вносимого Q i. Нов торяют измерение с другими гомологами убихинона Qi (3 мкМ) и Qe (3 мкМ). Убеждаются в полной чувствительности наблюдаемой убихинон-редуктазной активности (измеренной с различными гомологами убихинона) к ротенону. С этой целью в кювету по ходу реакции вносят 5 мкМ ротенон и наблюдают полное ингибирование реакции. [c.440]

Рассмотрим процессы, происходящие при уравнивании концентрации ионов К+ во вне- и внутримитохондриальном пространстве (рис. 53). Внутренняя мембрана митохондрий плохо проницаема для К" . Поэтому если митохондрии с высоким содержанием калия в матриксе поместить в бескалиевую среду, то калий в окружающей среде практически не появляется. Специфическую проницаемость мембраны для К можно индуцировать антибиотиком валиномицином, представляющим собой циклический депсипептид с выраженными гидрофобными свойствами и способным к комплексообразованию с К+. Добавление к ми- [c.442]

Проба содержит среду инкубации № 1 и 0,3 мл 0,6 М раствора NH4 NS. В течение 2 мин после добавления митохондрий регистрируют величину оптической плотности, затем в кювету с помощью микропипетки приливают 2,4-динитрофенол в конечной концентрации 15 мкМ и в течение 3 мин регистрируют оптическую плотность. В следующих пробах концентрацию разобщителя увеличивают (30, 60, 100 и 130 мкМ). Убеждаются в том, что падение оптической плотности увеличивается с увеличением концентрации 2,4-динитрофенола. Ставят аналогичные пробы с NH4NO3. [c.448]

Проба 2. В среду 1, содержащую 30 мкМ -хлормеркурибензоат (добавить непосредственно в кювету), добавляют митохондрии, сукцинат, СаСЬ (в концентрации приблизительно 400 мкМ), АДФ (300— 400 мкМ) и 50 мкМ 2,4-динитрофенол. Убеждаются в том, что л-хлор-меркурибензоат ингибирует аккумуляцию Са + и окислительное фосфорилирование, но не влияет на сукцинатоксидазную активность митохондрий. [c.452]

Изучение проницаемости внутренней мембраны митохондрий для ионов Са + привело к представлению о существовании в митохондриях специфической транспортной системы. Ее активность ингибируется низкими концентрациями рутениевого красного, катионов семейства лантапидов и гексаминокобальта. Транспорт Са + специфически ингибируется антителами на митохондриальный гликопротеин, который может быть легко экстрагирован из митохондрий с помощью осмотического щока в присутствии ЭДТА. Иммунологические данные не оставляют сомнений в участии этого гликопротеина (м. м. 33 000 Да) в связывании и (или) переносе Са + через мембрану. Система транспорта Са + в митохондриях катализирует также зависимое от энергии поглощение других двухвалентных катионов, но ее специфичность па- [c.453]

Колбочки помещают в термостат аппарата Варбурга при 28° С и выравнивают температуру в течение 15 мин. В каждую колбочку добавляют по 0,1 мл густой суспензии митохондрий (6—7 мг белка) и пробы инкубируют в течение 10 мин при перемешивании. По окончании инкубации их помещают в лед и после быстрого охлаждения их содержимое осторожно наслаивают на поверхность холодного 0,88 М раствора сахарозы. Предварительно охлажденную до 0°С сахарозу разливают по 5—7 мл в четыре центрифужных стаканчика от супернасадки центрифуги ЦЛР, стоящие во льду. Пробы центрифугируют при максимальной скорости вращения 10 мин. Верхний слой отсасывают пипеткой и отбрасывают, раствор сахарозы сливают и поверхность осадков осторожно споласкивают 0,3 М сахарозой, охлажденной до 0°С. В стаканчик добавляют по 1,5 мл 1 н. хлорной кислоты, осадки хорошо размешивают стеклянной палочкой и центрифугируют при 5000 в течение 15 мин. Супернатанты собирают в пробирки и экстракцию повторяют вновь в тех же условиях. Объединенные супернатанты нейтрализуют крепким раствором МН40Н. К нейтрализованным растворам добавляют по 2 мл метилового спирта, 2,5 мл 1 М аммиачного буфера, 0,2 мл раствора цианистого калия и 0,4 мл раствора эриохро-ма черного Т в метиловом спирте. Объем доводят до 10 мл аммиачным буфером. Определяют количество Mg + в пробах, измеряя оптическую плотность при 520 нм против раствора, не содержащего Mg +. Калибровочную кривую строят одновременно с обработкой опытных проб, используя в качестве стандарта титрованный раствор Mg l2. Область концентраций, в которой сохраняется линейная зависимость между количеством Mg + и оптической плотностью, — О—0,3 мкмоль Mg2+ на пробу. [c.457]

Выделяют митохондрии из печени крысы. В кювету рН-метра наливают 4,5 мл среды измерения активности (п. 2) и погружают отмытый рН-электрод. Через 2—3 мин в кювету вносят 20—50 мкл суспензии митохондрий (2—4 мг) белка. Убеждаются в том, что нативные митохондрии не катализируют реакцию гидролиза АТФ в отсутствие разобщителя. Через 1 мин после внесения митохондрий в кювету добавляют динитрофенол до конечной концентрации, равной 0,1 мМ. Внесение разобщителя приводит к снятию трансмембранного электрохимического потенциала ионов водорода и активации реакции гидролиза АТФ. Измерение повторяют, в кювету после добавления митохондрий вместо динитрофенола вносят детергент тритон Х-100 до конечной концентрации 0,1%- Наблюдают, как и в случае динитрофенола, стимуляцию реакции. Выбирают концентрацию тритона (в интервале от 0,02 до 2%) дегя проявления максимальной ферментативной активности. [c.460]

К 200 мкл густой суспензии митохондрий ( 50 мг/мл), стоящей на льду, добавляют N-этилмалеимид до конечной концентрации 0,5 мМ и инкубируют 30 мин. Измеряют АТФазную активность в суспензии, как описано выще. Наблюдают инактивацию ферментативной реакции, измеренной в присутствии динитрофенола, вызванную модификацией фосфатного переносчика. Добавление по ходу реакции тритона Х-100 в оптимальной концентрации, определенной ранее, приводит к снятию барьера проницаемости для фосфата и восстановлению активности. [c.460]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология