Цистеин, ионизация

На примере ионизации цистеина, выбранного в качестве простой модели, можно проиллюстрировать, что диссоциация на поверхности белка отражает сложное взаимодействие мономерных остатков аминокислот. Схему ионизации можно представить следующим образом [c.42]

Из анализа этих данных следует, что в каталитическом акте принимает участие группировка с рКь 6,48, которая при образовании комплекса Михаэлиса теряет способность к ионизации, но освобождается после отщепления холина. Аналогично ведет себя вторая группировка активного центра, имеющая в исходном ферменте рКа 9,35. Величине рК основной группы наиболее близка к значению рК имидазольной группы гистидина. Кислотная группа с рК 9,35 может представлять ОН-группу тирозина, либо 5Н-группу цистеина. Таким образом, из данных Лейдлера и Крупки следует, что рк тех же группировок в ацетилированном ферменте отличается от значений рК в исходном ферменте. [c.183]

Таблица 3-2. МИКРОСКОПИЧЕСКИЕ КОНСТАНТЫ ИОНИЗАЦИИ ЦИСТЕИНА

Спектрофотометрический анализ применим в этих двух случаях потому, что в каждом из них изменение характера поглощения в ультрафиолетовой области спектра обусловлено ионизацией только одной из групп (сульфгидрильной в цистеине или фенольной в тирозине). [c.92]

Исследование диссоциации фенольных гидроксилов тирозина и сульфгидрильных групп цистеина в белках производится также спектроскопическим путем — методом спектрофотометрического титрования. При этом используется зависимость ультрафиолетового спектра поглощения этих остатков от состояния их ионизации. Степень ионизации при заданном значении pH определяется из соотношения [c.28]

Влияние pH среды на скорость ферментативных реакций обусловлено тем, что ферменты содержат большое количество групп, способных к ионизации (а-карбоксильная, а-аминогруппа, карбоксильные и аминогруппы в дикарбоновых и диаминокислотах, сульфгидрильная группа цистеина, фенольный гидроксил тирозина, имидазольное кольцо гистидина, гуанидиновая группировка аргинина и т. д.). Изменение pH среды влияет на состояние ионизации этих групп и, следовательно, на заряд молекулы фермента. В зависимости от pH среды изменяется пространственное расположение полипептидных цепей молекулы фермента, что сопровождается сближением или удалением некоторых функциональных групп. Наибольшее значение, по-видимому, имеет характер ионизации групп активного центра и близлежащих функциональных групп. [c.231]

Обычно пытаются найти простейший механизм (с наименьшим числом стадий ионизации), с помощью которого можно было бы объяснить все экспериментальные данные. Это дает возможность оценить минимальное число групп, ионизация которых влияет на каталитическую активность, а также позволяет найти значения рК этих групп. На основании значений рК можно получить некоторое представление о химической природе ионогенных групп фермента. Например, карбоксильные группы белковой молекулы ионизируются в области значений pH 3,5—5,0 остатки гистидина — при pH 5,5—7,0 остатки цистеина — при pH 7,5—9,0 и т.д. Довольно широкий диапазон значений наблюдаемых рК для каждой группы объясняется разнообразием химического микроокружения, которое может существовать в области любого данного остатка. [c.57]

Разностная УФ-спектроскопия часто используется при исследовании ионизации фенольного гидроксила тирозиновых остатков, а также при изучении свойств сульфгидрильных групп цистеина и имидазольных групп гистидина. [c.185]

Поскольку четыре микроскопические константы ионизации нельзя определить из кривых титрования, необходимо было использовать спектрофотометрпческий анализ в ультрафиолетовой области для группы R—S . р/< = 8,65 бетаиновой структуры цистеина (ионизация тиола в ирисутствии положительно заряженного атома азота) и р/( = 8,75 S-метилцистеина (ионизация аминогруппы в присутствии нейтрального атома серы) близки к значениям и 2 для диссоциации ио выше приведенным механизмам и свидетельствуют, что эти величины должны иметь близкие значения (табл. 2.1). Здесь надо вновь отметить важный вклад индуктивного эффекта и эффекта ноля, обусловливающих различие рКа этих соединений от рКа обычных алкилмеркаитанов и аминов. [c.43]

Содержащиеся в радикалах ,а-аминокислот другие ноногенньк группы способны к ионизации при различных значениях pH Например, фенольная гидроксильная группа в тирозине ионизи рована при pH 10,1 тиольная группа в цистеине — при pH 8,1 — 8,3 и т. д. В целом ни одна а-аминокислота in vivo не находится t своей изоэлектрической точке и не попадает в состояние, отве чающее наименьшей растворимости в воде. Таким образов а-аминокислоты в организме находятся в ионной форме. [c.330]

Многие интересные и важные свойства белков объясняются тем, что белки содержат большое число ионизирующихся групп, в результате чего они почти при всех условиях являются полиэлектролитами. В ионизации у таствуют главным образом боковые цепи глутаминовой и аспарагиновой кислот, лизина, гистидина, аргинина, цистеина и тирозина (см. табл. 8). Что касается а-аминогрупп и а-карбоксильных групп аминокислот, составляющих молекулу белка, то их ионизация не имеет существенного значения, так как подавляющее большинство этих групп участвует в образовании пептидных связей. [c.70]

На кривой титрования многоосновной кислоты, такой, как полностью протонированный цистеин, имеется три отчетливых участка pH, каждый из которых соответствует расходу 1 моль ионов гидроксида на 1 моль цистеипа. Химическая интерпретация изменений pH не проста, несмотря на то что по моделям соединений можно предсказать, что карбоксильный протон — наиболее кислотный, а сульфгидрильный — наименее кислотный. Расчеты с применением микроскопических констант ионизаций показывают, что первый указанный выше участок на кривой титрования соответствует почти исключительно (но не полностью) удалению карбоксильного протона. Второй и третий участки соответствуют удалению второго и третьего протонов из аммонийной и сульфгидрильной групп в сравнимых количествах. Так, из данных табл. 3-2 следует, что для второго протона двумя важными константами можно считать р 12 = 8,5 и р 1з = 8,9, что указывает на образование смеси примерно равного числа ионов двух видов. Для последнего протона две наиболее важные константы 132= 10,0 и Р 123 = 10,4 (значения которых также почти одинаковы). [c.60]

Спектрофотометрический метод особенно ценен в тех случаях, когда необходимо различить присутствующие в растворе группы с очень близкими значениями константы диссоциации, причем только диссоциация групп одного определенного типа приводит к изменению спектра поглощения. Этим методом удалось различить диссоциацию аммонийной и сульфгидрильной групп (в цистеине) обе они диссоциируют при одинаковых значениях pH, но только диссоциация SH-rpynn влечет за собой изменение поглощения. Аналогичным образом можно отличить диссоциацию аммонийной группы от диссоциации в фенольной группе тирозина и найти каждую из констант, используя тот факт, что к заметному изменению поглощения приводит только диссоциация в фенольной группе. Позднее мы увидим, как с помощью этого метода удается проследить за ионизацией определенных групп в белках, несмотря на то что при тех же значениях pH ионизируются также и другие группы. [c.81]

У глицина отношение числа биполярных молекул к числу незаряженных молекул очень велико. Ионизация карбоксильной группы глицин-катиона начинается практически до того, как происходит отщепление протона от группы МН .Это характерно и для других аминокислот. Но если радикал К аминокислот содержит какие-либо дополнительные кислотные и основные группы, ионизация приобретает более сложный, конкурентный характер. Одновременную ионизацию двух карбоксильных групп глутаминовой кислоты можно дифференцированно определить путем сравнения констант ионизации ее обоих моноэфиров с константой ионизации самой кислоты. Такой метод применим и при анализе одновременной ионизации аминной и сульфгидрильной групп цистеина, а также аминной и фенольной групп тирозина. Ионизация карбоксильных групп этих соединений начинается до того, как она проявляется в заметной степени в остальных [c.91]

Остатки тирозина, обладающие малым сродством к воде, очевидно, находятся во внутренней гидрофобной части макромолекулы (отличающейся низкой диэлектрической проницаемостью) и потому слабо поддаются ионизации. Источником дополнительной стабилизации для некоторых групп могут служить водородные связи. Подобного рода замаскированные группы наблюдаются и в других белках это относится также и к сульфгид-рильным группам цистеина. [c.118]

В состав активного центра ферментов входят кислотные или основные группы, находящиеся в необходимом для данного типа реакции состоянии ионизации. В состав каталитических центров большинства изученных ферментов в различном сочетании входят имидазол гистидина, флавины, тиоловая группа цистеина, карбоксильные группы аспарагиновой и глутаминовой кислот, спиртовая группа серина, пиродоксалевая группа и некоторые другие. [c.505]

Белки обладают, по существу, теми же ионными группами, что и аминокислоты. Однако в белке большинство сс-аминогрупп и с -карбоксильных групп связаны друг с другом пептидными связями. Кислые группы белков представлены главным образом свободными карбоксильными группами аспарагиновой и глутаминовой кислот, ионизация которых соответствует рК 3,87 и 4,28 (табл. 7). К основным группам белков относятся гуанидиновые группы аргинина (рК 12,48) и е-аминогруппы лизина (рК 10,53). Гидроксильные группы тирозина и сульфгидрильные группы цистеина отдают свои протоны в одной и той же области pH (рК около 10), в то время как имидазольные группы гистидина титруются вблизи pH 6 (табл. 7). [c.81]

ПЛОТНОСТИ при длине волны 295 нм, при которой коэффициент экстинкцин увеличивается при ионизации на 2300 см ммоль [45]. Это изменение вызвано смещением максимума и увеличением интенсивности длинноволновой полосы поглощения. Поскольку кривая титрования гидроксильной группы фенола может быть определена спектрофотометрически, кривую титрования аминогруппы определяют при вычитания кривой титрования фенольной группы из кривой суммарного титрования фенольной и аминогрупп. Этот же спектральный метод был применен для определения степени титруемости тирозиновых остатков в различных белках [46]. Аналогичную процедуру, основанную на спектральных изменениях, сопровождающих ионизацию меркаптанов, можно использовать для титрования цистеина (см. разд. 4.5), Если хромофор, измененный в результате присоединения или отщепления протона, приобретает способность поглощать в видимой области спектра и соответственно изменять цвет, то это позволяет использовать соединение, содержащее такой хромофор, в качестве цветного индикатора pH (см. разд. 4.3). [c.526]

Кроме того, ряд наблюдений наводит на мысль о том, что рацемизация, происходящая под действием щелочей, зависит от ионизации а-углеродного атома. С одной стороны, свободные аминокислоты труднее рацемизуются в щелочах, чем пептидные остатки ионизация а-углеродного атома подавляется отрицательным зарядом на карбоксильной труппе. Далее известно, что серян, треонин и цистеин особенно склонны к рацемизации в щелочах весьма вероятно, что в этих случаях присутствие электроотрицательного заместителя в положении благоприятствует ионизации. [c.174]

К настоящему времени получено большое количество фактов, объясняющих механизм действия ферментов фенолазного комплекса. О детальной структуре переносящих кислород белков известно мало. Есть данные, что они содержат два атома меди (Си+). Исходя из константы ионизации иона меди (Си+) с гемоцианином, которая близка по величине константе комплекса Си+-цистеин, полагают, что местом связи меди с белком являются группы — SH (цистеина или гистидина). [c.148]

В то же время реакция глубокого разложения диэтилсульфида ускоряется апротонными катализаторами [102]. Вероятно, на них реакция протекает через стадию образования донорно-акцепторного комплекса с участием атома серы диэтилсульфида и катиона. Подтверждение этому получено при сопоставлении рядов активности катализаторов и величин, характеризующих акцепторную способность катионов. Так, наблюдается симбатное изменение активности катализаторов и величин, характеризующих константу устойчивости комплексов с серосодержащими лигандами (метионином, цистеином, о-этилтио-бензойной кислотой), с величинами поляризующего действия катиона, определяемого по отношению заряда иона и его радиуса е/г), а также симбатно связанными с ними величинами потенциалов ионизации ионов металла или сродства иона металла к электрону с разностью электроотрицательности металла и кислорода или серы, в первом приближении характеризующей степень ионности связи, и с расстоянием металл-неметалл в кристаллической решетке катализатора. Существование указанной корреляции служит подтверждением правильности представлений о том, что активность катализаторов связана главным образом с акцепторной способностью катиона, входящего в состав катализатора. Как показывают ИК спектроскопические исследования [101], на цеолитах в металлзамещенной форме MNaY (М = Li, К, Na, Rb, s) диэтилсульфид хемосорбируется на поверхности с образованием координационной связи между атомом серы сульфида и катионом, о чем свидетельствует наличием полос поглощения v = 2964-2975 см в области симметричных колебаний диэтилсульфида. На таких катализаторах происходит разложение диэтилсульфида по обеим связям -S, но не образуется этантиол. Реакционная спо- [c.43]

Помимо полиэлектролитов с гибкими цепными полиионами, которые могут иметь широкий набор конформаций, рассмотрению подлежат заряженные макромолекулы, принимающие специфические конформации, обсужденные в гл. III. Белки имеют разнообразное множество ионогенных групп в боковых цепях аминокислотных остатков, а именно карбоксильные группы глутаминовой и аспарагиновой кислот, им11дазольные группы гистидина, аминогруппы лизина, фенольные группы тирозина, тиольные группы цистеина и гуанидиновые остатки аргинина. Поэтому в зависимости от состояния ионизации они могут обладать суммарным положительным или отрицательным зарядом. Третичная структура глобулярных белков обычно достаточно устойчива для того, чтобы допустить значительное увеличение суммарного заряда до начала денатурации. Другим полиэлектролитом со специфической конформацией является нативная форма дезоксирибонуклеиновой кислоты. Мы видели, что она существует в растворе в виде двойной спирали, которая ведет себя почти так же, как и жесткая стержневидная частица. В нейтральном растворе вследствие ионизации функциональной группы фосфорной кислоты частица имеет один отрицательный заряд, приходящийся на нуклеотидный остаток. В кислой или щелочной среде в установлении ионизационного равновесия принимают участие пуриновые и пирамидиновые остатки, что, как будет показано ниже, влияет на устойчивость нативной формы ДНК. [c.268]

Боковые цепи аминокислотных остатков по их состоянию ионизации в нейтральных водных растворах можно разделить на три группы нейтральные, слабокислые и основные (табл.9). При pH 7 боковые цепи остатков аспарагиновой и глутаминовой кислот несут отрицательные заряды, боковые цепи остатков лизина, аргинина практически полностью протонированы и несут положительный заряд, а боковая цепь гистидина и в меньшей степени цистеина имеют лишь частично положительный и отрицательный заряды соответственно. Фенольный гидроксил тирозина при этом значении pH протонирован и электронейтрален. Мн-дольная группа триптофана имеет рй около -2 и может рассматриваться как нейтральная. [c.25]

Вместо второй амино- или карбоксильной группы боковая цепь аминокислоты иногда содержит другую химическую группу, которая при определенном значении pH также ионизуется. К таким группам относятся фенольная, (тирозин), гуанидиновая (аргинин), имидазольная (гистидин) и сул1 гидрильная группа (цистеин). Ясно, что степень ионизации различных основных групп аминокислот при одном и том же pH будет различной. Более того, небольшие различия могут наблюдаться даже у одной и той же группы. Эти различия используют при электрофоретическом и ионообменном разделении смесей аминокислот, имеющихся, например, в белковом гидролизате. [c.23]

В отличие от сериновых протеаз, у которых главным специфическим центром связывания служит подцентр 5ь у папаина специфичностью к гидрофобным аминокислотам обладает подцентр 82, а за специфичность к изолейцину или триптофану ответствен подцентр 51 [97]. Гидролиз эфиров, а возможно, и пептидов сопровождается образованием ацилфермента (как и в случае сериновых протеаз, за исключением того, что ацилируется Су8-25) [98—101]. График, построенный в координатах pH ксг11К1л , представляет собой колоколообразную кривую с максимумом при рН 6, что обусловлено ионизацией Н18-159 и Су8-25, р/Са которых равен 4,2 и 8,2 соответственно. Обозначим гистидин через 1т, а цистеин — через К5Н. При низком pH неактивна ионная форма К5Н.Н1т+, тогда как при высоком — форма К5-.1т. При нейтральном pH каталитически активная форма представляет собой один из таутомеров — КЗНЛт или К5 .Н1т+ исследование рН-зависимости не позволяет различить два ионных состояния, несущих одинаковый суммарный заряд ( принцип кинетической эквивалентности , гл. 2, разд. Е). рН-зависимость ксах для деацилировання определяется ионизацией основания с р/Са около 4. Возможно, этим основанием является группа, принадлежащая Н18-159, поскольку цистеин блокирован в ацилферменте. Механизм реакции можно представить с помощью следующей схемы [c.374]