Фильтровальная бумага электрофорез на ней

Знак заряда коллоидных частиц золей можно определить методом электрофореза (см. работу 57), а для окрашенных золей — методом капиллярного анализа. В основе такого определения лежит зависимость адсорбируемого золя от знака заряда поверхности адсорбента, например фильтровальной бумаги. При смачивании последней водой под действием сил поверхностного натяжения вода поднимается по капиллярам бумаги. При этом стенки капилляров заряжаются отрицательно, а граничащая с ними вода — положительно. Если вместо воды взять гидрозоль, то его заряженные коллоидные частицы смогут передвигаться вверх по полоске мокрой бумаги только в том случае, когда они заряжены отрицательно (одноименно со стенками капилляров). Положительно заряженные частицы будут притягиваться отрицательным зарядом стенок капилляров и оседать на них. [c.189]

Электрофорез на ацетат-целлюлозной мембране можно проводить практически в любой камере для горизонтального электрофореза, в которой размещаются полоски длиной свыше 8—10 см. Контакт с буферным раствором может осуществляться непосредственно концами мембраны или полосками фильтровальной бумаги. [c.72]

A. Во время электрофореза некоторые белки адсорбируются на фильтровальной бумаге. Адсорбция белка бывает значительной при кислом pH и низкой ионной силе раствора, но наблюдается также и при pH 8,6. Адсорбция происходит в результате взаимодействия положительно заряженных молекул белка и отрицательно заряженных волокон фильтровальной бумаги. Степень адсорбции разных белков широко варьирует например, липопротеиды сыворотки крови адсорбируются сильнее, чем сывороточный альбумин. [c.54]

Обработка агаровых пластинок. После окончания электрофореза ток выключают, предметные стекла с агаровым гелем тотчас извлекают из камеры и помещают на 30 мин в 5%-ный раствор СНзСООН. Каждую пластинку покрывают листочком фильтровальной бумаги, смоченным в 5%-ном растворе СНзСООН, для удаления воды и солей и высушивают при комнатной температуре в течение ночи. Для ускорения высушивания его проводят при температуре 37 °С или под струей теплого воздуха. Бумагу, приставшую к агаровой пленке, осторожно снимают, предварительно смочив ее водой. Перед окрашиванием агаровое поле должно быть совершенно сухим и прозрачным. Окрашивание белков на электрофореграммах проводят амидовым черным 10 Б в течение ночи. Не связавшийся с белком краситель отмывают 5%-ным раствором уксусной кислоты. Отмытые электрофореграммы высушивают при 37 °С. [c.93]

Электрофорез, процесс разделения молекул, основанный на разной скорости перемещения их в электрическом поле, проводят самыми разными способами. Очень небольшое количество раствора, содержащего смесь белков (например, белков сыворотки крови), наносят в виде тонкой полоски на лист фильтровальной бумаги или ацетата целлюлозы. Лист насыщают буфером и пропускают через него электрический ток. Напряжения в несколько сот вольт достаточно для разделения белков сыворотки в течение 1 ч. Для ускорения процесса и снижения диффузии низкомолекулярных веществ широко используют высоковольтный электрофорез. Прикладываемое напряжение составляет в этом случае 2—3 тыс. вольт. Образец постоянно охлаждают с помощью термостатируемых пластин иногда для той же цели всю систему погружают в сосуд с керосином. Электрофоретическое разделение больших количеств материала проводится в плоских лотках, заполненных крахмальным или каким-либо другим гелем. Одним из наиболее распространенных и чувствительных методов разделения белков является электрофорез в колонке, заполненной полиакриламидным гелем. Этот метод, в настоящее время сильно усовершенствованный, позволяет проводить разделение молекул одновременно и по размеру, и по электрическому заряду его называют методом электрофоретического молекулярного сита 127, 128]. [c.164]

Электрофорез проводят либо в свободной незакрепленной среде (в свободной жидкости) — фронтальный электрофорез, либо в закрепленной среде — зональный электрофорез — на крупнопористых носителях (фильтровальная бумага, целлюлоза, порошкообразная пластмасса, агар-агар, ацетилцеллюлоза, стеклянный порошок) или на мелкопористых носителях (силикагель, полиакриламидный гель, целлюлоза, оксид алюминия, крахмал и др.). [c.237]

И менее точен, но зато значительно проще, чем метод Тизелиуса. На полоску фильтровальной бумаги, увлажненной буферным раствором, наносят в форме поперечной черточки или пятна исследуемый биоколлоидный раствор. Полоску помещают в горизонтальном положении в закрытое пространство, а концы ее погружают в буферный раствор, где находятся электроды. После подключения источника электродвижущей силы электрическое поле вызывает движение компонентов, находящихся в черточке или пятне, вдоль полоски. Скорость перемещения компонентов зависит от их электрофоретической подвижности. Через некоторое время электрофорез прекращают, бумагу высушивают и погружают в раствор красителя, который на биоколлоиде адсорбируется сильнее, чем на бумаге. По полученному изображению видно положение компонентов в конце электрофореза, и можно судить об их числе и электрофоретической подвижности. Из сказанного выше видно, что бумага играет роль пористой среды, препятствующей растеканию компонентов и их конвективному перемешиванию со средой, в которой протекает электрофорез . В последнее время вместо бумаги используют гелеобразные среды (агар-агар, желатин), которые дают более резко очерченные зоны. Электрофорез на бумаге (и в других средах) сопровождается побочными явлениями, такими, например, как перенос вещества, вызываемый миграцией испаряющегося буфера (Машбёф, Ребейрот и др., 1953 г.). Кроме того, было установлено (Шелудко, Константинов, Цветанов, 1959 г.), что, например, в желатине не только сама электрофоретическая подвижность некоторых красителей меньше, чем в воде или водных растворах, но и соотношение между подвижностями компонентов в этом случае совсем иное. Эти особенности метода еще не до конца изучены. Поскольку рассматриваемый метод имеет важное практическое значение, различные проблемы создаваемой в настоящее время теории электрофореза в пористых и гелеобразных средах п разнообразные методы его использования являются предметом многих научных трудов. Некоторое представление о них читатель может получить из монографии [6 1. [c.158]

Важное преимущество электрофореза на бумаге перед методом подвижной границы связано с возможностью полного разделения компонентов путем элюирования соответствующих зон. С помощью комбинирования сте-кания раствора по наклонной фильтровальной бумаге с электрофоретическим отклонением создан метод, позволяющий беспрепятственно разделять компоненты. [c.158]

Сравнительно новой разновидностью зонального электрофореза является электрофорез на ацетат-целлюлозной мембране [6]. Ацетат-целлюлозная мембрана, по-видимому,— очень хорошая поддерживающая среда, уже нашедшая благодаря ряду достоинств широкое применение. Выше мы отмечали, что приготовление крахмального и агарового гелей—довольно трудоемкая операция, осложняющая метод. В то же время способы предварительной обработки ацетат-целлюлозной мембраны почти так же просты, как и в случае с фильтровальной бумагой. При этом разделение белков происходит лучше и быстрее, а для анализа достаточно 5—1000 мкг белка, растворенного в объеме 0,1—10 мкл. Как белки, так и гликопротеиды очень хорошо окрашиваются на ацетат-целлюлозной мембране, поэтому она является прекрасной поддерживающей средой с точки зрения количественной оценки этих соединений. Электрофорез на ацетат-целлюлозной мембране позволяет получить больше белковых фракций сыворотки крови, чем электрофорез на бумаге, но меньше, чем электрофорез в крахмальном геле. С помощью электрофореза на ацетат-целлюлозной мембране можно определять весьма малые количества индивидуальных белков, благодаря чему он очень подходит для анализа гомогенности выделенного нативного белка. Ацетат-целлюлозные мембраны могут быть использованы также в опытах по иммунодиффузии, что является еще одним достоинством этого метода электрофореза. [c.14]

Электрофорез в крахмальном геле. Гель готовят из гидролизованного крахмала. Горячий гель заливают в кювету глубиной 5—6 мм, которую закрывают специальной крышкой, устроенной так, что в застывшем геле остается поперечный ряд узких щелей (0,3—0,7 мм). В щели вносят кусочки фильтровальной бумаги, смоченной раствором исследуемого вещества, и проводят одномерный или двумерный электрофорез в горизонтальных или вертикальных установках. Преимущество горизонтального варианта — простота исполнения, вертикального — большая разрешающая сила. [c.147]

Электрофорез с носителем практикуется чаще. В этом случае ионы мигрируют по бумажному носителю или по гелю, такому, как агар, полимер или силикагель. Носитель насыщен раствором буферного электролита и его концы опущены в буферный раствор с электродами (рис.5.5-1,б). К фильтровальной бумаге, пропитанной раствором электролита, прикладывается постоянное напряжение в несколько киловольт или больше. [c.303]

Для приготовления агаровых пластинок используют предметные стекла. Предварительно их обезжиривают, тщательно промывают водой и высушивают. Стекла нумеруют, укладывают на строго горизонтальную поверхность и на каждое осторожно наливают пипеткой с широким концом 4 мл агара. Пузырьки воздуха в агаре необходимо вывести пипеткой на края стекла. Когда агар застынет и образуется твердый гель, в нем посередине вырезают лунку (щель) для нанесения исследуемого раствора. Приготовленные пластинки укладывают в электрофоретическую камеру. Агаровое плато соединяют с буферным раствором бумажными мостиками из фильтровальной бумаги. В щель каждой пластинки вводят сыворотку крови, предварительно разведенную буферным раствором. На электрофореграмму наносят около 100—300 мкг белка в объеме 0,01 мл. Прибор подключают к источнику тока. Медленно повышая напряжение, доводят силу тока до 20—25 мА (напряжение 200—300 В). Электрофорез проводят в течение 3—4 ч. [c.93]

При электрофорезе компоненты смеси ионов на твердом носителе (напрпмер, фильтровальная бумага или колонка с наполнителем, насыщенные проводящим буферным раствором) мигрируют с различными [c.380]

Эти два принципа сочетания электрофореза с хроматографией схематически изображены на рис. 487 и 488 (в качестве носителя служит фильтровальная бумага, подвешенная вертикально в хроматографических кюветах) (см. также рис. 426, стр. 458). [c.541]

На полосках хроматографической бумаги, не имеющей складок, заломов и загрязнений, длиной 48 см, шириной 18 см, отмечают простым карандашом стартовую линию, отмечая таким образом место нанесения исследуемого раствора. Полоски бумаги смачивают в буферном растворе того же состава, в котором предполагают проводить электрофорез. Далее полоски бумаги слегка отжимают между листами фильтровальной бумаги н помещают на пластинки с шипами, находящимися на дне мостика камеры, таким образом, чтобы погруженные в буферный раствор участки были равны. Закрывают мостик крышкой так, чтобы резиновый ободок плотно прилегал по периметру камеры. Через правую прорезь в крышке микрокапилляром наносят по 0,005—0,02 мл раствора анализируемого арсеназо HI, эталонного раствора и растворов свидетелей в виде полос или пятен. Места нанесения растворов на отдельных лентах располагают по одной линии. [c.57]

Электрофорез. Полоску фильтровальной бумаги кладут на рамку в электрофоретической камере таким образом, чтобы оба ее конца, выходящие за рамку, были погружены в буферный раствор (фиг. 1). После укладывания полосок камеру закрывают стеклянной крышкой и аппарат включают в электросеть. Электрофорез продолжается от 12 до 16 ч при 110 В и силе тока около 1 мА на полоску. [c.48]

Электрофорез на бумаге. Вещество, подлежащее фракционированию, наносят на пропитанную проводящей жидкостью полоску фильтровальной бумаги на расстоянии не менее 1 см от края и не менее 2,5 см друг от друга. Бумагу подсушивают, помещают в камеру, концы погружают в кюветы с проводящей жидкостью. После пропитывания бумаги жидкостью к ее концам подключают электрический ток. По окончании электрофореза бумагу подсушивают в токе воздуха и оценивают результаты в соответствии с указаниями в статьях. [c.146]

Б. Обычно для фракционирования белков сыворотки используют рекомендованное выше напряжение 110 В, при котором разделение длится от 14 до 16 ч, и охлаждения не требуется. Для особых целей напряжение может быть увеличено, но, согласно закону Джоуля, при этом соответственно увеличится теплообразование. Выделение тепла можно уменьшить, если снизить ионную силу раствора. При достаточной влажности фильтровальной бумаги, на которой ведут электрофорез, и не очень высокой температуре окружающего воздуха можно повысить напряжение на полоске до 250—300 В, не принимая специальных мер для охлаждения. Однако при дальнейшем увеличении напряжения требуются специальные приспособления для охлаждения. [c.52]

Скорость течения жидкости (скорость элюции) можно регулировать наклоном пластины (обычно в диапазоне 5—20°). Для проявления результатов фракционирования удобнее всего воспользоваться методом снятия реплики. На влажный гель на 1 мин кладут листок толстой фильтровальной бумаги ( Whatman 3 ММ ) и прижимают его стеклянной пластиной. За это время жидкость из пространства между гранулами переходит на бумагу, а вместе с ней — и макромолекулы, находившиеся в подвижной фазе каждой хроматографической зоны. Фильтровальную бумагу затем подсушивают и пятна на ней выявляют одним из многочисленных методов окраски белков или НК, путем регистрации ферментативной активности, радиоактивности, иммунными методами и т. д. Все эти методы выявления были подробно рассмотрены при описании электрофореза и иммуноэлектрофореза [Остерман, 1981, 1983]. [c.163]

Фиксация белков. Как только электрофорез закончился, полоски фильтровальной бумаги, свисающие с концов пластинки, обрезают ножницами, а пластинку с агаром погружают на 1 ч в 2%-ный раствор уксусной кислоты. В результате этой процедуры в агаре можно отчетливо наблюдать зафиксированные белковые фракции. [c.76]

Рис. 20. Схема прибора для средневольтового электрофореза на бумаге /—электродные отсеки 2 — охлаждающая плита, 5 — пакет из полиэтилена, в котором находится хроматографическая бумага 4 — фитиль из фильтровальной бумаги

Для упрощения переноса исследуемого материала из одной системы разделения в другую предложен прием пришивания , который используют при электрофорезе на бумаге, анализируя пептидные карты. Участок фильтровальной бумаги, содержащий фракцию исследуемого материала, выделенную хроматографией или электрофорезом, вырезают и затем пришивают на швейной машине к новому листу фильтровальной бумаги. Этим приемом устраняется необходимость элюирования, которое обычно сопровождается нежелательными потерями материала. Фактически можно ограничиться элюированием только на конечном этапе очистки. [c.96]

Образцы наносят на бумагу капилляром или микропипеткой, все время подсушивая зону нанесения. После нанесения образцов бумагу, начиная с краев, увлажняют буферным раствором. При этом следят за тем, чтобы бумага увлажнялась равномерно, а фронты буферного раствора, пропитывающего бумагу слева и справа от линии старта, сошлись бы точно на линии старта. Избыток буфера удаляют фильтровальной бумагой. Избыточное увлажнение бумаги ухудшает разделение Бумагу помещают в специальный полиэтиленовый пакет и кладут на охлажденную плиту прибора для электрофореза. Контакты электрофореграммы с электродными отсеками обеспечиваются с помощью бумажных фитилей, смоченных в буферном растворе. Сверху на электрофореграмму нai/лaдывaют подушку из поролона, которая специальной крышкой прижимает бумагу к охлаждающей плите и обеспечивает эффективное отведение тепла, выделяющегося при электрофорезе. Прибор закрывают крышкой из пластмассы и подключают к источнику тока. Электрофорез проводят в течение 1,5—2,5 ч при на- [c.138]

Электрофорез осуществляется при низкой температуре в небольших объемах буферного раствора на расположенной горизонтально фильтровальной бумаге при градиенте напряжения 30—40 В/см. [c.96]

Шайдеггер [1126] приспособил методику Грабара и Уильямса для разделения малых количеств материала, чтобы сэкономить антисыворотку, используемую при иммуноэлектрофорезе. На предметные стекла, уложенные на подставку, установленную в строго горизонтальном положении, наливают раствор агара слоем толщиной 2 мм. Раствор не стекает с них благодаря силам поверхностного натяжения. После застывания геля в нем вырезают круглые отверстия диаметром 1 мм и заполняют их исследуемой пробой. Контакт с электродными сосудами осуществляется с помощью полосок фильтровальной бумаги. Электрофорез проводят при низкой напряженности поля [c.61]

Подготовка камеры. Отсеки для электродов наполняют буферным раствором до одинакового уровня (во избежание перетекания буфера), примерно по 800 мл в каждый отсек. Во внутренние части электродных отсеков погружают электроды. На листе хроматографической бумаги (18X45 см) (при использовании тонких сортов бумаги образцы лучше наносить на отдельные полоски шириной 4—5 см) на расстоянии 15 см от одного из его узких сторон простым мягким карандашом (графит препятствует растеканию жидкости) очерчивают места для нанесения проб. Они представляют собой прямоугольники (2X0,3 см), большие < тороны которых располагают перпендикулярно длине бумажной полосы. Расстояние между стартовыми зонами и краями электрофореграм-мы — 2 см. Электрофореграмму пропитывают буфером, в котором будет проходить электрофорез. Для этого ее протягивают через кювету с буферным раствором. Концы бумажных полос (6—8 см) не смачивают. От избытка буфера освобождаются, промокая полосы между дву-мя-тремя лисгами фильтровальной бумаги. Влажную электрофореграмму помещают в камеру на центральную горизонтальную пластинку (5), а концы опускают в наружные отделения электродных отсеков Прибор плотно закрывают крышкой, под которой находятся смоченные водой листы фильтровальной бумаги. [c.91]

Был сконструирован ряд приборов для непрерывного электрофореза. Одним из наиболее совершенных является прибор Свенсона и Братстена 1б6]. Вместо фильтровальной бумаги (рис. 488) в этом приборе используют стеклянный порошок насыпаемый между двумя пластинками. Стеклянный слой постоянно орошается сверху буферным раствором, а раствор разделя- [c.541]

Приготовление геля. Для полимеризации 30 мл разделяющего геля (12,5%) смешивают 12,5 мл раствора акриламида, 7,5 мл буфера разделяющего геля и 10 мл воды. После деаэрирования (5—10 мин на водоструйном насосе) к смеси добавляют 16 мг персульфата аммония и 18 мкл ТЕМЕД. Полученный раствор заливают либо в гелевую ячейку для вертикального электрофореза в пластине (с. 97), либо в трубки (с. 95). На поверхность раствора наслаивают воду. После полимеризации удаляют воду шприцом или фитилем из фильтровальной бумаги. Готовят смесь для концентрирующего геля. Смешивают 4 мл раствора № 1 с 5 мл буфера концентрирующего геля и добавляют [c.122]

Прибор для электрофореза (рис. 25.1) имеет камеру 1, изготовленную из стекла, герметично закрывающуюся крышкой 2. В камере расположены две электродные кюветы 4, разделенные внутри продольной перегородкой на два отделения. В наружных отделениях кювет находятся электроды 3. во внутренние опускают концы бумажных полос 5 (фореграмм). Оба отделения заполняют раствором электролита и для обеспечения электрической связи соединяют фитилями из фильтровальной бумаги. Влажные полоски хроматографической бумаги (фореграммы) во время опыта помещают на твердую опору 6 (перфорированную пластину или поперечные пластины). [c.231]

Поддерживающей средой для электрофореза могут служить фильтровальная бумага, крахмальный или агаровый гели, аце-тат-целлюлозная мембрана, полиакриламидный гель и т. д. Создаваемое в смоченной буферным раствором поддерживающей среде электрическое поле заставляет различные компоненты смеси белков двигаться в определенном направлении со скоростью, соответствующей заряду молекул, что приводит к их разделению. Если электрофорез происходит в крахмальном или полиакриламидном геле, то разделение зависит не только от заряда, но и от величины и формы молекул, так как в этом случае поддерживающая среда выполняет роль молекулярного сита. При электрофорезе в щелочном буферном растворе белки сыворотки крови разделяются по меньшей мере на 5 фракций. При ионной силе 0,1 и pH 8—9 быстрее всех к аноду движется альбумин. За ним следуют в порядке уменьшения скорости миграции а-1-, а-2-, р- и 7-глобулиновые фракции. Подбирая соответствующую поддерживающую среду и буферный раствор, можно улучшить разделение. Поэтому даже в сравнительно малооснащенной больничной или клинической лаборатории зональный электрофорез позволяет проанализировать белки более детально, чем свободный. [c.10]

Окрашивание электрофореграммы. После окончания электрофореза бумажную полоску извлекают из прибора и фильтровальной бумагой удаляют избыток влаги с концов полоски. Для окрашивания электрофореграммы погружают па несколько секунд в раствор нингидрипа, налитый в кювету (надеть резиновые перчатки]). Затем электрофореграмму подвешивают на стеклянной рамке и подсушивают на воздухе в течение нескольких минут, после чего для проявления окраски полосу прогревают (в темноте]) в сушильном шкафу или термостате при 60 °С в течение 15 мин. [c.151]

Локализация белковых фракций. Закончив электрофорез, ъанну с крахмальным гелем извлекают из прибора и располагают горизонтально на столе. Пленку парафина, закрывающую гель, удаляют, и всю поверхность крахмала покрывают листом фильтровальной бумаги. Лист плотно прижимают к поверхности геля в течение 5 мин, затем снимают его, высушивают в сушильном шкафу при 100 С и окрашивают белковыми красителями (см. стр. 54). Этим способом удается установить локализацию фракций, не прибегая к окрашиванию самого крахмального геля (метод отпечатков), [c.80]

Бумажный электрофорез является одним из наиболее распро страненных способов зонального электрофореза, в котором поддер живающей средой служит специальная фильтровальная бумага Она должна быть очень гигроскопичной количество адсорбируе мой ею воды обычно в 130—200 раз превышает ее собственный вес Эти сорта бумаги имеют низкую зольность (55—70 мг на 100 г) и низкое содержание органического азота (10 мг%). [c.12]

Электрофорез на бумаге осуществляется на листах (полосках) хроматофафич. или фильтровальной бумаги, концы к-рой опущены в электродные камеры. Разделяемая смесь наносится на бумагу в виде пятна либо узкой зоны. По спосо отведения теплоты, вьщеляющейся при прохождении через бумагу электрич. тока, используют приборы с охлаждающими пластинами из изолирующих материалов с охлаждающей несмешивающейся с водой орг. жидкостью (рис. 3), напр, керосином с естеств. охлаждением бумаги на воздухе или во влажной камере. [c.437]

Электрофорез. Компоненты смеси ионов на твердом носителе (например, фильтровальная бумага или колонка с наполнителем, насыгг енные проводяггщм буферным раствором) мигрируют с различ-ньгми скоростями и разделяются на зоны под действием постоянного или переменного электрического поля, прикладываемого к носителю. [c.54]

В которую переходят из крахмала растворимые примеси, отбрасывают. Отмывание крахмала отстаиванием повторяют дважды, затем осадок переносят в воронку Бюхнера и 3—4 раза промывают буферным раствором. После этого делают пастоподобную смесь крахмала с буферным раствором и примерно 100 мл этой пасты переносят в коническую колбу емкостью 0,5 л. Постоянно размешивая, крахмальную пасту нагревают до получения абсолютно гомогенной массы, причем следует избегать кипения геля. Чтобы удалить пузырьки воздуха, в колбе, содер-жаш ей нагретый гомогенный крахмальный гель, с помош ью вакуумного насоса создают разрежение, и гель на 1—2 мин вскипает. После этого им заполняют ванну прибора для электрофореза избыток буферного раствора удаляют с помош ью толстой фильтровальной бумаги, а для того чтобы предотвратить испарение, поверхность геля заливают тонким слоем расплавленного парафина. [c.79]

Аппарат для электрофореза. Схема электрофоретического аппарата представлена на фиг. 1. Он состоит из пластмассовой камеры с плотно прилегающей стеклянной крышкой 1. Обе электродные камеры перегородкой из пластика 2 разделены на два отсека. В наружных отсеках 3 расположены платиновые электроды диа-метром0,5—0,8 мм. В каждый из двух внутренних отсеков погружаются концы фильтровальной бумаги 4. В середине перегородки, которая разделяет наружный и внутренний отсеки электродной камеры, на высоте 40 мм расположено соединяющее их отверстие. Это отверстие (0,5 см в диаметре) неплотно закрыто стеклянной ватой. [c.46]

Повторное разделение одного и того же материала дает разные результаты. Причина плохой воспроизводимости может заключаться в изменении условий опыта. Чтобы сделать условия опыта стандартными а) необходимо помнить, что фильтровальная бумага должна быть одного и того же типа б) необходимо стандартизовать факторы, влияющие на электрофорез (направление потоков буферного раствора, температура и т. п.) (см. стр. 52) в) краситель должен быть одним и тем же г) не следует менять способа количественной оценки электрофореграмм. При использовании метода элюирования мы советуем окрашивать белки кислым фуксином. Несвязавшаяся с белком часть этого красителя легко удаляется из бумаги, а связавшийся краситель затем легко элюируется. С другой стороны, при фотоэлектрометрии электрофореграмм очень удобно применять окрашивание амидовым черным 10В, так как он прочнее других красителей связывается с белками и примерно в 10 раз сильнее поглощает свет. Несмотря на то что при отмывании электрофореграмм амидовый черный невозможно полностью удалить из бумаги, фотоэлектрические измерения после окрашивания этим красителем достаточно точны. [c.66]

Методика. Полоски целлогеля на 10 мин погружают в буферный раствор и затем избыток раствора удаляют фильтровальной бумагой. Полоски закрепляют в приборе и на опалесцирующую сторону целлогеля наносят 1,5—2,0 мкл сыворотки (другая сторона мембраны целлогеля не адсорбирует белки). При градиенте напряжения 12—15 В/см электрофорез продолжается 1—1,5 ч, после чего полоски извлекают из камеры и окрашивают амидовым черным. [c.74]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология