Электрофорез на бумаге буферные растворы

Он выполняется следующим образом. На середину полоски плотной, гомогенной фильтровальной (хроматографической) бумаги, пропитанной буферным раствором с определенным значением pH, наносят каплю исследуемого коллоидного раствора. Затем на полоску бумаги накладывают разность потенциалов. Под влиянием образующегося электрического поля отдельные компоненты, содержащиеся в капле, обладающие разными электрофоретическими подвижностями, передвигаются по полоске с различными скоростями. Через некоторое время компоненты распределяются на бумаге в виде стольких зон, различно удаленных от исходной точки, сколько компонентов содержалось в растворе. Полоску высушивают и прогревают для денатурации и фиксации находящихся на ней белков и после этого окрашивают подходящими красителями. В результате проявляется распределение компонентов по длине полоски. Роль бумаги в этом методе сводится к устранению диффузионного и конвекционного перемешивания белков при электрофорезе. [c.210]

Электрофорез на ацетат-целлюлозной мембране можно проводить практически в любой камере для горизонтального электрофореза, в которой размещаются полоски длиной свыше 8—10 см. Контакт с буферным раствором может осуществляться непосредственно концами мембраны или полосками фильтровальной бумаги. [c.72]

Белковые смеси анализируют электрофорезом на бумаге. Хроматографическую бумагу пропитывают буферным раствором, поддерживая тем самым необходимое значение pH. Наносят анализируемую смесь и создают электрическое напряжение. По истечении определенного времени (оно зависит от свойств разделяемых белков, носителя и приложенной разности потенциалов) проявляют электрофореграммы химическими и биохимическими методами. [c.216]

И менее точен, но зато значительно проще, чем метод Тизелиуса. На полоску фильтровальной бумаги, увлажненной буферным раствором, наносят в форме поперечной черточки или пятна исследуемый биоколлоидный раствор. Полоску помещают в горизонтальном положении в закрытое пространство, а концы ее погружают в буферный раствор, где находятся электроды. После подключения источника электродвижущей силы электрическое поле вызывает движение компонентов, находящихся в черточке или пятне, вдоль полоски. Скорость перемещения компонентов зависит от их электрофоретической подвижности. Через некоторое время электрофорез прекращают, бумагу высушивают и погружают в раствор красителя, который на биоколлоиде адсорбируется сильнее, чем на бумаге. По полученному изображению видно положение компонентов в конце электрофореза, и можно судить об их числе и электрофоретической подвижности. Из сказанного выше видно, что бумага играет роль пористой среды, препятствующей растеканию компонентов и их конвективному перемешиванию со средой, в которой протекает электрофорез . В последнее время вместо бумаги используют гелеобразные среды (агар-агар, желатин), которые дают более резко очерченные зоны. Электрофорез на бумаге (и в других средах) сопровождается побочными явлениями, такими, например, как перенос вещества, вызываемый миграцией испаряющегося буфера (Машбёф, Ребейрот и др., 1953 г.). Кроме того, было установлено (Шелудко, Константинов, Цветанов, 1959 г.), что, например, в желатине не только сама электрофоретическая подвижность некоторых красителей меньше, чем в воде или водных растворах, но и соотношение между подвижностями компонентов в этом случае совсем иное. Эти особенности метода еще не до конца изучены. Поскольку рассматриваемый метод имеет важное практическое значение, различные проблемы создаваемой в настоящее время теории электрофореза в пористых и гелеобразных средах п разнообразные методы его использования являются предметом многих научных трудов. Некоторое представление о них читатель может получить из монографии [6 1. [c.158]

Различают свободный электрофорез и электрофорез в поддерживающих средах. При свободном электрофорезе изучаемую смесь белков помещают в буферный раствор, контактирующий с электродами. Установка для свободного электрофореза сложна она имеет фотооптическую систему для регистрации результатов разделения белковой смеси. Второй тип электрофореза предусматривает использование поддерживающих сред (специальной хроматографической бумаги, ацетатной целлюлозы, агарового или крахмального геля и т. п.), которые сначала пропитывают буферными растворами, а затем помещают на них исследуемую белковую смесь. Концы бумажных полос, агаровых или крахмальных блоков и т. п. контактируют обычно с буферным раствором, в который погружены электроды, соединенные с источником постоянного электрического тока (рис. 95 [c.218]

Разработаны методы непрерывного электрофореза на бумаге. Схема установки для непрерывного электрофореза приведена на рис. 14.6в. В этой установке используется висящий вертикально большой лист фильтровальной бумаги, верхний край которого погружен в желоб с буферным раствором. Раствор разделяемой смеси непрерывно подается в одной точке недалеко от верхнего края бумаги. Буферный раствор, [c.467]

При высоких значениях pH гидроксильная группа может быть ионизирована в виде несущего заряд полианиона. В боратных буферных растворах полисахариды образуют отрицательно заряженный комплекс, который, как правило, должен двигаться к аноду. Однако при электрофорезе на твердых носителях (бумага, волокно, стеклянный порошок) при pH 9,3 возможно перемещение боратных комплексов к катоду. [c.48]

Полосы бумаги Рис. 27. Сифон д.чя уравнивания вы-ДЛЯ электрофореза соты буферного раствора в кюветах [c.229]

Электрофорез с носителем практикуется чаще. В этом случае ионы мигрируют по бумажному носителю или по гелю, такому, как агар, полимер или силикагель. Носитель насыщен раствором буферного электролита и его концы опущены в буферный раствор с электродами (рис.5.5-1,б). К фильтровальной бумаге, пропитанной раствором электролита, прикладывается постоянное напряжение в несколько киловольт или больше. [c.303]

Широкое распространение в настоящее время получил так называемый зональный электрофорез — электрофорез на твердом носителе (на бумажных полосах, агаре, крахмале, акриламиде), пропитанном буферным раствором с нужным значением pH. Положение белков на бумаге или геле определяют путем фиксации и последующего окрашивания их тем или иным красителем (обычно бромфеноловым синим, ами-довым черным или кумасси синим). Количество белка в каждой фракции можно ориентировочно определять по интенсивности окраски связанного красителя. Такое определение не дает строго количественного соотношения белковых фракций, так как количество красителя, связываемого различными белками, неодинаково. [c.89]

Для приготовления агаровых пластинок используют предметные стекла. Предварительно их обезжиривают, тщательно промывают водой и высушивают. Стекла нумеруют, укладывают на строго горизонтальную поверхность и на каждое осторожно наливают пипеткой с широким концом 4 мл агара. Пузырьки воздуха в агаре необходимо вывести пипеткой на края стекла. Когда агар застынет и образуется твердый гель, в нем посередине вырезают лунку (щель) для нанесения исследуемого раствора. Приготовленные пластинки укладывают в электрофоретическую камеру. Агаровое плато соединяют с буферным раствором бумажными мостиками из фильтровальной бумаги. В щель каждой пластинки вводят сыворотку крови, предварительно разведенную буферным раствором. На электрофореграмму наносят около 100—300 мкг белка в объеме 0,01 мл. Прибор подключают к источнику тока. Медленно повышая напряжение, доводят силу тока до 20—25 мА (напряжение 200—300 В). Электрофорез проводят в течение 3—4 ч. [c.93]

Разновидность метода — бумажный электрофорез, оформление которого значительно проще. В этом методе на полоску однородной непроклеенной бумаги, пропитанной буферным раствором, наносят каплю исследуемого раствора. Концы полоски погружают в сосуды с электродами, заполненные тем же буферным раствором. Под действием поля компоненты движутся с различными скоростями (пропорциональными ) и через некоторое время наступает пространственное их разделение и проявление в виде отдельных пятен после фиксации специальным проявителем. По интенсивности пятен и сдвигу их от начального уровня можно оценить состав и концентрации компонентов в исходном растворе. [c.199]

При электрофорезе компоненты смеси ионов на твердом носителе (напрпмер, фильтровальная бумага или колонка с наполнителем, насыщенные проводящим буферным раствором) мигрируют с различными [c.380]

На полосках хроматографической бумаги, не имеющей складок, заломов и загрязнений, длиной 48 см, шириной 18 см, отмечают простым карандашом стартовую линию, отмечая таким образом место нанесения исследуемого раствора. Полоски бумаги смачивают в буферном растворе того же состава, в котором предполагают проводить электрофорез. Далее полоски бумаги слегка отжимают между листами фильтровальной бумаги н помещают на пластинки с шипами, находящимися на дне мостика камеры, таким образом, чтобы погруженные в буферный раствор участки были равны. Закрывают мостик крышкой так, чтобы резиновый ободок плотно прилегал по периметру камеры. Через правую прорезь в крышке микрокапилляром наносят по 0,005—0,02 мл раствора анализируемого арсеназо HI, эталонного раствора и растворов свидетелей в виде полос или пятен. Места нанесения растворов на отдельных лентах располагают по одной линии. [c.57]

Разделение анализируемой смеси происходит на определенных сортах хроматографической бумаги, пропитанной буферным раствором, в приборах для электрофореза. Белки разделяют при напряжении до 500 В. Схема одного из вариантов приборов для низковольтного электрофореза представлена на рис. 8. [c.89]

Описание аппарата. На фиг. 15 схематически изображен изготовленный в мастерской аппарат для горизонтального электрофореза с охлаждающей плитой из плексигласа размером 44 х44 см. Циркуляция охлаждающей жидкости внутри плиты направляется особыми перегородками. В качестве такой жидкости применяют 50%-ный этанол, охлаждаемый в специальном резервуаре смесью льда с ацетоном или с помощью холодильного агрегата. Температура охлаждающей плиты должна быть примерно +6° С. На плиту кладут смоченный буферным раствором лист фильтровальной бумаги, соединенный с электродными отсеками прибора бумажными фитилями, покрытыми целлофаном. Сверху лист фильтровальной бумаги закрывают пластинкой из плексигласа толщиной 15 мм, которая в трех точках плотно прижимается к охлаждающей плите. [c.96]

Электрофорез. Полоску фильтровальной бумаги кладут на рамку в электрофоретической камере таким образом, чтобы оба ее конца, выходящие за рамку, были погружены в буферный раствор (фиг. 1). После укладывания полосок камеру закрывают стеклянной крышкой и аппарат включают в электросеть. Электрофорез продолжается от 12 до 16 ч при 110 В и силе тока около 1 мА на полоску. [c.48]

В литературе описано множество буферных растворов для зонного электрофореза (на бумаге, в геле, колонке) поскольку многие из них были разработаны специально для какой-то конкретной цели, далее описаны лишь очень немногие из них. [c.369]

В зависимости от типа приборов электрофорез на бумаге обычно длится от 4 до 16 ч. Если используется общераспространенный буферный раствор Михаэлиса, то белки сыворотки дают 5 четко разграниченных фракций. После фиксации полоски бумаги можно легко обработать красителями, специфичными для белков, липо- или гликопротеидов. Окрашенные полоски можно хранить или, разрезав на участки, элюировать для фотометрического определения каждой фракции. Электрофорез на бумаге хорошо себя зарекомендовал в повседневной работе клинической лаборатории. [c.12]

С помощью горизонтального электрофореза на бумаге можно проводить анализ смеси пептидов методом отпечатков пальцев и выделять микроколичества различных фракций. Для решения этих задач удобен электрофорез на бумаге в двух буферных растворах, который позволяет в одноэтапном эксперименте четко разделить кислые и основные компоненты смеси [8]. После гидролиза средней продолжительности в реакционной смеси обычно присутствует смесь кислых и основных пептидов. Одновременная подача двух разных буферных растворов способствует более полному разделению таких пептидов. [c.38]

В которую переходят из крахмала растворимые примеси, отбрасывают. Отмывание крахмала отстаиванием повторяют дважды, затем осадок переносят в воронку Бюхнера и 3—4 раза промывают буферным раствором. После этого делают пастоподобную смесь крахмала с буферным раствором и примерно 100 мл этой пасты переносят в коническую колбу емкостью 0,5 л. Постоянно размешивая, крахмальную пасту нагревают до получения абсолютно гомогенной массы, причем следует избегать кипения геля. Чтобы удалить пузырьки воздуха, в колбе, содер-жаш ей нагретый гомогенный крахмальный гель, с помош ью вакуумного насоса создают разрежение, и гель на 1—2 мин вскипает. После этого им заполняют ванну прибора для электрофореза избыток буферного раствора удаляют с помош ью толстой фильтровальной бумаги, а для того чтобы предотвратить испарение, поверхность геля заливают тонким слоем расплавленного парафина. [c.79]

Образцы наносят на бумагу капилляром или микропипеткой, все время подсушивая зону нанесения. После нанесения образцов бумагу, начиная с краев, увлажняют буферным раствором. При этом следят за тем, чтобы бумага увлажнялась равномерно, а фронты буферного раствора, пропитывающего бумагу слева и справа от линии старта, сошлись бы точно на линии старта. Избыток буфера удаляют фильтровальной бумагой. Избыточное увлажнение бумаги ухудшает разделение Бумагу помещают в специальный полиэтиленовый пакет и кладут на охлажденную плиту прибора для электрофореза. Контакты электрофореграммы с электродными отсеками обеспечиваются с помощью бумажных фитилей, смоченных в буферном растворе. Сверху на электрофореграмму нai/лaдывaют подушку из поролона, которая специальной крышкой прижимает бумагу к охлаждающей плите и обеспечивает эффективное отведение тепла, выделяющегося при электрофорезе. Прибор закрывают крышкой из пластмассы и подключают к источнику тока. Электрофорез проводят в течение 1,5—2,5 ч при на- [c.138]

Миграция белков в слое агарового геля подобна их движению при свободном электрофорезе. Однако в агаровом геле значительно сильнее, чем при электрофорезе на бумаге, выражен электроосмос, который усиливает поток буферного раствора в сторону катода. Чтобы устранить возможные артефакты, следует размещать лунки для внесения исследуемого образца точно в центре агаровой пластинки. [c.77]

Электрофорез осуществляется при низкой температуре в небольших объемах буферного раствора на расположенной горизонтально фильтровальной бумаге при градиенте напряжения 30—40 В/см. [c.96]

Был сконструирован ряд приборов для непрерывного электрофореза. Одним из наиболее совершенных является прибор Свенсона и Братстена 1б6]. Вместо фильтровальной бумаги (рис. 488) в этом приборе используют стеклянный порошок насыпаемый между двумя пластинками. Стеклянный слой постоянно орошается сверху буферным раствором, а раствор разделя- [c.541]

Подготовка камеры. Отсеки для электродов наполняют буферным раствором до одинакового уровня (во избежание перетекания буфера), примерно по 800 мл в каждый отсек. Во внутренние части электродных отсеков погружают электроды. На листе хроматографической бумаги (18X45 см) (при использовании тонких сортов бумаги образцы лучше наносить на отдельные полоски шириной 4—5 см) на расстоянии 15 см от одного из его узких сторон простым мягким карандашом (графит препятствует растеканию жидкости) очерчивают места для нанесения проб. Они представляют собой прямоугольники (2X0,3 см), большие < тороны которых располагают перпендикулярно длине бумажной полосы. Расстояние между стартовыми зонами и краями электрофореграм-мы — 2 см. Электрофореграмму пропитывают буфером, в котором будет проходить электрофорез. Для этого ее протягивают через кювету с буферным раствором. Концы бумажных полос (6—8 см) не смачивают. От избытка буфера освобождаются, промокая полосы между дву-мя-тремя лисгами фильтровальной бумаги. Влажную электрофореграмму помещают в камеру на центральную горизонтальную пластинку (5), а концы опускают в наружные отделения электродных отсеков Прибор плотно закрывают крышкой, под которой находятся смоченные водой листы фильтровальной бумаги. [c.91]

Для каждой аминокислот1з1 характерна своя величина рТ, которая определяется строением боковой цепи К (ср. табл. 20). Вследствие этого в буферном растворе с постоянным pH разные аминокислоты несут неодинаковые по величине (а иногда — и по знаку) заряды, что сказывается на скорости и направлении их движения в электрическом поле. Это явление используется для электрофоретического разделения аминокислот на бумаге или на крахмале (электрофорез на носителях). Различия в зарядах аминокислот оказывают также влияние на их способность обмениваться с другими ионами. В сочетании с эффектом [c.350]

Одним из наиболее распространенных методов фракционирования белков (как и методов оценки гомогенности) является диск-электрофорез (от англ. dis ontinuous-прерывистый, перемежающийся) в полиакриламидном геле, при котором используют пары буферных растворов с различными значениями pH и разной степени пористости гель. Следует отметить высокую разрешающую способность гель-электрофореза. Если при электрофорезе белков сыворотки крови человека на бумаге открываются всего 6 фракций, то при электрофорезе в крахмальном геле-10, а в полиакриламидном геле-до 18 разных белковых фракций. [c.31]

На полоску хроматографической бумаги размером 1X1,5 см наносят 0,005— 0,1 мл 1—2%-ного раствора исследуемых полисахаридов в боратном. буфере (pH 9,3). Полоски подсушивают на воздухе н помещают в широкий бюкс. Полоски картона (картон для электрофореза) размером 2.5X40 см смачивают боратным буферным раствором и помещают в камеру прибора для Эотектро-фореза. Для этой цели можно использовать прибор ЭФА-1. Полоски бумаги с исследуемым раствором кладут на ленты картона, лежащие на рамке камеры прибора так, чтобы они были вблизи катода и на расстоянии 4—5 см от сгиба картона. Электрофорез проводят в боратном буферном растворе при pH 9,3. Электрофореграммы высушивают- и разрезают на отдельные участки длиной по 2 см. Полисахариды с каждого отрезка элюируют водой или раствором щеоючи. Элюаты гидролизуют с 2%-ным раствором НС1 в течение 3 ч при слабом кипении и затем исследуют хроматографией на бумаге или газожидкостной хроматографией. Качественная и количественная хроматография компонентов в гидролизатах элюатов позволяет установить порядок распределения полисахаридов на электрофореграммах и их химический состав. [c.51]

Зонный электрофорез на бумаге. Различают бумажный электрофорез низковольтный (при градиенте напряжения 20—30 В/см) и высоковольтный (с градиентом напряжения до 200 В/см). Высоковольтный электрофорез применяют для разделения низкомолекулярных соединений. Приборы оборудуют устройствами для отвода джоулевой теплоты, для чего используют инертные жидкости (тетрахлорид углерода, толуол), в которые помещают пропитанные буферным раствором бумажные полоски (фореграммы). Сама жидкость охлаждается с помощью погруженного в нее холодильника. [c.363]

Электрофоретическое разделение углеводов проводят на бумажных полосах, длина которых определяется рамкой прибора для электрофореза. При работе на приборе ЭФА-1 ленты (2,5X40 см) смачивают боратным буферным раствором с pH 9,2 и помещают на рамку прибора. Смесь углеводов наносят на полоски хроматографической бумаги (3X15 мм), которые помещают на ленты. Электрофорез проводят в боратном буферном растворе с pH 9,2. [c.86]

Зависимость суммарного заряда на полипептиде или белке от изменения pH среды можно использовать для разделения этих молекул с помощью электрофореза. Если смесь полипептидов в водном буферном растворе с известным значением pH подвергнуть воздействии сильного электрического поля, то молекулы с общим положительным или отрицательным зарядом будут перемен аться в противоположных направлениях, в то время как молекулы с нулевым зарядом при выбранном pH останутся ненодвижными. Сложную смесь белков можно раз-де. шть на компоненты, осуществляя электрофорез па бумаге, пропитанной буфером, или в гель-нроводящей пленке. Подвижность состав[1ых частей смеси или паправлспие их перемещения П[)и э. ектрофорезе зависят от значения pH, при котором проводится процесс. [c.300]

Поддерживающей средой для электрофореза могут служить фильтровальная бумага, крахмальный или агаровый гели, аце-тат-целлюлозная мембрана, полиакриламидный гель и т. д. Создаваемое в смоченной буферным раствором поддерживающей среде электрическое поле заставляет различные компоненты смеси белков двигаться в определенном направлении со скоростью, соответствующей заряду молекул, что приводит к их разделению. Если электрофорез происходит в крахмальном или полиакриламидном геле, то разделение зависит не только от заряда, но и от величины и формы молекул, так как в этом случае поддерживающая среда выполняет роль молекулярного сита. При электрофорезе в щелочном буферном растворе белки сыворотки крови разделяются по меньшей мере на 5 фракций. При ионной силе 0,1 и pH 8—9 быстрее всех к аноду движется альбумин. За ним следуют в порядке уменьшения скорости миграции а-1-, а-2-, р- и 7-глобулиновые фракции. Подбирая соответствующую поддерживающую среду и буферный раствор, можно улучшить разделение. Поэтому даже в сравнительно малооснащенной больничной или клинической лаборатории зональный электрофорез позволяет проанализировать белки более детально, чем свободный. [c.10]

Электрофорез. Компоненты смеси ионов на твердом носителе (например, фильтровальная бумага или колонка с наполнителем, насыгг енные проводяггщм буферным раствором) мигрируют с различ-ньгми скоростями и разделяются на зоны под действием постоянного или переменного электрического поля, прикладываемого к носителю. [c.54]

Число фракций, на которые разделяется исходный белок при зональном электрофорезе, можно увеличить не только с помощью специальных методов окрашивания. Простая замена буферного раствора или поддерживающей среды дает тот же эффект. Например, при электрофорезе сыворотки на бумаге в буферном растворе трис-ЭДТА получается не пять, а девять белковых фракций [1 ]. Еще лучшее разделение можно получить в поддерживающей среде, которая обладает эффектом молекулярного сита, например в крахмальном или полиакриламидном гелях. Малые размеры пор этих гелей задерживают миграцию высокомолекулярных белков, так как трение при этом увеличивается настолько, что даже большой электростатический заряд их молекул не может компенсировать замедляющего действия поддерживающей среды. Однако в других поддерживающих средах величина белковой молекулы мало влияет на скорость миграции, поскольку эффект увеличения трения обычно компенсируется ее большим электростатическим зарядом. [c.11]

Б. Камера Канкеля — Тизелиуса [18]. В этом приборе полоски бумаги для электрофореза помещаются между двумя силикониро-ванными пластмассовыми пластинами, которые устраняют нежелательное испарение буферного раствора, что препятствует изменению его концентрации. Кроме того, этот прибор пригоден и для двумерного электрофореза (фиг. 3). [c.49]

Электрофорез на бумаге применен для разделения политионатов [415, 616], На бумаге FN-ll, импрегнированной буферным раствором, разделяют 3 , ЗаО , ВзО , З4ОГ, высшие полионаты (они дают при опрыскивании 0,1 М аммиачным раствором нитрата серебра коричневые пятна) и ЗдО (черное пятно) [415]. [c.60]

При разделении арсеназо III на приборе со специально скон--струированными камерами растворы арсеназо 111, свидетелей и эталонного образца наносят на сухую хроматографическую бумагу длиной 40 см и шириной 25—40 см на расстоянии 10 см от катодного конца бумаги. Далее бумагу смачивают буферным раствором того же состава, в котором проводят электрофорез, и помещают на стеклянные палочки, находящиеся в камере. Камеру [c.57]

Повторное разделение одного и того же материала дает разные результаты. Причина плохой воспроизводимости может заключаться в изменении условий опыта. Чтобы сделать условия опыта стандартными а) необходимо помнить, что фильтровальная бумага должна быть одного и того же типа б) необходимо стандартизовать факторы, влияющие на электрофорез (направление потоков буферного раствора, температура и т. п.) (см. стр. 52) в) краситель должен быть одним и тем же г) не следует менять способа количественной оценки электрофореграмм. При использовании метода элюирования мы советуем окрашивать белки кислым фуксином. Несвязавшаяся с белком часть этого красителя легко удаляется из бумаги, а связавшийся краситель затем легко элюируется. С другой стороны, при фотоэлектрометрии электрофореграмм очень удобно применять окрашивание амидовым черным 10В, так как он прочнее других красителей связывается с белками и примерно в 10 раз сильнее поглощает свет. Несмотря на то что при отмывании электрофореграмм амидовый черный невозможно полностью удалить из бумаги, фотоэлектрические измерения после окрашивания этим красителем достаточно точны. [c.66]

Методика. Полоски целлогеля на 10 мин погружают в буферный раствор и затем избыток раствора удаляют фильтровальной бумагой. Полоски закрепляют в приборе и на опалесцирующую сторону целлогеля наносят 1,5—2,0 мкл сыворотки (другая сторона мембраны целлогеля не адсорбирует белки). При градиенте напряжения 12—15 В/см электрофорез продолжается 1—1,5 ч, после чего полоски извлекают из камеры и окрашивают амидовым черным. [c.74]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология