Нуклеотиды Облучение

Свет и особенно его коротковолновая область оказывают большое влияние на развитие микроорганизмов. Действие лучистой энергии на микроорганизмы зависит от дозы и их физиолого-биохимического состояния. Полагают [33], что воздействие связано в первую очередь с изменением структуры ДНК. Во многих случаях спектр действия ультрафиолетовых лучей соответствует спектру поглощения их нуклеиновыми кислотами. Обнаружено, что при денатурации ДНК, облученной высокими дозами ультрафиолетового света (10-2 возникают разрывы между нуклеотидами, а также образуются поперечные сшивки между комплементарными нитями молекулы ДНК. [c.189]

Формальдегид является раскручивающим реагентом. Экспериментальные кривые 0(/) прекрасно согласуются с теоретическими. Их исследование позволило показать, что ультрафиолетовое облучение ДНК приводит к повыщению концентрации дефектов, и найти ее значения. Определены величины к (порядка 2 мин- ). Минимальная концентрация дефектов, обнаруживаемая КФМ, составляет один дефект на 10" пар нуклеотидов — метод очень чувствителен [106]. [c.526]

Объяснение всему этому может быть, по-видимому, только одно. Описанный ритуал — не что иное, как проверка ДНК на целостность сахаро-фосфатной цепи, своеобразный ОТК для ДНК. В самом деле, не следует забывать, что ДНК в клетке постоянно повреждается — облучением, химическими агентами, собственными нуклеазами, тепловым движением в конце концов. В клетке есть целый арсенал средств, называемый репарирующей системой, для залечивания этих повреждений. В главе 3 мы рассказывали о том, как эта репарирующая система залечивает повреждения, наносимые ультрафиолетовыми лучами. Репарирующая система располагает множеством ферментов. Одни, нуклеазы, рвут нить ДНК вблизи поврежденного нуклеотида. Другие ферменты расширяют брешь, удаляя поврежденное звено. Однако генетическая информация при этом сохраняется — ведь есть вторая, комплементарная нить, по которой ДНК-полимераза Корнберга вновь наращивает расщепленную цепочку. [c.94]

В настоящее время разработаны различные методы получения нуклеотидов и нуклеозидов, а также показана возможность их синтеза в условиях первичной Земли облучение разбавленных (10- моль) водных растворов слгеси аденина, рибозы и фосфата привело к возникновению аденозина (роль фосфата, по-видимому, каталитическая). [c.615]

Избирательное разрушение пуриновых оснований как в составе нуклеозидов и нуклеотидов, так и в нуклеиновых кислотах наблюдается при так называемых фотодинамических реакциях — облучении моно- или полинуклеотидов видимым светом в присутствии ряда акридиновых или тиазиновых красителей (подробнее — [c.506]

Исследования действия ультрафиолетового облучения на нуклеиновые кислоты и их компоненты интенсивно развиваются в последнее время (обзоры — см.в трех основных направлениях 1) влияние УФ-облучения на функциональные свойства нуклеиновых кислот (см., например, 2) органическая фотохимия компонентов нуклеиновых кислот 3) физика возбужденных состояний нуклеиновых кислот и их компонентов. В данной главе рассмотрена собственно органическая фотохимия пуриновых и пиримидиновых оснований, нуклеозидов, нуклеотидов и полинуклеотидов. Особое внимание обращено на изменение химических свойств компонентов нуклеиновых кислот при переходе их в возбужденное состояние. [c.615]

При облучении водных растворов оснований нуклеиновых кислот видимым светом в присутствии ионов двух- и трехвалентного железа в нейтральной или слабокислой среде гетероциклические основания полностью или частично расщепляются, о чем свидетельствуют изменения УФ-сиектров растворов. Пиримидины расщепляются при этом быстрее пуринов В аналогичных условиях нуклеозиды и нуклеотиды наряду с частичной деградацией составляющих оснований претерпевают расщепление N-гликозидной связи с выделением свободного основания. При облучении полинуклеотидов наблюдаются те же процессы, сопровождающиеся, кроме того, частичным гидролизом фосфодиэфирных связей и потерей биологической активности [c.685]

Другой важный результат состоит в том, что ДНК и РНК (рибонуклеиновая кислота) при облучении в насыщенном воздухом растворе дают нестабильные гидроперекиси с 0 = 1 [В26]. Из результатов работы с нуклеотидами [025] вытекает, что образование гидроперекиси, вероятно, связано с боковыми пиримидиновыми цепями нуклеиновой кислоты. [c.275]

Под влиянием определенных факторов, к которым относится облучение, влияние ряда соединений, например колхицина, иприта и других, синтез белков нарушается, в ДНК возникают дефекты. Дефекты, возникающие в ДНК, сказываются и на РНК, а затем и на составе белков. Дефект — это значит неправильная последовательность нуклеотидов в ДНК и РНК и аминокислотных остатков в белке. [c.181]

Для окончательного выяснения причины изменения аминокислотного состава белка необходимо провести параллельные исследования изменений в нуклеотидном составе ДНК и аминокислотном составе индивидуальных белков при облучении одного и того же биологического объекта. Теоретическая интерпретация результатов экспериментов может быть уточнена, если в конкретном случае учесть 1) изменение относительного содержания гомогенных фракций в исследуемом сложном белке после облучения 2) относительное содержание аминокислот в нативном гомогенном белке 3) относительное содержание каждого из четырех нуклеотидов в ДНК, комплементарной иРНК, специфичной к данному белку 4) радиационно-химические выходы всех реакций, приводящих к существенным заменам оснований. [c.40]

Рис. 3. Обработка облученных ДНП спермы ДНК-азой I. По оси ординат—выход нуклеотидов в облученных пробах — головки спермы 2 — нитевидный ДНП

В связи с проблемами регуляции обмена нуклеиновых соединений, обсуждаемыми на этом симпозиуме, представление о нечувствительности ранних этапов биосинтеза ДНК к воздействию ионизирующей радиации должно быть пересмотрено. В свое время это представление было постулировано на основании многочисленных наблюдений, показавших, что после облучения фонд предшественников ДНК не только не снижается, но, наоборот, значительно увеличивается. При этом совершенно не учитывались фактор времени и то обстоятельство, что накопление нуклеотидов и нуклеозидов могло быть связано, как это действительно имеет место, с усиленным распадом ДНК. [c.133]

Чтобы выяснить механизм, лежащий в основе Диф-ференщ1ального действия температуры, применялись различные ингибиторы. Подобные различия при инкубации в разных температурных условиях были получены с динитрофенолом. Было высказано предположение, что в основе указанных различий лежит потеря аденозинтри-фосфорной кислоты (АТФ) из клеток. Однако при облучении и после применения динитрофенола теряются со-верщенно различные количества АТФ. Следовательно, для установления сходства этих двух процессов необходимы дальнейшие доказательства. Так же исследовалась потеря нуклеотидов облученными клетками, которые инкубировались при температуре 37°. Эта потеря нуклеотидов рассматривается как возможная дополнительная причина гибели клетки при указанной температуре. [c.205]

Злокачественные опухоли представляют сейчас вторую (после сердечных заболеваний) из причин смертности людей. И хотя современные способы их лечения, прежде всего хирургические методы и облучение, в ряде случаев оказываются очень удачными, получение эффективного химиотерапевтического средства для лечения этих заболеваний остается мечтой каждого химика-органика. Однако проблема злокачественных образований чрезвычайно сложна и, по-видимо.му, так и не удастся получить химиотерапевтическое средство, которое было бы эффективным против всех опухолей. Но и частичный успех в этом направлении был и будет очень ценным. Приведем несколько. типов веществ, которые с большим или меньшим успехом применялись для лечения определенных форм злокачественных образований. Одну группу образуют вещества, которые можно назвать алкилирующими реактивами. Эти очень реакционноопособные соединения способны ал-килировать такие биологически важные соединения, как белки или нуклеотиды. Алкилирование понижает скорость роста опухолевых [c.318]

Ивыми словами, КФМ позволяет опреде.т1ять минимальную концентрацию дефектов с порядка одного дефекта на 10 пар нуклеотидов. Метод очень чувствителен. Он с успехом применяется для изучения ДНК с разрывами, вызванными ультрафиолетовым облучением или ферментативным гидролизом и т. д. Нативная ДНК оказывается практически лишенной дефектов, что опровергает зигзагообразную модель с резкими изломами. КФМ применим к изучению комплексов ДНК с РНК-нолимеразой и тонкой структуры ДНК. [c.245]

Было показано, что аэрация водных растворов нуклеиновых кислот, нуклеотидов и пиримидиновых оснований при облучении рентгеновыми лучами увеличивает выход продуктов, содержащих гидроперекиси Недавно были синтезированы четыре изомерных гидроперекиси из тимина и выявлена аналогия получения этих продуктов, полученных тем же методом [c.184]

Важный шаг на пути химической эволюции — синтез нуклео-зидов и нуклеотидов, и в первую очередь адениновых. Американскому биохимику К. Поннамперума (К. Ponnamperuma) удалось показать, что при УФ-облучении смеси водных растворов аденина и рибозы при температуре 40 °С в присутствии фосфорной кислоты происходит реакция конденсации, приводящая к образованию аденозина. Если реакцию проводить при добавлении к реакционной смеси этилметафосфата, имеет место образование также и нуклеотидов АМФ, АДФ, АТФ. Функция фосфорных соединений в этих химических синтезах двоякая они играют каталитическую роль и могут непосредственно включаться в продукты реакции. Абиогенный синтез АТФ, представляющий собой результат нескольких относительно простых химических реакций, говорит о возможном раннем появлении этого соединения. Первые живые структуры могли получать АТФ из окружающей среды. [c.193]

Для удаления ошибок репликации, неизбежных в процессе матричного синтеза таких огромных биополимеров, какими являются ДНК, существует специальная система ферментов репарации. Например, сопутствующие репликации одноцепочечные разрывы восстанавливаются при помощи ДНК-поли-меразы I и ДНК-лигазы. ДНК-полимераза I, будучи 3 -5 -экзонуклеазой, проверяет правильность присоединения нуклеотидов вновь образованной нити ДНК к нуклеотидам матрицы и гидролизует концевой нуклеотид, если его основание не комплементарно основанию матричной цепи. ДНК-полимераза Ш, также обладающая нуклеазной активностью, будет добавлять нуклеотиды только в том случае, если предыдущее основание дочерней цепи комплементарно связано с соответствующим основанием матричной цепи. Таким образом, осуществляется репарация неправильного спаривания нуклеотидов и контролируется корректность синтеза ДНК. Наиболее полно изучены повреждения, возникающие в клетках под действием ультрафиолетового облучения. Оно вызывает, в частности, взаимодействие двух соседних пиримидиновых оснований, чаще всего тиминов. При этом образуется тиминовый димер, блокирующий действие ДНК-полимеразы ПГ. [c.453]

Реакцию задержки деления следует отличать от полного подавления митоза, наступающего после воздействия больших доз, когда клетка значительное время продолжает жить, но необратимо утрачивает способность к делению. Среди многих проявлений действия излучения на жизнедеятельность клетки подавление способности к делению является наиболее важным. Основной причиной репродуктивной гибели клеток являются структурные повреждения ДНК (одно- и двухнитевые разрывы), возникающие под влиянием облучения. Макромолекулы ДНК состоят из генов и образуют хромосомы, управляющие всей деятельностью клетки. Структура молекулы ДНК в соответствии с моделью Уотсона — Крика представляет собой две длинные цепи нуклеотидов, закрученные относительно друг друга в двойную спираль. Ее можно представить как спиральную лестницу, боковины которой формируются молекулами моносахарида (де-зоксирибозы) и фосфорной кислоты, а перекладины образованы четырьмя парами азотистых оснований аденином (А), цитозином (Ц), гуанином (Г) и тимином (Т) (рис. 4.2). [c.39]

Подробное описание применения метода хроматографии на бумаге для разделения пуриновых и пиримидиновых производных можно найти в многочисленных обзорах, посвященных этому вопросу [9, 16, 17, 18]. Вкратце хроматография сводится к следующему. Небольшое количество гидролизата, полученного одним из описанных выше методов, наносят вблизи одного конца полоски фильтровальной бумаги, после чего производят обычные для одномерной хроматографии операции с использованием таких растворителей, как насыщенный водой к-бутанол. Конец полоски фильтровальной бумаги вблизи пятна гидролизата погружают в лоток с растворителем другой конец полоски свободно подвешивают под стеклянным колпаком, накрывающим всю систему. Под ним создается атмосфера, насыщенная парами растворителя. Растворитель медленно передвигается по фильтровальной бумаге, увлекая за собой основания или нуклеотиды. При этом различные соединения передвигаются с различной скоростью, что и делает возможным их разделение. Примерно через 24 час бумагу вынимают и высушивают, отметив предварительно положение фронта растворителя. Затем определяют положение пятен отдельных оснований или нуклеотидов. Для этого обычно пользуются наиболее быстрым методом Холидэя и Джонсопа [10], который состоит в просматривании пятен неносредствеппо в ультрафиолетовых лучах, прошедших через подходящий фильтр. С целью сохранения результатов получают отпечатки хроматограммы на специальной фотобумаге, облученной при подходящих условиях ультрафиолетом. Белые пятна на темном фоне такого отпечатка соответствуют веществам (основаниям), поглощающим ультрафиолет (Маркхэм и Смит [5]). Один из подобных отпечатков приведен на фиг. 3. [c.30]

Реакция протекает довольно медленно при pH 7,4 время полупревращения дезоксиаденозин-5 -фосфата в 0,05 М растворе перекиси водорода составляет около 50 ч. Выход 7-Ы-окиси дезоксиаде-нозин-5 -фосфата невелик, так как идут многочисленные побочные процессы (расщепление N-гликозидной связи, окисление по С-2 и С-8 аденинового ядра). Стабильность 7-N-okh h дезоксиаденозин-5 -фосфата по отношению к кислотному и щелочному гидролизу не отличается заметно от устойчивости исходного нуклеотида при облучении УФ-светом 7-М-окись аденина переходит в 8-оксиаде- [c.391]

Нуклеиновые кислоты, содержащие остатки 5-галоидурацилов, гораздо более чувствительны к УФ-облучению, чем обычные поли-нуклеотиды 22-125 3.J.Q объясняется существенными различиями в фотохимическом поведении урацила и его галоидпроизводных вследствие значительного изменения электронной структуры урацильного ядра при введении сильного электроотрицательного галоидного заместителя 2 . Следует отметить сложность и относительно меньшую изученность фотохимии галоидпроизводных урацила. В настоящее время можно привести лишь основные закономерности их фотохимического поведения. [c.644]

В случае облучения при 365 ммк в водных растворах при комнатной температуре присоединение идет преимущественно по связи С-З—С-4 фурокумарина с образованием продуктов типа LVI Продукты типа LV и LVI образуются также при реакции фурокумаринов в аналогичных условиях с урацильными и тиминовыми ну-клеозидами, нуклеотидами и полинуклеотидами, а также с РНК [c.687]

Спектры ЭПР других облученных оснований (аденина, гуанина, урацила, цитозина) представляют собой синглеты, иногда с очень слабо разрешенной СТС [216] (рис. VI, 19, б—д). В облученных ну-клеозидах и нуклеотидах спектры ЭПР радикалов идентичны спектрам облученных оснований. Радиационный выход радикалов при облучении азотистых оснований лежит в пределах 0,1—1,5 1216], при облучении /)-рибозы при 300° К он равен 4 -f- 6, при 100° К G (R) = 2 -ь 4 (табл. VI.4). [c.311]

Передача энергии от протеина к ДНК иллюстрируется, в частности, следующими данными, относящимися к облученному нуклеогистону. При соблюдении правила аддитивности для этого нуклеотида G (R) должен быть равен 1,7 G (R) для гистона и ДНК составляет соответственно 2,7 и 0,5], экспериментальная величина равна 0,9 [231]. [c.315]

Ряд других химических изменений был обнаружен в нуклеиновых кислотах, нуклеотидах, нуклеозидах, пуриновых и пиримидиновых основаниях после облучения их водных растворов рентгеновскими лучами или после обработки реактивом Фентона или фотоактивированной перекисью водорода. Воздействие, очевидно, имеет общий характер. При этом происходили не только отмеченные эффекты, но наблюдались также дезаминирование, освобождение свободных пуриновых оснований, возрастание аминного азота, определяемого по Ван-Слайку, уменьшение пуринового азота и увеличение титруемых кислотных групп [В24, ВЗЗ, В136, С132, Н53, 513, 515—817, 519]. Оптическая плотность нуклеиновых кислот вблизи 260 ммк сперва возрастает, потому что разрываются водородные связи между основаниями (см. ниже), а затем при дальнейшем облучении уменьшается, когда в реакцию вступают пуриновые и пиримидиновые основания. Исследование влияния таких переменных, как степень насыщения воздухом и pH, в общем не дало полезных сведений. [c.275]

Подтверждением существования водородных связей между пири-ЛП1ДИН0ВЫМ кольцом и кольцом сахара служит поведение различных пиримидиновых нуклеотидов при облучении растворов ультрафиолетовым светомс длиной волны 2537 А [217, 218]. Облучение водных растворов нуклеотидов рентгеновскими лучами вызывает ряд реакций. в том числе с участием свободных радикалов люлекулы воды [219]. Вследствие наличия неустойчивых эфиров фосфорной кислоты [220] освобождается амдгаак, а при расщеплении гликозидной связи Б адениловой и гуаниловой кислотах образуются свободные основания [219, 221] после облучения растворов гуанозина и гуаниловой кислоты пучком электронов с энергией 15 Мзв был обнаружен 2,4-диамино-5-формамидо-6-оксипиримидин [221]. [c.173]

Независимое доказательство существования взаимодействия между соседними гетероциклами в олигонуклеотидах вытекает из увеличения чувствительности олиготимидиловых [27] и олигоури-диловых кислот к ультрафиолетовому облучению по сравнению с мононуклеотидами. Как и в случае мономеров, для пиримидиновых нуклеотидов в их полинуклеотидной цепи могут происходить обратимые фотохимические превращения, включая присоединение воды по 4,5-ДВОЙНОЙ связи [27]. [c.536]

Путем исследования растворов пуриновых и пиримидиновых оснований и соответствующих нуклеозидов и нуклеотидов была изучена химическая природа радикальных реакций с нуклеиновой кислотой. Если облучение проводится в присутствии молекулярного кислорода, то в значительной степени происходит реакция образования пероксисоединений из пиримидиновых оснований и в особенности из тимина и урацила. Для тимина, нанример, при облучении раствора 2 X 10 М была получена величина g (перекись) 1,1. Образование перекиси наблюдалось при индуцированном радиацией окислении этиленовой связи пиримидинового основания. Структура пер-окситимина (4-окси-5-гидроперокситимип) полностью доказана сравнением ее с синтезированным соединением. Были также проведены опыты с нуклеонротеинами в водной среде. [c.362]

В ряде работ было изучено образование лабильных фосфатных эфиров при облучении нуклеотидов. В литературе есть данные об образовании лабильных фосфатов при облучении 5 и 31-изомеров рибонуклеотидов и одного из дезоксирибонуклеотид-ных изомеров (5 -фосфата) [22]. Наши опыты с адениловой и цитидиловой кислотами подтвердили литературные данные в опытах с дезоксирибонуклеотидным З -изомером (дезоксигуани-ловой кислотой) образование лабильного фосфата нами не было [c.32]

При обработке облученных головок спермы ДНК-азой оказалось, что атакуемость ДНП этим ферментом увеличивается значительно слабее, чем трипсином. На рис. 3 представлена дозовая зависимость эффекта. При облучении дозой 40 кр выход нуклеотидов составляет в среднем 138% от контроля. На нитевидном ДНП, сохраняющем нативную структуру ДНК, активации ферментативной реакции получено не было. Это дает основание предполагать, что эффект активации связан, скорее, с увеличением проницаемости или частичным разрушением оболочки, чем со структурными изменениями ДНП, тем более, что концентрации фермента при обработке головок и нитевидного ДНП резко различаются. Наличие оболочки резко тормозит ферментативный гидролиз ДНП ДНК-азой для обработки головок приходилось [c.88]

При этом после 2 час в радиочувствительных тканях (в частности, в селезенке крыс и костном мозгу морских свинок) концентрация свободных дезоксирибомононуклеотидов нарастает и остается повышенной в более поздние сроки [46, 29]. Отчетливое накопление нуклеотидов (особенно уридиловой и цитидиловой кислот) было отмечено также в селезенке, аппендиксе, костном мозгу кроликов с 4 час. после облучения [19]. [c.95]

Мы рассмотрели основные пути, блокирование которых при облучении может привести к поражению синтеза дезоксирибонуклеиновой кислоты. Пока трудно оценить значение поражения того или иного процесса в общем эффекте радиации. Скорее, можно сказать, что он носит комплексный характер. Однако можно выделить определенные звенья, блокирование хотя бы одного из которых приводит к угнетению синтеза ДНК, что и является задачей настоящего доклада. Следует отметить, что угнетение реакций, приводящих к образованию предшественников ДНК, обусловливается не только влиянием радиации на соответствующие ферментные системы, но и может быть связано с нарушением тех процессов, в результате протекания которых образуются субстраты, участвующие в превращениях нуклеотидов. Например, угнетение окислительного фосфорилирования, наблюдаемое после облучения, может привести к недостатку АТФ, участвующего почти во всех промежуточных реакциях синтеза ДНК. Могут нарушаться процессы синтеза или интенсифицироваться процессы распада нуклеотидных коферментов — НАД и НАДФ. [c.127]

Мы провели определение активности 5-нуклеотидаз (ТМФ, дЦМФ, УМФ, дУМФ) в радиочувствительных тканях (селезенка, тонкий кишечник) и относительно радиорезистентной ткани печени через 3,24 и 72 часа после гамма-облучения крыс дозой 850 р. Было показано, что эти ферменты обладают (в нормальной печени) следующей активностью по отношению к нуклеоти-дазе ТМФ, активность которой условно принимается за 100% нуклеотидазы дЦМФ, УМФ и дУМФ — 70, 140 и 140% соответственно. Приблизительно те же соотношения наблюдались в тонком кишечнике и селезенке. Можно отметить некоторую специфичность действия 5-нуклеотидаз на разные субстраты. Нуклеотидазы, дефосфорилирующие уридиловые нуклеотиды, особенно активны. [c.138]

После облучения нами не было выявлено значительных изменений активности этих ферментов в печени. В тонком кишечнике и селезенке активация наблюдалась через 3 часа и возрастала через 24 и 72 часа после облучения и была более выражена в селезенке. Обращает на себя внимание неспецифичность возрастания активности нуклеотидаз после облучения. Нуклеотидазы уридилового ряда по-прежнему вдвое активнее, чем нуклеотида-за, дефосфорилирующая дЦМФ. Нам кажется возможным объяснить увеличение активности этих ферментов в ранние сроки после облучения нарушением целостности цитоплазматических гранул и высвобождением ферментов из них вследствие распада клеточных элементов в радиочувствительных тканях, а в более отдаленные сроки — изменением клеточных популяций. Однако это только предположения, требующие экспериментальной проверки. [c.138]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология