Лизин определение методом

Определение лизина микробиологическим методом [c.221]

Качественное определение аминокислот методом распределительной хроматографии на бумаге. Цель работы — определить коэффициент движения лизина и метионина для индивидуальных веществ и для их смеси (с целью разделения их на хроматограмме). [c.528]

Для данного класса задач может быть использован математический метод решения с применением теоремы Грина [5]. Не рассматривая сам метод решения, приведем лишь некоторые практические результаты по определению оптимального управления. Используя данные экспериментального изучения кинетики применительно к процессу получения лизина [7], запишем соотношения [c.262]

Для специфического расщепления белков по определенным точкам применяются как ферментативные, так и химические методы. Из ферментов, катализирующих гидролиз белков по определенным точкам, наиболее широко используют трипсин и химотрипсин. Трипсин специфично катализирует гидролиз пептидных связей, расположенных после положительно заряженных аминокислотных остатков лизина и аргинина. Химотрипсин преимущественно расщепляет белки после остатков ароматических аминокислот — фенилаланина, тирозина и трипто- [c.269]

Новый метод определения лизина в присутствии других основных аминокислот [269]. [c.220]

Наиболее общим методом определения концентрации пептидов является колориметрия продуктов реакции с нингидрином [2]. Это один из наиболее чувствительных колориметрических методов. Для обнаружения аминокислот и пептидов разработаны как обычный, так и полностью автоматизированный варианты, причем нингидриновый реагент не вызывает коррозии и его можно подавать обычным микронасосом. Реакция идет по свободным аминогруппам, но в некоторых случаях хромофор образуется с низким выходом. Данные по окрашиванию дипептидов можно найти в работе [3]. У всех дипептидов, содержащих в качестве Ы-концевой аминокислоты аргинин, треонин, серин, глутаминовую кислоту, глицин, фенилаланин, метионин, лейцин и тирозин, интенсивность окраски составляет 1,6-10 у лейцина эта величина составляет 1,7-10 . У дипептидов с М-концевым лизином и аспарагиновой кислотой интенсивность окраски несколько выше (на 20 и 29% соответственно), а дипептиды с Ы-концевым гистидином и триптофаном проявляются несколько слабее (42 и 67% соответственно от средней интенсивности). Дипептиды с М-концевым пролином, валином и изолейцином окрашиваются очень слабо [2,7 6,4 и 8,5% от средней (1,6- 10 ) интенсивности]. [c.391]

Примечание. Насколько известно, этот метод не применялся для определения лизина в гидролизатах белка. [c.60]

Исследование экскреции аминокислот привело уже к открытию ряда интересных нарушений при различных патологических состояниях, в том числе при некоторых относительно редких заболеваниях возможно, однако, чт-о менее резкие изменения экскреции аминокислот сопутствуют и другим заболеваниям. Такого рода явления теперь доступны изучению благодаря усовершенствованию методов определения аминокислот. При этом, однако, следует строго контролировать все условия (особенно питание). Регулирование уровня аминокислот в крови происходит при участии гормонов (стр. 179) вполне вероятно, что их действие отражается и на экскреции аминокислот. Так, при введении кортизона больным с ревматоидным артритом у них наблюдалась повышенная экскреция аминокислот [105]. Имеются также данные о сравнительно регулярных изменениях экскреции ряда аминокислот у женщин в связи с половым циклом. Так, у женщин во время беременности повышается экскреция гистидина, треонина, лизина и триптофана, тогда как в период лактации экскреция аминокислот относительно понижена [106]. [c.470]

Электрофоретическое разделение НЬА и НЬ8 по методу подвижной границы показывает, что разница между зарядами этих молекул составляет один элементарный заряд на половину молекулы. Вполне возможно, что эта разница обусловлена заменой всего лишь одной аминокислоты в а- или р-цепи. Для того чтобы дать точный ответ, нужно было бы иметь данные полного анализа аминокислотной последовательности в обеих цепях. Однако установить участок, в котором два вида молекул гемоглобина различаются по аминокислотному составу, можно и без полного определения последовательности аминокислот. Протео-литический фермент трипсин гидролизует пептидные связи, в образовании которых участвуют карбоксильные группы остатков лизина и аргинина. И лизин, и аргинин имеют сравнительно длинные неразветвленные боковые цепи с положительным зарядом на конце. В каждой половине молекулы гемоглобина на 287 аминокислотных остатков приходится около 26 остатков лизина и аргинина. Таким образом, трипсиновый гидролизат половины молекулы гемоглобина должен содержать около 28 пептидов (поскольку в каждой половине имеются две различные цепочки), каждый из которых содержит в среднем немногим больше 10 остатков. В действительности при таком гидролизе отщепляется устойчивое ядро , содержащее около четверти аминокислотного состава половины молекулы. Анализ состава этого ядра , отделенного центрифугированием от прочих пептидов, показывает, что в НЬА и в НЬЗ оно имеет одинаковый аминокислотный состав и, вероятно, одинаковую последовательность аминокислотных остатков. [c.223]

Подлежащий исследованию гидролизат обрабатывается фосфорновольфрамовой кислотой, которая осаждает количественно аминокислоты аргинин, гистидин, лизин и небольшое количество цистина. Все остальные аминокислоты, в том числе и те, которые могут служить помехой при количественном определении гистидина с помощью реакции диазотирования, остаются в растворе. Осадок тщательно промывается, гистидин и сопровождающие его аминокислоты переводятся в раствор, в котором гистидин определяется количественно с помощью колориметрического метода, основанного на реакции Паули. [c.46]

Различные варианты химического способа определения доступности лизина основаны на методе Карпентера и заключаются в оценке свободных 8-Ь Нг-групп лизина. Сравнение полученных величин с общим количеством лизина дает величину его доступности. [c.10]

В настоящее время широко распространен достаточно точный нингидриновый метод определения аминокислот при помощи хроматографического разделения на бумаге. Однако разделение некоторых аминокислот обычной хроматографией на бумаге требует большой затраты времени например, для разделения основных аминокислот, необходимо минимум 4— 5 суток. Применение электрофоретического разделения позволило сократить время разделения лизина, аргинина и гистидина до 3 часов и за счет этого сократить общее время, необходимое для количественного анализа этих аминокислот, с 5—б дней до 6—7 часов. [c.254]

Этот метод с последующим качественным и количественным определением аминокислот особенно ценен при промышленном получении индивидуальных аминокислот лизина, гистидина и аргинина, так как дает возможность быстро контролировать надежность их разделения и отсутствие в каждой из индивидуальных аминокислот примесей других аминокислот. [c.254]

Определение качественного и количественного аминокислотного состава белков и пептидов проводят после их гидролиза кислотой или щелочью. Оба вида гидролиза разрушают некоторые аминокислоты. При щелочном гидролизе частично разрушаются цистеин, серии, треонин и происходит частичная рацемизация некоторых аминокислот. При гидролизе соляной кислотой (5,7 н., 105—110° С), которая обычно используется при кислотном гидролизе пептидных связей, практически полностью разрушается триптофан. В связи с этим содержание триптофана в пробах обычно определяют после щелочного гидролиза или спектрофотометрическим методом Кроме того, наблюдаются значительные потери оксиаминокислот (серина, треонина, тирозина), се-русодержащих аминокислот (цистеина, метионина) и частично пролива. При этом степень разрушения аминокислот зависит от чистоты и концентрации НС1, используемой для гидролиза, а также длительности и температуры гидролиза. Следует отметить, что примеси альдегидов при кислотном гидролизе приводят к значительной потере тирозина, а также цистеина, гистидина, глутаминовой кислоты и лизина, а примеси углеводов в больших концентрациях — к разрушению аргинина. [c.123]

Эта реакция не пригодна для отщепления С-концевых остатков пролина, так как они не образуют тиогидантоин, остатков аспарагиновой и глутаминовой кислот, которые образуют циклические ангидриды, а не тиогидантоины (аспарагин и глутамин, наоборот, дают тиогидантоины [301]), а также остатков серина, треонина, цистина, аргинина и лизина [19, 301], которые неустойчивы при циклизации или регенерации аминокислоты из тиогидантоинового производного. Таким образом, этот метод находит весьма ограниченное применение для прямого определения строения пептидов и белков. Для определения С-концевого остатка по разности [107] реакция может оказаться более полезной, но ее все же нельзя использовать для определения аспарагиновой и глутаминовой кислот и пролина. Однако путем микробиологического анализа [107], специфичного для остатков /-аминокислот, эти аминокислоты могут быть определены по потере оптической активности на 50% вследствие рацемизации в том случае, когда они являются С-концевыми. [c.247]

Задача 37.15. Реакция первичных алифатических аминов с азотистой кислотой приводит к количественному выделению азота в виде газа, что является основой метода определения аминного азота по Ван-Слайку. Какой объем азота (при нормальных условиях) выделится при обработке 0,001 моля следующих аминокислот а) лейцина б) лизина в) проли-на [c.1045]

Ферментативные методы гидролиза основаны на избирательности действия иротеолитических (вызывающих распад белков) ферментов, расщепляющих пептидные связи, образованные определенными аминокислотами. В частности, пепсин ускоряет гидролиз связей, образованных остатками фенилаланина, тирозина и глутаминовой кислоты, трипсин-аргинина и лизина, хпмотрипсин-триптофана, тирозина и фенилаланина. Ряд других ферментов, например папаин, субтилизин, проназа и другие бактериальные протеиназы, также используется для неполного гидролиза белков. В результате полипептидная цепь расщепляется на мелкие пептиды, содержащие иногда всего несколько аминокислот, которые отделяют друг от друга сочетанными электрофоретическими и хроматографическими методами, получая своеобразные пептидные карты. Далее определяют чередование аминокислот в каждом индивидуальном пептиде. Завершается работа воссозданием первичной структуры полной полипептидной цепи на основании определения последовательности аминокислот в отдельных пептидах. [c.56]

Для определения аминосахаров обычно применяются колориметрические методы, предложенные Морганом и Эльсоном. Существуют два таких метода метод Моргана — Эльсона известный также под названием непрямого метоДа Эрлиха, и метод Эльсона—Моргана . Метод Моргана — Эльсона пригоден для определения микроколичеств N-ацетиль-ных производных аминосахаров (20—50 мкг). Он состоит в непродолжительном нагревании N-ацетилгексозамина с раствором соды при pH 10,8 с последующей обработкой солянокислым раствором /г-диметиламинобенз-альдегида (реактив Эрлиха), что приводит к образованию хромогена, содержащего фурановое кольцо (см. стр. 274), и к возникновению интенсивной красной окраски. Оптическую плотность окрашенного раствора определяют при 550 ммк. Присутствие в анализируемом субстрате лизина и обычных моносахаридов искажает результаты анализа, так как возникающие хромогены дают с реактивом Эрлиха окрашивание с максимальной оптической плотностью при 560 ммк Все гексозамины D-ряда образуют, по-видимому, один й тот же хромоген, поскольку при этом разрушаются все асимметрические центры, кроме С5. Однако интенсивность окраски в случае М-ацетил-О-галактозамина в четыре раза слабее интенсивности окраски М-ацетил-О-глюкозамина [c.280]

Белок является полифункциональным соединением, в котором каждый аминокислотный остаток выполняет определенную роль в поддержании нативиой конформации или проявлении биологической функции. Если используются модифицирующие агенты достаточно широкой специфичности, конечный результат зависит от доступности тех или иных функциональных групп белка в данных условиях. В частности, ацилирование с помощью радиоактивно меченного уксусного ангидрида было предложено в качестве метода локализации остатков лизина, расположенных на поверхности белковой глобулы (Б. Хартли). Этот прием широко применяется и для исследования топографии мембранных белков, когда доступными действию так называемых непроникающих реагентов оказываются лишь группировки, расположенные вне мембраны. [c.160]

ПЕРВИЧНАЯ СТРУКТУРА белка, последовательность аминокислотных остатков в полипептидной цепи. В П. с., закодированной в соответствующем данному белку структурном гене, заложено все необходимое для ее самоорганизации в глобулу с определенной пространств, структурой. П. с. определяет вторичную и третичную структуры белка. Методы ее установления хорошо разработаны полипептидную цепь специфически расщепляют протеиназами (трин-сином — по остаткам аргинина и лизина, химотрипсином — по остаткам аром, аминокислот и лейцина) или хим. методами (бромцианом по остаткам метионина) в полученном наборе перекрывающихся пептидных фрагментов определяют последовательность аминокислот, используя преим. ступенчатое расщепление по Эдману (процесс автоматизирован), и сопоставляют строение фрагментов. [c.429]

Таким образом, для чисто химических или физико-химических исследований основным требованием является точность для широкого обзора в области пищевых белков самое первое, что нужно, это — получить возможно больше материала по присутствию и содержанию незаменимых аминокпслот. В нашей практике часто встречалось, что пищевой белок является хорошим источником больщинства незаменимых аминокислот, которые легко определить (именно цистин, метионин, аргинин, гистидин, лизин, тирозин и триптофан), и все же неполноценен в отношении других аминокислот, для выявления которых нет простых и точных способов определения. Если в таких случаях руководствоваться только анализами первой группы аЛтинокислот, то можно было бы впасть в серьезную ошибку при биологической оценке данного белка. Поэтому только полный анализ аминокислот, имеющих значение для питания, может дать правильную и полноценную картину исследуемых продуктов, даже если определение отдельных аминокислот будет произведено не абсолютными, а скорее сравнительными методами. [c.9]

Примечание. Как мы установили, описанньп выше метод позволяет получать удовлетворительные н сходящиеся результаты с большим числом белков, значительно различающихся по аминокислотному составу н по степени чистоты. Однако следует помнить, что для определения основных аминокислот нельзя установить постоянных правил. Часто оказывается необходимым изменять условия эксперимента вследствие специфических особенностей. Напрпмер, если содержание в белке одной или нескольких основных аминокислот невелико, то для анализа полезно применять больщие количества белка или комбинировать микро-метод Косселя со специфическими колориметрическими методами, вписанными ниже. Разработанное нами видоизменение метода Косселя позволяет двум работникам проводить 2 полных определения аргинина, гистидина и лизина в течение примерно 12 час. При этом единственной аппаратурой, которая встречается не [c.31]

Потери лизина. Следует отметить, что в течение 40 лет метод определения лнзина, предложенный впервые Косселем и Кучером [379], почти не изменился, за исключением незначительных деталей. Если сырой пикрат лизина не взрывает выше 250 (неиспр.), то целесообразно [643] перекристаллизовывать пикрат из воды. Поправка на растворимость пикрата лизина в воде следующая при 21—22° — 5,4 Л12 на 1 мл по Лаврову [409] при 0° — 3,4 мг на 1 мл по Тристраму [619]. Теорель [605] подчерки- [c.34]

История вопроса. Применение электрофореза для отделения диаминокислот от других компонентов белкового гидролизата было опубликовано еще в 1912 г. (японский патент). Однако использование этого метода как предварительного при количественном определении аргинина, гистидина и лизина было, повидимому, введено только Куном и Дэнюэлем [393] в 1937 г. [c.42]

Основы метода. Все встречающиеся в природе я-аминокис-лоты, за исключением гликоколя, дезаминируются и декарбо-ксилируются при нагревании с водным раствором нингидрина. (трикетогидринденгидрата) (Руэман [559]) в разбавленной кислоте при этом образуются NHa, СО2 и соответствующий низший альдегид. Этой реакцией воспользовались Ван-Сляйк и др. [636, 637, 638] для определения лизина в осадке фосфорновольфрамовой кислоты (см. гл. I) также для определения глютаминовой и аспарагиновой кислот в смесях (см. гл. VI) Виртанен н др. [662, 663] использовали эту реакцию для определения аланина (см. гл. VII). [c.355]

Известен также метод пептидных карт, позволяющий устанавливать незначительные различия в первичной структуре родственных Б. Для этого Б. частично гидролизуют специфич. протеолитич. ферментами (особенно удобен трипсин, разрывающий пептидные связи у карбонильных п)упп остатков лизина и аргинина), затем пептиды каждого Б pa дeляют электрофорезом и распределительной хроматографией При сравнении полученных пептидных карт различных Б оказывается, что все идентичные пептиды располагаются в определенных (одних и тех же) местах, за исключением пептидов, по к-рым Б отличаются друг от друга Этим методом впервые обнаружено, что при замене одного остатка глутаминовой к-ты в молекуле гемоглобина на остаток валина образуется серповидноклеточный гемоглобин, встречающийся при одном из видов анемии. Методом пептидных карт изучают генетич. аспекты эвотюционных изменений Б. и выявляют изменения Б. при различных заболеваниях. [c.121]

Существует четыре метода определения N-концевых аминокислот. Первый из них основан на арилировании полипептида 1-фтор-2,4-динитробензолом (уравнение III.3) с образованием 2,4-динитрофенильного производного N-концевого остатка. Полный гидролиз белка, экстракция ДНФ-аминокис-лоты органическими растворителями и хроматографирование или какое-нибудь другое определение модифицированной аминокислоты позволяют затем установить природу N-концевого остатка. Очевидно, что некоторые другие группы белка, например е-аминогрунпа лизина, также будут реагировать с 1-фтор-2,4-динитробензолом, однако из а-аминогрупп будет моди- [c.86]

Каждый из этих ферментов атакует вполне определенные пептидные связи. Трипсин катализирует гидролиз пептидных связей, карбонильная группа которых принадлежит одной из основных аминокислот, обычно аргинину или лизину. Пепсин и химотрипсин предпочтительно катализируют гидролиз тех пептидных связей, в образовании которых участвуют ароматические аминокислоты, в частности триптофан, тирозин и фенилаланин. Среди протеолитических ферментов наиболее высокой специфичностью обладает трипсин поэтому именно он наиболее подходит для такого рода анализа. Ясно, однако, что при помощи только одного, пусть даже абсолютно специфичного, фермента невозможно определить полную последовательность аминокислот в полипептиде. Если, например, триптическое расщепление полипептида дало пять фрагментов (пептидов), в сумме соответствующих всей цепи, и если даже для каждого из них удалось установить аминокислотную последовательность, то это еще не все требуется узнать, в каком порядке эти пептиды располагались в нативном полипептиде. Чтобы узнать это, необходимо получить другие пептиды, которые перекрывались бы с первыми. Главное преимущество ферментативного гидролиза — специфичность реакции расщепления в отношении природы расщепляемых пептидных связей накладывает в то же время строгое ограничение на применимость этого метода. В идеале желательно было бы, например, иметь возможность расщеплять иногда те пептидные связи, которые в норме трипсином не атакуются, или, наоборот, предохранять от расщепления связи заведомо чувствительные. Недавно были предложены некоторые модификации методики, которые позволяют в какой-то мере решить эту задачу. Так, например, реакция е-аминогруппы лизина с этилтрифтортиоацетатом в слабо щелочном растворе дает блокированный по аминогруппе остаток, пептидная связь которого не атакуется трипсином [c.90]

Разработан ряд химических методов для определения доступного лизина. Наиболее удовлетворительным является метод с использованием фтординитробензола, особенно при исследовании мяса и молочных продуктов. Приемлемые величины можно получить также для растительных белков, если продукты при этом не содержат высокого количества углеводов. [c.8]

Недавно Кальво и др. [556] описали ферментные электроды для определения тирозина, фенилаланина и лизина на магнитную ферментную мембрану этих электродов нанесена декарбоксилаза. Молекулы фермента сшиваются с инертным белком (например, альбумином) с помощью соединения, содержащего два функциональных заместителя (например, глутарового альдегида), а магнитные зерна феррита распределяются по всей структуре мембраны. Этот метод позволяет непосредственно фиксировать пленку на СОг-электроде, имеющем цилиндрический магнит, без помощи удерживающего кольца. Мембрана с активной декарбоксилазой накладывается на внешнюю поверхность газопроницаемой пленки. При погружении электрода в раствор, содержащий соответствующую аминокислоту, контролируется локальная [c.190]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология