Буферные белковая

Изучение набухания желатина. В несколько маленьких пробирок или в цилиндры на 5—10 мл насыпьте по 0,5 Г порошка желатина (смесь белковых веществ животного происхождения) и в каждую прилейте по 3 мл растворов с различными значениями pH, например 2,0 4,7 7,0 10,00 и т. п. (буферные растворы или имеющиеся в лаборатории растворы кислот и щелочей известных концентраций). Желательно, чтобы один из растворов имел pH 4,7 (ацетатный буфер), отвечающий изоэлектрической точке желатина. [c.432]

В живых организмах буферные системы поддерживают постоянство pH в крови и тканях. В процессе обмена в живом организме образуются большие количества кислых продуктов. Так, в организме человека за сутки образуется такое количество различных кислот, которое эквивалентно 20—30 л однонормальной сильной кислоты. Сохранение постоянства реакции внутри организма обеспечивается наличием в нем мощных буферных систем. В организме человека особенно большую роль играют белковый, бикарбонатный и фосфатный буферы. [c.215]

Для высаливания или желатинирования белков целесообразно приводить их в изоэлектрическое состояние. Этого можно достигнуть, поместив белки в буферный раствор со значением pH, равным их изоэлектрической точке. В других случаях, например при электрофоретическом разделении белков, нужно, чтобы они, наоборот, имели достаточный заряд. Для этого белковую смесь помещают в буферные растворы со значением pH, отличающимся от их изоэлектрической точки. [c.188]

Белковая буферная система содержит белки сыворотки крови [c.220]

Благодаря амфотерности даже отдельная белковая молекула обладает буферным действием, т. е. способностью связывать кислоты и щелочи с образованием солей [c.216]

Если в крови каким-либо путем создается избыток ионов Н , последние связываются гидроксильными ионами и приведенные равновесия смещаются вправо, а при избытке ионов ОН — влево. Благодаря этому (а также буферному действию белковых веществ) pH крови здорового человека лишь очень незначительно колеблется около среднего значения 7,35 (если отклонение от него достигает 0,4 единицы pH, то наступает смерть). Несколько меньшее постоянство pH наблюдается при нормальном состоянии организма для желудочного сока (pH 1,5), слюны (pH 7), желчи (pH 8), мочи (pH 6), пота (pH яй 6) и т. д. [c.200]

Белковые смеси анализируют электрофорезом на бумаге. Хроматографическую бумагу пропитывают буферным раствором, поддерживая тем самым необходимое значение pH. Наносят анализируемую смесь и создают электрическое напряжение. По истечении определенного времени (оно зависит от свойств разделяемых белков, носителя и приложенной разности потенциалов) проявляют электрофореграммы химическими и биохимическими методами. [c.216]

Наиболее мощными буферными системами крови являются гемо-глобиновый и оксигемоглобиновый буферы, которые составляют примерно 75% всей буферной емкости крови. Буферные свойства гемоглобина по своему механизму действия идентичны белковым буферным системам кислые продукты обмена веществ взаимодействуют с калиевой солью гемоглобина с образованием эквивалентного количества их калиевых солей и свободного гемоглобина, обладающего свойством слабой органической кислоты. Кроме того, система окси-гемоглобин — гемоглобин участвует в еще одном своеобразном механизме поддержания постоянства pH крови. Как известно, венозная кровь содержит большие количества углекислоты в виде бикарбонатов, а также СО2, связанной с гемоглобином. Через легкие углекислота выделяется в воздух однако сдвига pH крови в щелочную сторону не происходит, так как образующийся оксигемоглобин является более сильной кислотой, чем гемоглобин. В тканях, в артериальной крови под влиянием низкого парциального давления кислорода оксигемоглобин диссоциирует и кислород диффундирует в ткани. Образующийся при этом гемоглобин, однако, не обусловливает изменения pH крови в щелочную сторону, так как в кровь из тканей поступает углекислота. [c.82]

Тизелиусом был сконструирован прибор, принципиальная схема которого изображена на рис. 81. Основная часть прибора состоит из широкой и-образной трубки (<3), нижняя и средняя части которой заполняются исследуемым раствором белков, а верхняя — буферным раствором. В средней части прибора имеется специальное приспособление (2) для смещения отдельных частей трубки на шлифах в горизонтальном направлении. При подготовке прибора, к опыту после заполнения трубки белком верхняя часть ее смещается, и избыток белка может быть удален. После удаления избытка белкового раствора верхняя часть [c.132]

Предположим, что мы имеем белковый раствор, в котором имеются три фракции, различающиеся между собой электрофоретическими скоростями и, и и и", причем электрофоретическая скорость и" имеет наибольшую величину, а и наименьшую. На схеме рис. 82 эти фракции обозначены соответственно черными и белыми кружками. Фракция промежуточной скорости и обозначена наполовину зачерненным кружком. После удаления избытка исходного белка и заполнения верхней части трубки буферным раствором (рис. 82, а) прибор устанавливается в исходное положение (рис. 82, б) и включается электрическое поле. Направление поля таково, что частицы белков, имеющих одинаковый знак заряда, но различную скорость смещения, передвигаются слева направо. При этом частицы, имеющие наибольшую [c.133]

Белковая буферная система имеет меньшее значение для поддержания КОР в плазме крови, чем другие буферные системы. [c.588]

Таким образом, белковый буфер действует аналогично буферным смесям, рассмотренным ранее. [c.81]

Однако белки обладают также свойством амфотерности, так как в состав молекул белка входят некоторые кислые и.основные группировки. Поэтому даже отдельная белковая молекула проявляет буферное действие, связывая кислоты и щелочи с образованием солей [c.81]

Широкое распространение в настоящее время получил так называемый зональный электрофорез — электрофорез на твердом носителе (на бумажных полосах, агаре, крахмале, акриламиде), пропитанном буферным раствором с нужным значением pH. Положение белков на бумаге или геле определяют путем фиксации и последующего окрашивания их тем или иным красителем (обычно бромфеноловым синим, ами-довым черным или кумасси синим). Количество белка в каждой фракции можно ориентировочно определять по интенсивности окраски связанного красителя. Такое определение не дает строго количественного соотношения белковых фракций, так как количество красителя, связываемого различными белками, неодинаково. [c.89]

НЫМ ИХ изоэлектрической точке. В других случаях, например при электрофоретическом разделении белков, нужно, чтобы они, наоборот, имели достаточный заряд. Для этого белковую смесь помещают в буферные растворы со значением pH, отличающимся от их изоэлектрической точки. [c.217]

Различают свободный электрофорез и электрофорез в поддерживающих средах. При свободном электрофорезе изучаемую смесь белков помещают в буферный раствор, контактирующий с электродами. Установка для свободного электрофореза сложна она имеет фотооптическую систему для регистрации результатов разделения белковой смеси. Второй тип электрофореза предусматривает использование поддерживающих сред (специальной хроматографической бумаги, ацетатной целлюлозы, агарового или крахмального геля и т. п.), которые сначала пропитывают буферными растворами, а затем помещают на них исследуемую белковую смесь. Концы бумажных полос, агаровых или крахмальных блоков и т. п. контактируют обычно с буферным раствором, в который погружены электроды, соединенные с источником постоянного электрического тока (рис. 95 [c.218]

Исследуемую белковую смесь растворяют в буферном растворе в объеме 1 мл (по 2—4 мг каждого белка) и вносят в колонку. Нанесение пробы на колонку проводят, как описано на с. 104, увеличив плотность раствора добавлением сахарозы до 0,5 М. [c.107]

Современные методы измельчения тканей обычно сочетают с одновременной экстракцией белков из гомогенатов тканей. Большинство белков тканей хорошо растворимо в 8—10% растворах солей. При экстракции белков широко применяют различные буферные смеси с определенными значениями pH среды, органические растворители, а также неионные детергенты — вещества, разрушающие гидрофобные взаимодействия между белками и липидами и между белковыми молекулами. [c.24]

Белки образуют буферную систему благодаря наличию кислотно-основ-ных групп в молекуле белков белок—Н (кислота, донор протонов) и белок (сопряженное основание, акцептор протонов). Белковая буферная система плазмы крови эффективна в области значений pH 7,2—7,4. [c.588]

Одним из самых важных применений электрофореза является использование его в анализе естественных смесей коллоидов, например белков, полисахаридов и нуклеиновых кислот, а также продуктов, полученных фракционной перегонкой. При электрофорезе между раствором белка и буфером в специальной У-образной трубке, снабженной электродами, образуется резкая граница, за движением которой можно проследить с помощью оптической шлирен-системы (разд. 11.10). Эти опыты обычно проводят при температуре 4° С, т. е. при максимальной плотности воды, так что температурный градиент в электрофоретической кювете, вызванный нагреванием током, сопровождается наименьшим градиентом плотности. Градиенты плотности горизонтально поперек кюветы стремятся вызвать конвекцию. На рис. 20.1 [1] показана электрофоретическая картина плазмы крови человека в буферном растворе (pH 8,6) диэтилбарбитурата натрия с ионной силой 0,10 (после 150 мин при 6,0 В/см и 1°С). Строится график зависимости градиента показателя преломления от расстояния в кювете (горизонтальная ось). Одна картина получена для той части кюветы, в которой белки опускаются вниз, а другая — для той части, где белки поднимаются вверх. Начальные положения границ указаны на рисунке тупыми концами стрелок. Различные виды белков представлены альбумином, аг, аг-, р-, у-глобу-линами и фибриногеном ф. Площадь под определенным пиком почти точно пропорциональна концентрации белка, дающего эту границу. Так, например, процент альбумина может быть получен делением площади пика альбумина на суммарную площадь всех пиков белков. е-Граница в спускающейся части и б-граница в поднимающейся части картины обусловлены не белковыми компонентами, а изменениями концентрации соли, которые возникают в опытах с обычным переносом вблизи начального положения границы. [c.603]

В настоящее время, сочетая методы экстракции буферными растворами, хроматографии на колонках с ДЭАЭ-целлюлозой и диск-электрофореза в полиакриламидном геле, удалось выделить из ткани мозга около 100 различных растворимых белковых фракций. [c.629]

При электрофорезе по методу движущейся границы важно, чтобы буферный ион с меньшей подвижностью имел тот же знак, что и белковый ион. [c.369]

Принцип метода. Компоненты белковой смеси, нанесенные на специальную фильтровальную бумагу, смоченную буферным раствором, мигрируют в электрическом поле в направлении и со скоростью,, зависящими от заряда их молекул. В результате смесь делится на фракции, которые можно выявить специальными методами окрашивания и измерить количественно. [c.46]

Таким образом, в поддержании в организме кислотно-щелочного равновесия участвуют несколько буферных систем, как-то оксигемоглобиновый, белковый, карбонатный и фосфатный, а также ряд органов — легкие, почки, кожа, печень, одной из функций которой является нейтрализация кислых продуктов обмена, и кишечник. [c.100]

Буферные системы крови делятся на плазменные (гидрокарбонатная, фосфатная и белковая) и эритроци-тарные (гемогло иновая, гидрокарбонатная и фосфатная). [c.219]

Если в крови каким-либо путем создается избыток ионов И-, последние связываются гидроксильными иоЕ1ами и приведенные равновесия смещаются вправо, а при избытке иоиов ОН — влево. Благодаря этому (а также буферному действию белковых веществ) pH крови здорового человека лишь незначительно колеблется около среднего значения 7,4, что существенно важно для нормальной деятельности организма, [c.156]

Вытекающий из колонки буферный раствор собирают в пробирки порциями по 1—3 мл. Регистрацию объема элюата, прошедшего через колонку, начинают с момента нанесения образца на колонку. Содержание белка во фракциях определяют спектрофотометрически при 280 нм. Оптическую плотность растворов, содержащих рибонуклеазу, определяют при 230 нм, голубой декстран — при 650 нм, цитохром с — при 412 нм. После окончания анализа колонку промывают несколькими объемами буферного раствора. Строят профиль элюирования отдельных белковых фракций. Для этого вычерчивают график, на горизонтальной оси которого откладывают номера пробирок (фракций) или объем прошедшей через колонку жидкости, а на вертикальной оси — величины оптической плотности фракций. [c.108]

К сорбентам для высокоэффективной эксклюзионной хроматографии белков, ферментов и других биологических объектов предъявляются значительно более жесткие требования по инертности поверхности, чем к сорбентам для разделения синтетических полимеров. Кислые силанольные пруппы силикагеля обладают высокой адсорбционной активностью, проявляют слабые ионообменные свойства и способны денатурировать белковые молекулы. Поэтому поверхность жестких сорбентов очень тщательно модифицируют прививкой монослоев нейтральных гидрофильных органических групп. К таким сорбентам относятся ц-бондагель Е и материалы, содержащие глицерильные группы. Поверхность д-бондагеля Е модифицирована алифатически-ми эфирными группами. Колонки с этим сорбентом можно использовать с любыми растворителями от пентана до буферных растворов в области pH от 2 до 8. Они характеризуются высокой разрешающей способностью, но из-за малого рабочего объема (примерно 1,2 мл на колонку) требуется особо точная подача подвижной фазы. [c.108]

Из органических соединений, помимо давно применяемых водных растворов глицерина, широко используют (особенно для солюбилизации) слабые растворы сахарозы. На растворимость белков при экстракции большое влияние оказывает pH среды, поэтому в белковой химии применяют фосфатные, цитратные, боратные буферные смеси со значениями pH от кислых до слабощелочных, которые способствуют как растворению, так и стабилизации белков. Особенно широкое распространение получили трис-буферные системы, представляющие собой смеси 0,2 М раствора трис-(оксиметил)-аминометана (НОСН,)зСКН, (сокращенно обозначают трис ) с 0,1 М раствором хлороводородной кислоты в разных соотношениях. Для выделения белков сыворотки крови используют способы их осаждения этанолом (см. метод Кона), ацетоном, бутанолом и 1гх комбинации. Почти все органические растворители разрывают белок-липидные связи, способствуя лучшей экстракции белков. [c.24]

Изоэлектрическое фокусирование [42 — 45] в линейном градиенте pH позволяет разделить белки, характеризующиеся различными изоэлектрическими точками. Для создания градиента используют носители с цвнттер-ионными свойствами — алифатические полиаминополикарбоновые кислоты, имеющие М 200 — 700. При движении в градиенте pH суммарный заряд белка постоянно меняется, и в области pH, близких к изоэлектрической точке, становится равным нулю. Соответствующий белок фокусируется , образуя узкую зону. При препаративном фокусировании в колонке стабилизация градиента pH осуществляется с помощью градиента плотности используемого буферного раствора, однако чаще работают с плоскими слоями полиакриламидного или гранулированного геля. Опубликовано краткое сообщение о непрерьтном электрофокусировании без носителя [46]. Эффективность электрофокусирования высока. Так, возможно, например, разделить белки, различающиеся по ИЭТ лишь на 0,01 единицы pH. При разделении сыворотки образуется более 40 белковых полос. [c.351]

При изотахофорезе (iso — равный, ta ho — скорость) [47, 48], также обладающем высокой разрешающей способностью, разделяемую белковую смесь вводят в специальный электролит, содержащий ионы с более высокой подвижностью (лидирующие) и ионы с меньшей подвижностью (терминирующие), чем подвижность ионов белка при равных скоростях перемещения. При добавлении специфических промежуточных ионов, поддерживающих интервал , разделяются белки с очень близкими подвижностями. Препаративное разделение белков проводят большей частью в колонках с полиакриламидным гелем при применении амфолитов в качестве буферных и поддерживающих интервал веществ, причем разделенные компонент- элюируются из колонки с помощью подходящей системы. [c.351]

Одной из важных проблем при этих операциях приготовления смесей, перемещения и перемешивания является образование пены этими белковыми растворами. Пена снижает степень использования буферных баков. Было предложено несколько технических решений для преодоления этой трудности водный аэрозоль в баке (разрушение намачиванием), ультразвук (механическая дестабилизация), противопенные добавки. Однако использование этих последних требует осторожности. Действительно, по своей природе (силиконы, высшие спирты, растительные масла и пр.) они могут на последних этапах связываться с белками и находиться в изоляте в концентрированном виде. [c.436]

Кислоту можно добавлять непрерывно с помощью инжектора в трубопровод с движущимся белковым экстрактом, но регулирование pH возможно лишь в буферном баке вследствие инерции удерживания pH, чаще всего в течение минуты. Преимущество буферного бака еще и в том, что он обеспечивает определенное созревание осадка. Осажденные агрегаты в основном хрупкие, легкораспадающиеся, и поэтому необходимо находить компромисс между эффективностью перемешивания для гомогенизации смеси и для разрыва слоев, обволакивающих элементарные частицы, с тем чтобы они соединялись, и сохранением целостности [c.436]

Одним из наиболее распространенных методов фракционирования белков (как и методов оценки гомогенности) является диск-электрофорез (от англ. dis ontinuous-прерывистый, перемежающийся) в полиакриламидном геле, при котором используют пары буферных растворов с различными значениями pH и разной степени пористости гель. Следует отметить высокую разрешающую способность гель-электрофореза. Если при электрофорезе белков сыворотки крови человека на бумаге открываются всего 6 фракций, то при электрофорезе в крахмальном геле-10, а в полиакриламидном геле-до 18 разных белковых фракций. [c.31]

Установлено, что состоянию нормы соответствует определенный диапазон колебаний pH крови —от 7,37 до 7,44 со средней величиной 7,40 . Кровь представляет собой взвесь клеток в жидкой среде, поэтому ее кислотноосновное равновесие поддерживается совместным участием буферных систем плазмы и клеток крови. Важнейшими буферными системами крови являются бикарбонатная, фосфатная, белковая и наиболее мощная гемогло-биновая. [c.586]

Несмотря на высокую степень механизации производства продуктов крови, биохимические, коллоидно-химические и химические процессы в этом производстве плохо изучены. Многие из них, как например характер коагуляции, не вполне изучены вообще, но многое из вполне бесспорного в биохимии и коллоидной химии могло бы быть перенесено в производство и послужить рациональному ведению процесса. Сюда относятся управление коагуляцией фибриногена, замедление ее путем введения инактиваторов и смещения pH с оптимальной для данного случая точки, т. е. с pH = 7,2, прн котором фибрин находится в изоэлектрическом состоянии. При промывании фибрина необходимо учитывать значение изоэлектрического состояния и пользоваться водой соответствующего pH, т. е. также равным 7,2. Процессы рафинирования альбумина совершенно неясны. Весьма вероятно, что при этом коагулирует остаточный фибрин. При рафинировании применяются дорогостоящие лимонная и уксусная кислоты, тогда как с успехом можно применять минеральные кислоты, так как белковые вещества обладают сильными буферными свойствами. Кроме того важен не род кислоты, а pH раствора. Для нас, потребителей продуктов крови как сырья для пластических масс, рафинирование скорее приносит ущерб, ухудшает продукты в силу длительного. воздействия ферментов (протеаз) при благоприятном pH кислого рафинирования. Последующая за рафинированием нейтрализация не только не может улучшить положение, а наоборот, может создать благоприятнее условия для действия пептидаз. Таким образом ряд важных вопросов кровепереработ.<и ждет исследования и не может нас не касаться перед нами ряд задач, которые мы должны решать с точки зрения получения пластических масс. Интересным является вопрос возможности применения для выработки пластических масс фибрина, так как последний легко может быть отмыт от примесей, доведен до белого цвета и при получении пластических масс может быть окрашен в любой цвет. [c.196]

При так называемом свободном электрофорезе (электрофорезе с подвижной Границей), разработанном Тизелиусом, скорость и направление миграции разных белковых компонентов под влиянием электрического поля в 1]-образном сосуде, содержащем буферный раствор, целиком обусловлены зарядом их молекул. Скорость миграции частицы в электрическом поле определяется как расстояние, пройденное ею в единицу времени на единицу градиента напряжения. Следовательно, каждый из компонентов смеси белков можно выделить и охаратеризовать его скорость миграции. [c.9]

Число фракций, на которые разделяется исходный белок при зональном электрофорезе, можно увеличить не только с помощью специальных методов окрашивания. Простая замена буферного раствора или поддерживающей среды дает тот же эффект. Например, при электрофорезе сыворотки на бумаге в буферном растворе трис-ЭДТА получается не пять, а девять белковых фракций [1 ]. Еще лучшее разделение можно получить в поддерживающей среде, которая обладает эффектом молекулярного сита, например в крахмальном или полиакриламидном гелях. Малые размеры пор этих гелей задерживают миграцию высокомолекулярных белков, так как трение при этом увеличивается настолько, что даже большой электростатический заряд их молекул не может компенсировать замедляющего действия поддерживающей среды. Однако в других поддерживающих средах величина белковой молекулы мало влияет на скорость миграции, поскольку эффект увеличения трения обычно компенсируется ее большим электростатическим зарядом. [c.11]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология