Константа ферментов

Специфичность функциональных мицелл, состоящих из нуклеофильного ПАВ, так же как и фермента, определяется гидрофобным взаимодействием между субстратной группой К и катализатором. Это следует из данных на рис. 29, где отложена зависимость относительных значений константы скорости второго порядка ацилирования того и другого катализатора от гидрофобности группы К в молекуле сложного эфира. В качестве показателя гидрофобности приняты значения парциальных коэффициентов распределения группы Я между водой и октанолом (см. раздел Экстракционная модель в гл. I, а также рис. 25). Из наблюдаемых в опыте линейных зависимостей следует, что для того и другого катализатора справедливо утверждение чем гидрофобнее субстрат, тем быстрее протекает химическая реакция. [c.120]

Кроме того, за счет много-стадийности ферментативного процесса при одних температурах одна стадия может лимитировать скорость ферментативной реакции, а при других температурах— другая стадия. Поэтому температурные зависимости равновесной константы фермента- [c.186]

Следовательно, построив зависимость aji от l/[So], можно определить константу диссоциации фермент-субстратного комплекса Ks- [c.86]

Однако чаще всего константы скорости образования комплексов субстратов или различных эффекторов с активными центрами ферментов несколько ниже диффузионного предела ( 10 —10 М -с- ) см. гл. VII. Это может быть связано с тем, что лиганд при комплексообразовании с активным центром встречает стерические затруднения со стороны рядом расположенных полипептидных цепей белка. С таким [c.29]

Этот фермент действует весьма избирательно по отношению к структуре молекулы субстрата. В то время как константы скоростей щелочного гидролиза метиловых эфиров уксусной кислоты и Ы-ацетил-1-фенилаланина различаются весьма слабо (не более чем на порядок), ферментативный гидролиз аминокислотного субстрата протекает по крайней мере в 10 раз быстрее (см. табл. 24). [c.127]

С другой стороны, константа диссоциации фермент-субстратного комплекса Ks сохраняет постоянное значение при кислых и нейтральных значениях pH, но с дальнейшим увеличением pH она возрастает [13, 46]. Последнее объясняют тем, что правильная стереохимическая конформация активного центра обусловлена взаимодействием ионной пары (Asp-194)—СОО . .. " NHa — (11е-16), находящейся внутри ферментной глобулы (См. рис. 31). В результате депротонизации а-аминогруппы Пе-16 (с рКа — 8,5—9) происходит разрушение солевого мостика , что приводит к потере ферментом сорбционной способности. Это представление согласуется с данными рентгеновского анализа структуры кристаллического химотрипсина [17], однако ван<ность именно а-аминогруппы Пе-16 для катализа поставлена под сомнение в ряде работ ]47, 48]< [c.132]

AS и AG и тем самым изменяет константу скорости и скорость реакции. Обычно катализатор существенно снижает энергию активации процесса. Так, в реакции разложения Н2О2 в присутствии катализатора фермента каталазы энергия активации понижается от 72 до 4—8 кДж моль . Это соответствует увеличению константы скорости реакции в 10 раз при постоянстве предэкспоненциального множителя. [c.619]

Удивительное свойство бифенильного модельного соединения состоит в том, что в растворе оно существует в двух медленно взаимоиревращающихся формах, в которых эфирная группа занимает либо внешнее (экваториальное), либо внутреннее (аксиальное) положение относительно бифенильной системы. а-Химотрипсин проявляет суи ествепиую специфичность к 5,5экв-конформеру, тогда как остальные конформеры существенно инертнее к ферменту. Скорость гидролиза и константа Михаэлиса для активного кон-формера фактически идентичны аналогичным величинам соответствующего нормального субстрата — метилового эфира М-бензоил-фенилаланина. [c.235]

Рис. 36. Константы" ассоциации Кь М"1, замещенных бензолов с активным центром фермента и их зависимость от коэффициентов распределения Р этих соединений в системе вода — октанол [83, 84]

Рис. 37. Константы сорбции АГь М , алифатических спиртов на активном центре фермента и их зависимость от коэффициентов распределения Р в системе вода — октанол [85, 83]

Интересная работа [110] также свидетельствует в пользу участия карбанионов типа (134) в тиаминдифосфат-зависимых ферментативных реакциях. Авторы показали, что тиазолон (138), который можно рассматривать в качестве аналога переходного состояния карбаниона (134) [111], очень прочно связывается с пируват-оксидазным ферментным комплексом. При этом константа диссоциации фермент-ингибиторного комплекса по крайней мере в 10 раз меньше соответствующей константы фермент-субстратного комплекса в тех же условиях. Это наблюдение свидетельствует в пользу того, что енаминная форма карбаниона (134) действительно участвует в ферментативной реакции. [c.634]

Присоединение химических групп может изменять целый ряд свойств белка устойчивость к протеолизу (следовательно, полупериод л изни), сродство к разным структурам клетки (компартментализацию), функциональную актршность (например, кинетические константы ферментов). Ряд белков может подвергаться сразу нескольким типам модификации. Гистоны, например, могут фосфорилироваться, метилироваться и ацетили-роваться. Не исключено, что изменение функционального состояния гистона в хроматине достигается в результате протекания нескольких разных реакций химической модификации белка. [c.41]

Очень большая константа скорости, наблюдаемая для этой обратимой реакции, находится в соответствии с представлением о том, что скорость реакции лимитируется диффузией. 1[])Н этом каждое столкновение иона фумаровой кислоты с активным участком фермента приводит к реакции. То же самое, ио-видимому, справедливо для реакции соединения N0 с желе.юм гемоглобина и Н2О2 с пероксида. юй дрожжей. [c.561]

Эти величины являются сложными, включающими Км, кз и ряд других констант уравнения Михаэлиса, и не могут быть использованы для получения индивидуальных констант. В тех случаях, в которых были получены индивидуальные константы [109], величины Ез оказались низкими и по порядку величины равными 5 —15 ккал/молъ. Интересно отметить, что хотя ферменты, выделенные из разных биологических объектов, могут отличаться по своей активности, однако температурная зависимость констант скоростей дает одинаковую для всех случаев энергию активации [110]. [c.564]

Зависимость констант Михаэлиса кз и Км от pH мон ет быть весьма сло кной. Поэтому для исследования зависимости от pH србды требуется использование буферных растворов. При этом нередко оказывается, что между компонентами буферного раствора (особенно НРО ") и ферментом имеется определенное взаимодействие. Кроме того, влияние на активность белка и активность субстрата также оказывает ионная сила раствора, что еще в большей стенени усложняет интерпретацию процесса в буферном растворе. Этот факт не всегда принимался во внимание. Во всех уравнениях, применявшихся в этом разделе, концентрации должны быть заменены на активности. Когда концентрация субстрата меняется в широком диапазоне, то поправка на активность может быть весьма существенной. Например, изучение скорости реакции уреаза — мочевина в диапазоне концентрации мочевины от 0,0003 до 2,0 М показало, что при высоких концентрациях мочевины скорость реакции надает [112]. Это может быть связано с изменением активности, а не механизма реакции. [c.564]

Все эти предварительные замечания в равной степени относятся к исследованию влияния высокого давления на константы скорости реакций ферментов [114] и белков] [115]. Величины и АУм, которые могут быть получены из зависимости констант скорости от давления, нельзя интерпретировать только с точки зрения изменения объема фермента или белка без тщательной оценки других параметров системы и их изменения с давлением. Ионизация различных групп, например, обычно сопровождается уменьшением парциального молярного объема за счет электрострикции растворителя. Влияние давления на ионизацию может в значительной степени. чатруднить изучение других процессов, связанных с влиянием давления на константу скорости. [c.565]

Примечание. 6 — концентрация микроорганизмов с, — концентрации органических веществ —концентрация ферментов V, -огехиометрические (экономические) коэффициенты (коэффициенты урожайности) а, к, К, К,, s. р — константы. [c.154]

В настоящее время метод остановленной струи широко приме-ляется для решения многих задач химической кинетики установление механизмов химической реакции, определение стадий, лимитирующих протекание реакции обнаружение промежуточных комплексов, определение кинетики ферментативных реакций, установление числа и концентрации активных центров фермента, изучение быстрых конформационны5( переходов в белках и нуклеиновых кислотах. Метод требует быстрой регистрации это единственное существенное ограничение его применимости. Особое внимание при применении метода остановленной струи необходимо уделять тер-мостатированию, так как разница в температурах в кювете наблюдения и растворе смеси реагентов может привести к большим оптическим ошибкам, затрудняющим установление механизма наблюдаемой реакции. Точность определения констант скоростей данным методом примерно такая, как и при обычных спектрофотометрических измерениях кинетики химических реакций. [c.28]

Константы равновесия в том и другом случае отличаются незначительно (в 2—4 раза). В то же время при переходе от профлавина к родамину 6Q процесс комплексообразования красителя с активным центром замедляется почти в 10 paat Структуры молекул этих лигандов различаются в основном лишь тем, что молекула родамина 6Q содержит дополнительное бензольное кольцо. Как показало изучение температурной зависимости кинетики комплексообразования, энергия активации этого процесса порядка 17 ккал/моль (71,4 кДж/моль). С другой, стороны, известна, что энергия активации процессов, контролируемых диффузией, не превышает, как правило, 5 ккал/моль (21 кДж/моль) [62, 63]. Поэтому следует заключить, что образование комплекса химотрипсина с более объемной молекулой родамина 6G возможно лишь в результате конформационных изменений в молекуле фермента. Такой механизм (1.8) комплексообразования органических молекул с белками, по-видимому, весьма распространен. [c.31]

Чрезвычайно высокая чувствительность флуоресцентного метода позволяет применять его для изучения свойств самих ферментов и их. комплексов с субстрато м и кофермбнтом. При змерении, например, констант диссоциации и констант Михаэлиса для комплексов фермент — субстрат или фермент — кофермент спектрофото-метрйя и другие методы оказываются часто недостаточно чувствительными. Когда субстрат флуоресцирует, можно определять кои-станты Михаэлиса на несколько порядков меньше, чем спектрофотометрическим методом. [c.84]

Рассмотрим определение константы диссоциации фермент-суб-стратного комплекса флуоресцентным методом. Взаимодействие фермента с субстратом описывается общей схемой [c.85]

Для проведения измерения готовят раствор субстрата и фермента (в качестве субстрата используют 1-диметиламиноиафта-линсульфонил-пептид в качестве фермента — пепсин) в 0,1 М формиатном буферном растворе (pH 3,1). Концентрации субстрата (моль/л) 0,02-10-3 0,06-10- 0,Ы0- 0,15-10- 0 2-10-з. Концентрация фермента постоянна 7,14-10 моль/л. Измеряют флуоресценцию образовавшегося фермент-субстратного комплекса (А-воаб = 285 нм, >ифл = 500 нм) в каждом из растворов и строят график зависимости aji от l/[So]. По тангенсу угла наклона определяют константу диссоциации комплекса /(,. [c.86]

Основываясь на своих собственных исследованиях модельных соединений, Бреслоу предложил второй механизм гидролиза пептидов карбоксипептидазой А, не включающий образования ацил-ферментного промежуточного соединения [221, 222]. По существу, в гидролизе пептидной связи участвуют ион цинка, карбоксильный ион и гидроксильная группа тирозина. 2п(П) ио-прежнему играет роль кислоты Льюиса, координируя карбонильный кислород, а карбоксильная группа действует скорее как общее основание. Это мож но утверждать, поскольку в присутствии СН3ОН (вместо воды) метанолиз пептидного субстрата не наблюдался из-за неблагоприятной константы равновесия. Таким образом, фермент не может включать метанол в переходное состояние (в реакции, катализируемой в обоих направлениях) ни в случае эфирных, ни в случае пептидных субстратов. Это означает, что для протекания гидролиза необходимо удаление в переходном состоянии обоих протонов молекулы воды. [c.348]

Де l max - предельное значение V, Км - константа Михаолиса, характеризующая сродство субстрата к ферменту. [c.291]

Следует учитывать, что кп - сложная константа, поскольку взаимодействие ингибитора с ферментом протекает в несколько стадий. При определении необратимььх ингибиторов, д,1я которых (/] < Е, обычно используют линейную зависимость V IV, от [/ . [c.291]

Сорбцию лиганда Ь на ферменте Е (константа равновесия (ассоц) [c.24]

Из всего изложенного следует, что даже столь грубая оценка величины АОвнутр позволяет прийти к выводу, что силы взаимодействия между поверхностным слоем ферментной глобулы и органическими молекулами или ионами вполне могут перекрыть (особенно при многоточечном взаимодействии фермент—лиганд) энтропийные потери, обусловленные необходимым сближением комплексующих агентов (ДСсближ)- Эксперимент подтверждает это представление, поскольку комплексообразование низкомолекулярных лигандов с белками характеризуется весьма высокими значениями констант ассоциации порядка 10 —10 л/моль [30] (см. гл. VH), что соответствует величине АОассоц. равной примерно — (3 — 7) ккал/моль или — —(12,6—29,4) кДж/моль. [c.29]

Несмотря на указанные. ограничения (которые на скорость диффузии лиганда к сорбционному центру накладывает стерические затруднения со стороны отдельных фрагментов поверхностного ело белковой глобулы), константы скорости для истинных субстратов все же остаются, как правило, большими, если сравнивать их со скоростями обычных (н ерментативных) химических процессов второго порядка (см., например, табл. 2). С другой стороны, в силу высокой эффективности ферментативного катализа (и, следовательно, в силу огромных скоростей химических превращений, идущих на активных центрах ферментов) сорбция субстрата на ферменте в ряде случаев может лимитировать валовую скорость катализируемой (еакции [641 (см. гл. VII). [c.31]

При сравнении с неферментативными комплексами значения k—i оказываются, как правило, меньше аналогичных констант скоростей. Причину этого следует искать как в рассмотренных стерических затруднениях, ограничивающих скорость диффузии в поверхностном слое белковой глобулы так и в высокой прочности многоточечных (хелатных) комплексов с участием ферментов (/fa oq раздел Прочность комплексов фермент — лиганд этой главы). Так, из табл. 5 видно, что даже молекула воды обменивается между раствором и координационной сферой Мп бйстрее в случай свободного иона, чем встроенного в активный центр пируваткиназы [65]. [c.31]

Зависимость скоростей реакций, катализируемых химотрипсином, от pH обнаруживает оптимум при pH 8. [42]. Механизм зависимости химотрипсино-. вого катализа от pH заключается в следующем [6—9, 13, 43, 44]. Эффективные константы скоростей химических стадий ферментативной реакции 2 и сохраняют постоянное значение при щелочных и нейтральных значениях pH, но при дальнейшем понижении pH они уменьшаются. Сигмоидальный характер этих зависимостей указывает на участие в катализе ионогенной группы фермента с рЛГа7. Многие годы полагали, что этой группой является имидазольный фрагмент His-57, однако позднее она была идентифицирована как карбоксил Asp-102 [45]. Ее протонизация разрушает водородные связи в составном нуклеофиле (рис. 32), что приводит к потере ферментом каталитической способности. [c.132]

Доминантную роль в нековалентном связывании субстрата на ферменте играет сорбционное взаимодействие с белком боковой группы К (табл. 28). Из таблицы видно, что введение углеводородной группы СбНзСНг— как в молекулу метилацетата (при переходе к метилгидро-циннамату), так и в молекулу метилацетурата (при переходе к М-аце-тил-L-фeнилaлaнинaтy) обуславливает увеличение константы сорбции К7, М ) примерно на 2 порядка. С другой стороны, наличие в молекуле субстрата достаточно объемной углеводородной группы К приводит также и к ускорению на несколько порядков химических стадий ферментативной реакции. [c.134]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология