Константа взаимодействия фермент субстрат

Методы кинетическою расщепления основываются на том, что реакции энантиомеров с хиральными (оптически активными) реагентами протекают с различными скоростями отношение скоростей отражает различие в энергиях активации диастереомерных переходных состояний [16]. При взаимодействии ферментов с рацемическими субстратами реакции часто протекают с полной стереоспецифичпостью, т. е. отношение констант скоростей составляет не менее 10. [c.291]

Спектроскопия ЯМР широко и успешно применяется для исследования равновесных химических превращений и обменных процессов, при которых периодически меняется строение, а значит, электронное окружение магнитных ядер и спин-спиновое взаимодействие ядер, т. е. химические сдвиги б и константы /. К таким процессам относятся как внутримолекулярные превращения (заторможенное внутреннее вращение, инверсия пирамидальной системы связей у азота, инверсия циклов, таутомерия и т. д.), так и межмо-лекулярные обменные и другие равновесные химические реакции (протонный обмен в водных растворах карбоновых кислот, аммиака, лигандный обмен, рекомбинация ионов, биохимические взаимодействия фермент — субстрат и т. д.). [c.40]

Если мы выберем модель одноточечного связывающего взаимодействия, различие в константах связывания двух энантиомеров с хиральным связывающим центром можно рассматривать как следствие того, что это взаимодействие заставляет один из энантиомеров принимать невыгодную для него конформацию. К этому же объяснению часто прибегают при рассмотрении взаимодействий фермент—субстрат для объяснения субстратной специфичности последнего. [c.74]

Исходя из детального кинетического анализа деградации полимеров при определенных механизмах реакции значения констант скоростей могут достигать предела при длине субстрата, значительно превышающей протяженность активного центра. Таким образом, в зависимости от характера взаимодействия полимерного субстрата с ферментом и способа расщепления субстрата, излом на кривой зависимости log/г [c.49]

В том случае, когда гликозил-фермент образуется с расщеплением связи С —ОН субстрата и в дальнейшем происходит перенос гликозильного остатка на акцептор Sy, общую реакцию можно рассматривать как конденсацию (частный случай трансгликозилирования, где z = x). Индексация констант связывания К х, ji) или К (у, /2) указывает на взаимодействие с ферментом субстрата со степенью полимеризации х или у так, что восстанавливающий конец субстрата приходит в контакт с сайтом ji или /2 соответственно. [c.110]

Рассмотрим определение константы диссоциации фермент-субстратного комплекса флуоресцентным методом. Взаимодействие фермента с субстратом описывается общей схемой [c.178]

Белки — переносчики всех типов, напоминают связанные с мембранами ферменты, а процесс облегченной диффузии — ферментативную реакцию по ряду свойств 1) транспортные белки обладают высокой специфичностью и имеют участки (сайты) связывания для транспортируемой молекулы (по аналогии — субстрата) 2) когда все участки связывания заняты (т. е. белок насыщен), скорость транспорта достигает максимального значения, обозначаемого (рис. 22.7) 3) белок-переносчик имеет характерную для него константу связывания Ky , равную концентрации транспортируемого вещества, при которой скорость транспорта составляет половину ее максимальной величины (аналогично для системы фермент—субстрат), транспортные белки чувствительны к изменению значения pH среды 4) они ингибируются конкурентными или неконкурентными ингибиторами. Однако в отличие от ферментной реакции молекула транспортируемого вещества не претерпевает ковалентного превращения при взаимодействии с транспортным белком (рис. 22.7), [c.310]

Таким образом, для определения бимолекулярной константы скорости необратимого взаимодействия фермента с ингибитором необходимо в стандартных условиях определить активность фермента (скорость ферментативной реакции) в отсутствие ингибитора (оо). Далее нужно к раствору фермента (в той же концентрации) прибавить ингибитор в концентрации [I]. Величина [I] может быть выбрана на основании предварительного определения концентрации ингибитора, при которой активность фермента подавляется полностью (при завершении реакции). При измерении берется в 20—100 раз ббльшая концентрация [I]. Для определения величин необходимо через различные промежутки времени прекратить (или существенно замедлить) взаимодействие фермента с ингибитором и определить остаточную активность фермента в тех же условиях, при которых была определена Vo. Расчет констант производится по уравнению (УП1.28). Основную трудность в этом методе представляет прекращение реакции фермента с ингибитором (в особенности неконкурентным) в нужный момент времени. Наиболее простой способ — проведение реакции ингибирования при достаточно высокой концентрации реагирующих веществ с последующим сильным разбавлением раствора перед введением в систему субстрата и измерением скорости ферментативной реакции. Например, если исходная концентрации фермента (и, соответственно, ингибитора) в 30—40 раз выше, чем необходимо для последующего измерения активности фермента, то разбавление системы в 30—40 раз приведет к снижению скорости взаимодействия фермента с ингибитором в 900—1200 раз. Тогда при достаточно быстром измерении начальной скорости каталитического превращения субстрата скоростью последующего ингибирования можно пренебречь. [c.116]

Несколько проще обстоит дело с конкурентными ингибиторами, когда прекращение взаимодействия фермента с ингибитором может быть Достигнуто внесением субстрата в необходимой концентрации и одновременным разбавлением реакционной смеси. Однако и в этом случае успех зависит от соотношения между константой скорости [c.116]

Сущность этого метода состоит в следующем. В систему, содержащую фермент и субстрат, вводят ингибитор в концентрации, существенно превышающей концентрации фермента, и измеряют кинетику ферментативной реакции по скорости превращения субстрата или образования продукта. При этом наиболее удобны методы измерения ферментативной кинетики, основанные не на отборе проб по времени и их анализе, а такие, которые позволяют непрерывное измерение скорости процесса в реагирующей системе (например, спектрофотометрические, потенциометрические и т. п. методы). При этом целесообразны такие условия эксперимента, когда реакция в отсутствие ингибитора имеет нулевой порядок. Тогда в отсутствие ингибитора ход ферментативной реакции выражается прямой (рис. 27, 1), тангенс угла наклона которой представляет скорость (и) процесса. Если в момент времени и в систему введен ингибитор, то скорость ферментативной реакции постепенно будет падать, причем для бимолекулярной реакции с избытком ингибитора это падение выражается экспоненциальной кривой (рис. 27, 2). Скорость ферментативной реакции (у / ) в присутствии ингибитора для любого момента времени (принимая и за нуль) может быть найдена как тангенс наклона касательной к кривой 2 = = tg 02. Расчет константы скорости взаимодействия фермента с ингибитором может быть проведен по уравнению [c.117]

Уравнения (У1П.31) и (УП1.28) вполне идентичны, откуда следует, что между кажущейся (измеряемой) константой ингибирования фермента й присутствии субстрата и истинной бимолекулярной константой скорости взаимодействию необратимого ингибитора с ферментом должно быть соотношение [c.118]

Лишь для нескольких отдельных ферментных реакций было возможно определить величины констант, входящих в Км- Наименьшей по величине, лимитирующей, была константа Кз, как предполагалось теорией. Однако для многих случаев Кз не была лимитирующей, и поэтому оказалось невозможным принимать величину Км за постоянную диссоциации комплекса фермент—субстрат. Несомненно одно — константа Михаэлиса — это величина, хорошо характеризующая действие фермента. Она связана с комплексным, но подчас очень различным взаимодействием между Е и 5. [c.53]

Как видно из табл. 6, наиболее высокий коэффициент корреляции наблюдается для зависимости 6, учитывающей все промежуточные константы скорости. Эту корреляцию можно объяснить следующим образом. Обычно /с рассчитывается но начальному участку падения активности фермента во времени, т. е. = dAi/dt)t о- Можно показать, что для схемы III при достаточно большом времени взаимодействия с субстратом начальная скорость падения активности фермента при времени ингибирования i-> О будет [c.336]

Специфичность функциональных мицелл, состоящих из нуклеофильного ПАВ, так же как и фермента, определяется гидрофобным взаимодействием между субстратной группой К и катализатором. Это следует из данных на рис. 29, где отложена зависимость относительных значений константы скорости второго порядка ацилирования того и другого катализатора от гидрофобности группы К в молекуле сложного эфира. В качестве показателя гидрофобности приняты значения парциальных коэффициентов распределения группы Я между водой и октанолом (см. раздел Экстракционная модель в гл. I, а также рис. 25). Из наблюдаемых в опыте линейных зависимостей следует, что для того и другого катализатора справедливо утверждение чем гидрофобнее субстрат, тем быстрее протекает химическая реакция. [c.120]

Если альдегидоксидазу инкубировать с субстратом, то обе молекулы ФАД восстанавливаются. Ксантин не является субстратом для альдегидоксидазы, а пурин окисляется до 8-оксипурина, а не до мочевой кислоты, как в реакции, катализируемой ксантиноксидазой. Эти различия показывают, что основной фактор, опре деляющий направление ферментативного окисления пурина и его производных,— это окружение центра, связывающего субстрат, а не электронная структура самого субстрата [64]. Одинаковые константы ингибирования Кц для конкурентного ингибирования взаимодействия фермента с альдегидными и Ы-гетероциклическими субстратами широким рядом игибиторов является убедительным аргументом в пользу предположения, что субстраты этих двух типов связываются одними и теми же связывающими центрами фермента. Поскольку имеется много данных о связывании восстановительных субстратов с молибденом ксантиноксидазы, представляется весьма вероятным, что этот же центр связывает субстраты в альдегидок-сидазе. Поразительное сходство сигналов ЭПР ингибированной ксантиноксидазы и альдегидоксидазы подтверждает этот вывод [60, 65]. [c.286]

Обращает на себя внимание огромное различие в константах и скорости прямой и обратной реакции первой стадии процесса. Силы, действующие при образовании соединений фермент — субстрат, неодинаковы во всех случаях. Возникновение ковалентных связей между ферментом и субстратом, казавшееся некоторым исследователям маловероятным, несомненно, имеет место для значительного числа ферментов (например, трансфераз). Большую роль играют различные мостики солевые, получающиеся за счет чисто электростатических сил, и водородные, возникающие при образовании водородных связей. Взаимодействие белковых цепей друг с другом, силы притяжения между цепями дезоксирибонуклеиновой кислоты, обусловленные связями этого типа, иллюстрируют их значение в биохимии. Механизм действия протеолитических ферментов на их субстраты пептидной природы, вероятно, основан на возникновении водородных связей. [c.123]

Если к 1 > к2, то на первой стадии ферментативной реакции с течением времени устанавливается равновесие (квазиравновесный режим протекания реакции), и в выражение для скорости ферментативной реакции входит уже не константа Михаэлиса, а субстратная константа К , характеризующая взаимодействие фермента с субстратом в равновесных условиях [c.105]

В случае фермента химотрипсина в качестве конкурентных ингибиторов часто выступают оптические антиподы асимметрических субстратов. Разница между оптическими изомерами подразумевает взаимодействие между ферментом и субстратом в трех точках, как это изображено схематически на рис. 123, на котором группы Р и р субстрата присоединены к поверхности молекулы фермента группами А и В, а па чувствительную связь К воздействует группа С. В случае оптического антипода субстрата взаимодействующие группы Р и Q точно так же могут быть соединены с группами А и В, однако группа В теперь слишком далеко удалена от воздействующей на нее функциональной группы С. Согласно этой модели, можно было ожидать, что константы диссоциации комплексов фермент-субстрат и фермент-ингибитор почти одинаковы. Поскольку экспериментально доказано, что константы диссоциации многих комплексов фермент-ингибитор соответствуют значениям субстрата, в этом случае можно [c.326]

В большинстве реакций в организме участвует не один, а два субстрата, например А + В + В. Взаимодействие фермента с каждым из субстратов характеризуется собственной константой К . Ее определяют по зависимости скорости реакции от концентрации данного субстрата при постоянной (обычно насыщающей) концентрации второго субстрата. [c.83]

Недавно показано [7], что щелочная фосфатаза сыворотки крови гидролизует замещенные в ядре фенилфосфаты. При этом образование комплекса энзим-субстрат облегчается введением в бензольное кольцо электроноакцепториых заместителей. Константа взаимодействия фермента с субстратом следует уравнению Гаммета с отрицательным значением р, что свидетельствует об электронодонорном характере щелочной фосфатазы. [c.365]

Активация фосфодиэстеразы при действии комплекса Са +—КМ сопровождается увеличением величины Vmax от 3 до 50 раз и уменьшением эффективной константы сродства фермента к субстрату не более чем в 5 раз в зависимости от способа очистки и времени хранения фермента. Индуцированную комплексом активность фосфодиэстеразы ингибирует большое число различных по своей химической структуре соединений, известных под общим названием антагонисты кальмодулина (АКМ). К ним, в частности, относятся лекарственные препараты, широко применяемые в медицине. при лечении шизофрении, бронхиальной астмы, злокачественных опухолей и других заболеваний. Взаимодействие антагонистов кальмодулина возможно не только с каль-модулином, но и с фосфодиэстеразой, однако последний эффект обычно не учитывают, так как он появляется при значительно более высоких концентрациях антагонистов, чем первый. Действие этих веществ можно представить следующей упрощенной схемой [c.379]

Изменения активности некоторых белков коррелируются, как правило, с изменениями ряда физических свойств. Так, изменение формы белковой молекулы можно установить по изменению некоторых гидродинамических характеристик (например, коэффициента трения, инкремента вязкости), по изменению светорассеяния, поверхностных свойств, диффузии через полупроницаемые мембраны и скорости седиментации [90]. Изменения термодинамических свойств (энтальпии и энтропии), объема, растворимости, оптического вращения, поглощения в инфракрасной области, дифракции электронов, а также некоторые другие характеристики, приведенные Каузманом [90], используются для Оцейки изменений формы белковых молекул. Большинство этих измерений было проведено па макромолекулах неизвестной структуры, для которых не была установлена последовательность аминокислотных остатков. В настоящее время благодаря усовершенствованию методов деградации белков, аналитического определения Концевых групп, методов разделения и идентификации отдельных фрагментов можно успешно изучать белки с молекулярным весом порядка 20 ООО. Хотя эта работа еще не достигла молекулярного уровня, тем не менее она дает возможность лучше использовать значения физических констант белковой молекулы известной структуры для объяснения механизма взаимодействия фермента с субстратом. Структура такого белка, как фиброин (белковое вещество натурального шелка), в настоящее время хорошо изучена благодаря сравнению рентгенограммы и ИК-спектров нативного волокна с рентгенограммами [35, 38, 108, 140] и ИК-спектрами [168] небольших фрагментов белка известной структуры, полученных при деградации, а также синтетитегаихпмшнептидо [c.386]

При этом необходимо помнить, что константы КтзЦ, и Кт (г) характеризуют взаимодействие субстратов не со свободным ферментом, а с соответствующим бинарным комплексом. В некоторых случаях, правда, можно принять, что реакционноспособность субстрата в отношении свободного фермента близка к реакционной способности в отношении бинарного комплекса (т. е. что субстраты взаимодействуют независимо). Помимо того, нужно иметь в виду, что уравнение (УП.б) выведено на основании допущения, что взаимодействие второго субстрата с бинарным комплексом не изменяет константы диссоциации этого комплекса (это также характеризует независимость действия субстратов). [c.69]

Из уравнения (XXI.17) следует, что присутствие конкурентных ингибиторов не влияет на ит=МЕ ]- Этого результата можно было ожидать, так как ясно, что при достаточно высоких концентрациях субстрата взаимодействие фермента с ингибитором окажется подавленным. Конкурентный ингибитор не изменяет кинетических констант. Его действие сводится к уменьшению концентрации активного фермента, поскольку молекулы фермента, находяшиеся в комплексе с ингибитором, не могут взаимодействовать с субстратом. [c.391]

Особенностью механизма действия пероксидазы в оксидазных реакциях является способность фермента в процессе каталитической реакции генерировать свободные радикалы , HOj и радикал органического субстрата. Типичным субстратом в оксидазных реакциях пероксидазы является диоксифумаровая кислота [Saunders et al., 1964]. Оксидазное окисление ДФК исследовал Чанс, используя метод остановленной струи при pH 4 [ han e, 1952]. Было показано, что для проведения реакции при 4 °С требовалось присутствие ионов марганца, однако повышение температуры способствовало протеканию реакции и в отсутствие ионов марганца. Для пероксидазы, активированной ионами марганца, Чанс определил константу взаимодействия с кислородом (10 М сек ), и показал, что образующийся комплекс ПО-О реагирует с ДФК, с константой равной 4 10 М сек . [c.33]

Если экспериментально обнаружено, что вабл зависит от концентрации субстрата, то механизм мономолекулярной инактивации фермента можно исключить из рассмотрения. Так, например, из данных, приведенных на рис. 49, следует, что механизм инактивации арилсульфатазы протекает с участием фермент-субст-рахного комплекса или при бимолекулярном взаимодействии фермента с субстратом, а не через свободную форму фермента. С другой стороны, экспериментальное обнаружение независимости набл от 5о не является однозначным доказательством справедливости механизма I, поскольку такая зависимость может иметь место для механизмов II и III в условиях большого избытка. субстрата по сравнению с константой Михаэлиса. В этих условиях принципиально важным является определение параметров Ут Кт. [c.121]

СТИ пользу в качественной оценке, во-первых, доступности иона металла для растворителя и, во-вторых, того, какую из трех возможных ролей, описанных в разд. 1, выполняет ион металла в ферментативной реакции. Как установлено Кон [21], фактор усиления (ei) протонов воды для бинарного комплекса Е — М + (еь) может быть больше, чем ei для тройного комплекса Е — М + — лиганд (тип II) (вс). И наоборот, ферменты, образующие комплексы Е — лиганд — M + (тип I), проявляют небольшое взаимодействие фермент — ион металла (либо вообще его не проявляют) и имеют величину Ес> ь 1,0, в то время как в комплексах М.2+ — Е — лиганд (тип III) лиганд может оказывать небольшое влияние на окружение иона металла и еь 8с. Хотя эти закономерности наблюдались для большинства комплексов типов I и II [21], известны исключения. Изучением скоростей релаксации протонов субстрата в присутствии Мп + — фермента для ФДП-альдолазы из дрожжей доказано существование мостиковых комплексов Е — Мп + — субстрат (разд. 9), хотя и наблюдались небольшие изменения для ei протонов воды при образовании этих комплексов (т. е. еь Вс)- Следовательно, хотя сравнение величины ei протонов воды для бинарных и тройных комплексов фермента, металла и лиганда дает простой и быстрый метод определения типа образующегося комплекса, однако эти результаты должны рассматриваться как предварительные и подтверждаться с помощью других методов, например определением г и Ajh (константы сверхто-ного взаимодействия) путем измерения скоростей релаксации магнитного ядра лиганда. Быстрый метод определения констант диссоциации комплексов дает также наблюдение за изменениями ei протонов воды при взаимодействии фермента с Мп2+ и лигандом [21]. [c.456]

В последнее время появилась возможность изучать физические свойства белков такими методами, как температурный скачок, которые позволяют исследовать процессы с временами, соизмеримыми с временами каталитического превращения субстрата на ферменте, так что стало возможным непосредственно установить взаимосвязь между скоростями субстратзависи-мых конформационных изменений и скоростями самой реакции. В настоящее время имеется ун е несколько свидетельств в пользу существования изомеризации ферментов и ферментсубстратных комплексов, которые могут представлять собой конформационные изменения такого рода [49—52]. Скорость мономолекулярной изомеризации глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназы характеризуется константой порядка 1 с и является слишком медленной, чтобы этот процесс имел место при каждом обороте фермента по-видимому, этот процесс относится к явлениям контроля ферментативной активности. Рентгеноструктурный анализ лизоцима [28], химотрипсина [54] и карбоксипептидазы [55] дал прямое доказательство существования изменений в конформации фермента при взаимодействии с субстратами или ингибиторами. Гемоглобин, хотя и не является ферментом, но может быть поучительным примером использования всех этих методов для демонстрации конформационных изменений при взаимодействии этого белка с кислородом [56]. [c.243]

В реакциях взаимодействия фермента с субстратом константа равновесия (К) неизменна при различных концентрациях субстрата. При связывании же антител с гомологичным антигеном дело обстоит иначе — популяция поликлональных антител гетерогенна по этой константе, т. е. по величине аффинности. Ранее предполагалось, что в любой антисыворотке количественное распределение антител по аффинности имеет характер нормального (Гауссова) распределения. Как геперь установлено, это предположение было ошибочным. Графический анализ данных по аффинности для реакции между антисывороткой и антигеном показывает, что распределение антител по аффинности не соответствует нормальному (рис. 9.16). Однако среднюю аффинность популяции антител в данной антисыворотке (Кд) можно определить с хорошим приближением как величину, обратную такой концентрации свободного антигена, которая необходима для насыщения половины всех антигенсвязывающих центров антител = 1/[Аг , д5 ]. [c.157]

Как фермент может понижать активационный барьер Очевидно взаимодействуя с субстратами, и именно на вершине барьера, огда уве ичение скорости реакции будет онреде-1яться величиной этого понижения т. е. величиной константы равновесия субстрата в переходном состоянии) с ферментом. [c.39]

Пример 16-А, Изменения структуры фермента, вызванные веществами, которые с ним связываются. Спектры КД многих ферментов меняются, когда фермент взаимодействует с субстратом, коферментом или ингибитором. Это можно использовать для исследования процесса связывания. Например, измеряя силу врандения в зависимости от концентрации связанных молекул, можно определить константы связывания. Так как каждая связанная молекула изменяет R на определенную величину, из величины суммарного изменения можно определить число связанных молекул. В тех случаях, когда изменения КД малы, их можно усилить, вводя в активный центр или недалеко от него оптически активный хромофор или хромофор, который становится оптически активным при связывании с белком, и изучая затем изменения КД этого хромофора. Таким путем можно, кроме того, идентифицировать активные центры для этого в различные участки белка вводят хромофор и определяют, в каком участке связывание субстрата оказывает влияние на КД. Методика во многом похожа на метод репортерных групп, применяемый в абсорбци-оиной спектроскопии (гл. 14). Можно предположить следующую ситуацию. В белке имеется 4 гистидина и один из них находится в активном центре. Вводя хромофор (часто с трудом) по соседству с одним из гистидинов, исследуют КД хромофора до и после связывания субстрата. Если пет влияния на спектры КД хромофора, находящегося по соседству с гистидинами 1, 2 и 4, но есть в случае гистидина 3, это может свидетельствовать о присутствии гистидина 3 в активном центре. Отметим, однако, что эти эффекты экспериментально трудно уловить. [c.471]

Зависимость констант Михаэлиса кз и Км от pH мон ет быть весьма сло кной. Поэтому для исследования зависимости от pH србды требуется использование буферных растворов. При этом нередко оказывается, что между компонентами буферного раствора (особенно НРО ") и ферментом имеется определенное взаимодействие. Кроме того, влияние на активность белка и активность субстрата также оказывает ионная сила раствора, что еще в большей стенени усложняет интерпретацию процесса в буферном растворе. Этот факт не всегда принимался во внимание. Во всех уравнениях, применявшихся в этом разделе, концентрации должны быть заменены на активности. Когда концентрация субстрата меняется в широком диапазоне, то поправка на активность может быть весьма существенной. Например, изучение скорости реакции уреаза — мочевина в диапазоне концентрации мочевины от 0,0003 до 2,0 М показало, что при высоких концентрациях мочевины скорость реакции надает [112]. Это может быть связано с изменением активности, а не механизма реакции. [c.564]

Доминантную роль в нековалентном связывании субстрата на ферменте играет сорбционное взаимодействие с белком боковой группы К (табл. 28). Из таблицы видно, что введение углеводородной группы СбНзСНг— как в молекулу метилацетата (при переходе к метилгидро-циннамату), так и в молекулу метилацетурата (при переходе к М-аце-тил-L-фeнилaлaнинaтy) обуславливает увеличение константы сорбции К7, М ) примерно на 2 порядка. С другой стороны, наличие в молекуле субстрата достаточно объемной углеводородной группы К приводит также и к ускорению на несколько порядков химических стадий ферментативной реакции. [c.134]

Из рис. 43 видно, что все эти величины (ДС , ДОа, ДС , ДС ), характеризующие свободную энергию фермент-субстратного взаимодействия в различных промежуточных состояниях реакции, линейно зависят от свободной энергии переноса субстратного фрагмента К из воды в органический растворитель (ДО итр) - Поэтому на рис. 44 профиль свободная энергия — координата реакции приведен лишь для крайних членов исследуемого ряда субстратов. При построении диаграммы были сделаны два допущения 1) свободная энергия валовой реакции 5 + Н2О Р1 + РдН — это постоянная величина для всех членов изохимического ряда субстратов и равная приблизительно нулю [116, 117 ] 2)/Ср.н Кз, поскольку константа Михаэлиса в реакциях, катализируемых химотрипсином, слабо зависит от природы уходящей группы (см. табл. 25 и 26) [6, 7, 119]. Проанализируем далее, как изменяется профиль свободная энергия — координата реакции при вариации структуры субстрата. [c.151]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология