Определение тирозина и триптофан

Описанные. методы включают определение тех незаменимых и заменимых аминокислот, для которых существуют достаточно надежные аналитические прие.мы. Расположение материала распадается на естественные группы так, основные аминокислоты собраны в одну группу, тирозин, триптофан и аланин — в другую, дикарбоновые аминокислоты — в третью серин и треонин — в четвертую и т. д. [c.8]

Для детального изучения свойств и особенностей неорганической матрицы использовали органические соединения-примеси бензол, толуол, простейшие ароматические соединения, структурные спектры люминесценции которых в органической матрице хорошо известны фенол и анилин, имеющие электро-нодонорные группы, спектры люминесценции которых в органической матрице представляют собой широкие, практически бесструктурные полосы ароматические аминокислоты (/-фенилаланин, /-тирозин, /-триптофан), практически нерастворимые в органических растворителях, используемых в качестве матриц по методу Шпольского, и хорошо растворимые в воде. Выбор данных соединений был также обусловлен и практическими требованиями определение микроколичеств исследуемых веществ непосредственно в природных водах. [c.245]

Спектрофотометрический метод определения белка основан на способности ароматических аминокислот (триптофан, тирозин и в меньшей степени фенилаланин) поглощать ультрафиолетовый свет с максимумом поглощения при 280 нм. [c.33]

С помощью измерения оптической плотности растворов при 280 нм могут быть обнаружены только пептиды, содержащие тирозин и триптофан. Для выявления пептидов, не имеющих в своем составе этих аминокислот, необходимо располагать другими методами определения пептидов. К ним относится, например, метод пря. [c.227]

В области видимого спектра растворы важнейших аминокислот практически не поглощают, а в УФ-области поглощают растворы только тех аминокислот, которые содержат в молекуле бензоидные фрагменты или гетероциклические ядра ароматического характера - фенилаланин, тирозин, гистидин, триптофан. Относительно интенсивное поглощение при X = 260-290 нм характерно для тирозина и триптофана. Высокая мольная экстинк-ция тирозина при 280 нм используется для определения содержания белка в растворах. [c.455]

Ультрафиолетовые спектры поглощения определяются возбуждением электронных уровней атомов и молекул и обладают максимумами, положение которых характерно для определенных атомных группировок, сопряженных двойных связей и др, В белках ультрафиолетовые спектры поглощения в основном определяются ароматическими аминокислотами — фенилаланином /--макс— 260 м х), тирозином и триптофаном 280 жр-), причем спектры поглощения могут быть даже использованы для аналитического определения этих аминокислот. Нуклеиновые кислоты и нуклеопротеиды обладают настолько резким максимумом поглощения при 260—265 лр., что при помощи фотографирования в ультрафиолетовом микроскопе легко определить их содержание в отдельных клетках (Брумберг). Зависимость ультрафиолетовых спектров поглощения от pH, сос- тава среды, от образования комплексов с другими соединениями позволяет исследовать изменения состояния растворенных веществ так, по смещению максимума поглощения с 280 до 260—265 м а было обнаружено образование комплекса между белками и полисахаридами (Розенфельд). Линейные полимеры обычно не имеют интенсивных полос поглощения в видимой и ближней ультрафиолетовой областях спектра. [c.61]

Триптофан обычно определяют в белках, которые пе подвергались гидролизу [165, 186]. Однако в последнее время были сделаны попеки стабилизации его молекулы, а также молекулы тирозина, цистеина и метионина при помощи реакции восстановления, которой предшествовала реакция десульфурации [92]. Кроме того, был разработан количественный метод колориметрического определения аминокислот в гидролизатах, полученных при действии селенитов щелочных металлов [56]. [c.392]

Так как тирозин и триптофан частично разрушаются при кислотном гидролизе, был разработан спектрофотометрический метод их определения в нативном белке [7]. [c.402]

Наиболее общим методом определения концентрации пептидов является колориметрия продуктов реакции с нингидрином [2]. Это один из наиболее чувствительных колориметрических методов. Для обнаружения аминокислот и пептидов разработаны как обычный, так и полностью автоматизированный варианты, причем нингидриновый реагент не вызывает коррозии и его можно подавать обычным микронасосом. Реакция идет по свободным аминогруппам, но в некоторых случаях хромофор образуется с низким выходом. Данные по окрашиванию дипептидов можно найти в работе [3]. У всех дипептидов, содержащих в качестве Ы-концевой аминокислоты аргинин, треонин, серин, глутаминовую кислоту, глицин, фенилаланин, метионин, лейцин и тирозин, интенсивность окраски составляет 1,6-10 у лейцина эта величина составляет 1,7-10 . У дипептидов с М-концевым лизином и аспарагиновой кислотой интенсивность окраски несколько выше (на 20 и 29% соответственно), а дипептиды с Ы-концевым гистидином и триптофаном проявляются несколько слабее (42 и 67% соответственно от средней интенсивности). Дипептиды с М-концевым пролином, валином и изолейцином окрашиваются очень слабо [2,7 6,4 и 8,5% от средней (1,6- 10 ) интенсивности]. [c.391]

Примечание. Не мешают определению а.ммиак в количестве 60 мг %, гистидин — 5 мг %, тирозин — 8 мг %, триптофан — 8 мг %, креатин 20 мг % и мочевина — 2000 мг %. Более высокие количества гистидина и триптофана вредны. [c.53]

Гидролиз пищевых продуктов. Чаще всего при определении аминокислотного состава пищевых продуктов используют кислотный гидролиз в 6 н. растворе НС1, проводимый в запаянных ампулах при температуре ПО—120°С в продолжение 22—24 ч [38, 48, 61]. Необходимо отметить, что гидролиз — наиболее несовершенная операция в аминокислотном анализе, так как в белках содержится несколько лабильных аминокислот (треонин, серин, цистин, метионин, гистидин, триптофан, тирозин), которые, по мнению многих авторов, заметно разрушаются даже при кратком кислотном гидролизе другие (валин, лейцин, изолейцин), наоборот, с трудом высвобождаются из полипептидных цепей при длительных сроках гидролиза (в течение 70—80 ч). Поэтому для определения истинных количеств аминокислот в белках при особо точных исследованиях гидролизуют несколько (3—4) проб белка при различных сроках (20—80 ч). Путем построения графиков зависимости количества аминокислот от длительности гидролиза находят истинное значение содержания лабильных аминокислот, экстраполируя кривую к начальному моменту гидролиза. [c.190]

Ультрафиолетовые спектры поглощения определяются возбуждением электронных уровней атомов и молекул и обладают максимумами, положение которых характерно для определенных атомных группировок, сопряженных двойных связей и др. В белках ультрафиолетовые спектры поглощения в основном определяются ароматическими аминокислотами — фенилаланином (А зх=260 ммк), тирозином и триптофаном (А зх=280 ммк), причем спектры поглощения [c.55]

Ультрафиолетовые спектры белков отличаются сильным поглощением, характеристическим для ароматических фрагментов аминокислот, входящих в их состав фенилаланин, тирозин, триптофан. Эти спектры поглощения используют для аналитического определения остатков указанных аминокислот. Резкий максимум поглощения, характерный для нуклеиновых кислот и нуклеопро-теидов, позволяет определить их содержание в отдельных клетках. [c.361]

Реакция Паули на гистидин и тирозин. Гистидин с диазотирован-ной сульфаниловой кислотой в щелочном растворе образует соединение красного цвета. Кроме гистидина с диазореактивом дают оранжево-красное окрашивание тирозин и триптофан. Диазореакция используется и для количественного определения тирозина и гистидина. [c.15]

Из обычных аминокислот флуоресцируют только те, которые содержат ароматические системы, например триптофан, тирозин и фенилаланин [343]. Они поглощают только ниже 300 нм, и в этой области возбуждаются также многие другие распространенные соединения, например продукты гидролиза белков. Поэтому Ваалкс и Юденфренд [344] разработали для тирозина химический метод (реакция с а-нитрозо-р-нафтолом в присутствии азотной и азотистой кислот) получения флуоресцирующего продукта, который можно возбудить в видимой области при 460 нм. Такой способ применяется, например, для определения тирозина в плазме или ткани с использованием сравнительно простой методики, не требующей полного выделения тирозина. В биохимических исследованиях такой принцип — сдвиг параметров флуоресценции в более длинноволновую область — очень часто используется с целью избежать помех, обусловленных многими сопутствующими веществами, и обеспечить более надежную идентификацию. [c.435]

Новая аминокислота тирозин триптофан I фенилаланин [ метионин лейцин I изолейцин валин 1 новая аминокислота пролин треонин гистидин I аланин новая аминокислота I серинI глицин аргинин лизин I глутаминовая кислота ] аспарагиновая кислота. Идентификация и определение (порядок — в первой, коллидиновой, хроматограмме) [c.271]

Имеются указания, что истинных фенолов ни в крови, ни в моче не имеется и под их именем определяются другие вещества. Однако даже если это так, определение имеет смысл, потому что эти другие вещества представляют большой интерес, являясь метаболитами, образующимися при неправильном течении обмена веществ (например, тирозин, триптофан, фенилпиро-виноградная кислота и др.— определение последней см. ниже, стр. 250). [c.249]

Поглощение ультрафиолетового излучения. Большинство белков поглощает ультрафиолетовое излучение с длиной волны около 280 тр. Было показано1 [91—94], что это поглощение обусловлено тирозином, триптофаном и (в меньшей степени) фенилаланином. Таким образом, величина поглощения зависит от содержания этих аминокислот в белке. Измерение оптической плотности белкового раствора при 280 пу служит удобным и точным методом определения концентрации белка [95], если известен коэффициент экстинкции и в растворе нет других веществ, поглощающих свет с этой длиной волны. Рассматриваемый метод можно также применять для приближенного измерения общего содержания белков в смеси в тех случаях, когда допустимо использование среднего коэффициента экстинкции. Метод имеет то преимущество, что на поглощение света не влияют растворенные соли и многие другие вещества и что, следовательно, определение можно производить на образцах белковых фракций без всякой специальной их подготовки, Анализ производится быстро, причем требуются всего лишь доли миллиграмма белка. [c.20]

Кишечная флора играет известную пололштельную роль для организма. При описании переваривания клетчатки (стр. 263) мы указывали на важную роль кишечной флоры, особенно для жвачных животных. Расщепление клетчатки сопровождается образованием в кишечнике уксусной, молочной, янтарной и других кислот, которые всасываются кишечником в кровь и используются в тканях организма. Наряду с этим, под влиянием микробов в кишечнике образуются газы — метан, водород, углекислый газ, а из серусодержащих аминокислот — сероводород. Под влиянием определенных бактерий в толстых кишках расщепляются тирозин, триптофан, цистеин, аргинин, лизин, гистидин с образованием протеиногенных аминов и других веществ. Следует подчеркнуть, что с количественной стороны бактериальное расщепление аминокислот в толстых кишках сравнительно незначительно и охватывает лишь ничтожную долю аминокислот, появляющихся в кишечнике при переваривании белков, так как аминокислоты по мере своего образования всасываются. Учитывая, однако, высокую ядовитость некоторых продуктов гниения аминокислот в толстых кишках, приходится считаться с возможностью отрицательного влияния на организм кишечной флоры, особенно в тех случаях, когда имеют место сдвиги в ее качественном и количественном составе. [c.361]

Определение качественного и количественного аминокислотного состава белков и пептидов проводят после их гидролиза кислотой или щелочью. Оба вида гидролиза разрушают некоторые аминокислоты. При щелочном гидролизе частично разрушаются цистеин, серии, треонин и происходит частичная рацемизация некоторых аминокислот. При гидролизе соляной кислотой (5,7 н., 105—110° С), которая обычно используется при кислотном гидролизе пептидных связей, практически полностью разрушается триптофан. В связи с этим содержание триптофана в пробах обычно определяют после щелочного гидролиза или спектрофотометрическим методом Кроме того, наблюдаются значительные потери оксиаминокислот (серина, треонина, тирозина), се-русодержащих аминокислот (цистеина, метионина) и частично пролива. При этом степень разрушения аминокислот зависит от чистоты и концентрации НС1, используемой для гидролиза, а также длительности и температуры гидролиза. Следует отметить, что примеси альдегидов при кислотном гидролизе приводят к значительной потере тирозина, а также цистеина, гистидина, глутаминовой кислоты и лизина, а примеси углеводов в больших концентрациях — к разрушению аргинина. [c.123]

Сорбция субстрата в активном центре а-Х, обеспечивается гвдрофобной полостью. Ее размеры 1,0x0, 5x0,4 нм оптимальны для связывания боковых цепей остатков гвдрофобных аминокислот (триптофан, фенилаланин, лейцин, тирозин), а конфигурация допускает лишь определенную ориентацию субстрата. Механизм каталитич. гвдролиза включает стадию сорбции субстрата, расщепления пептвдной связи с образованием ацилфермента и послед, переноса ацильной фуппы на нуклеоф. акцептор. [c.263]

Р. Фолина — водный раствор Hj[P(W20 )g] и H [P(Mo207)g]. Используют для качественного и количественного определения фенолов, белков, содержащих тирозин или триптофан, пуриновых оснований и гликопротеинов. Перечисленные соединения при нагревании с реактивом Фолина образуют продукты, окрашенные в сине-зеленый цвет. [c.254]

ФОЛИ НА РЕАКТИВ, водный р-р H7[P(W,07)e] и Hj[P(MoiOi)6]. Примен. для обнаружения и фотометрич. определения фенолов, белков, содержащих тирозин или триптофан, пуриновых оснований (гуанина, ксантина, [c.625]

Нами [8] впервые предложен потенциометрический метод количественного раздельного определения аминокислот в смеси в среде смешанного растворителя ацетонитрил — уксусная кислота (5 1). Титрантом служил — 0,1 метилэтилкетоновый раствор хлорной кислоты [9]. Исследовались аминокислоты ОЬ-валил-ВЬ-лейцин, глицил-Ь-тирозин, глицил-Ь-триптофан, л4-ами-нобензойная кислота, -цистеин, солянокислый гистидин. [c.108]

Водородные связи, которые обычно образуются в результате взаимодействия фенольного гидроксила тирозина (14) и карбоксила глутаминовой (24) или аспарагиновой кислоты, могут вносить свой вклад в стабилизацию третичной структуры. Ионные взаимодействия, например между р-карбоксильной группой аспарагиновой кислоты (18) и е-аминогруппой лизина (8), также, по-видимому, участвуют в стабилизации структуры. Ди-сульфидные связи могут быть образованы между боковыми цепями или группами К двух остатков цистеина (4, 10) естественно ожидать, что белковая структура, фиксированная такими связями, будет очень стабильна. Недавно было высказано предположение, согласно которому внутренняя часть белковой молекулы представляет собой каплю масла . Это дает основания утверждать, что гидрофобные взаимодействия могут быть важным фактором в определении третичной структуры. Неполярные группы К таких аминокислот, как фенилаланин (11), лейцин (13), триптофан (15), изолейцин (16) и валин (19), несовместимы с высокополярными молекулами воды. Рентгеноструктурное исследование подтвердило предположение, что эти группы стремятся разместиться во внутренней части пептидной цепи и исключить воду из своего непосредственного соседства. Стабилизация структуры белка, являющаяся результа-татом этого процесса, имеет энтропийную природу, и, хотя для белков оиа не может быть точпо рассчитана, ее можно оценить, измеряя термодинамические параметры переноса углеводородов из неполярных растворителей в воду. Например, переход [c.381]

Таким образом, для чисто химических или физико-химических исследований основным требованием является точность для широкого обзора в области пищевых белков самое первое, что нужно, это — получить возможно больше материала по присутствию и содержанию незаменимых аминокпслот. В нашей практике часто встречалось, что пищевой белок является хорошим источником больщинства незаменимых аминокислот, которые легко определить (именно цистин, метионин, аргинин, гистидин, лизин, тирозин и триптофан), и все же неполноценен в отношении других аминокислот, для выявления которых нет простых и точных способов определения. Если в таких случаях руководствоваться только анализами первой группы аЛтинокислот, то можно было бы впасть в серьезную ошибку при биологической оценке данного белка. Поэтому только полный анализ аминокислот, имеющих значение для питания, может дать правильную и полноценную картину исследуемых продуктов, даже если определение отдельных аминокислот будет произведено не абсолютными, а скорее сравнительными методами. [c.9]

Желатина. Желатина содержит, повидимому, определенное, хотя и небольшое количество тирозина. Пользуясь специфической цветной реакцией, Гернгросс [256] устанавливает, что содержание тирозина в желатине колеблется от 0,0 до 1,0 /г. Истинное содержание его зависит от метода приготовления желатины из коллагена. Если применяются сильные белящие средства, как например, гипохлориты, то весь триптофан и значительная часть тирозина, содержащиеся в природном коллагене, разрушаются. [c.139]

При действии гипохлорита или гипобромита натрия а-нафтол конденсируется с метилгуанидином, агматином, гликоцнамином, аркаином и аргинином с образованием красноокрашенных пигментов. В белках аргинин — единственная аминокислота, дающая эту реакцию, и поэтому она может применяться для качественного и количественного определения аргинина в белках. Аммиак, гистидин, тирозин и триптофан могут мешать определению. [c.163]

В основу метода определения белка по Лоури положена реакция Фолина, открывающая в белке тирозин и триптофан. Окрашенный белковый комплекс получают в два этапа 1) реакция меди с белком в щелочной среде 2) восстановление фос-фомолибденово-фосфовольфрамового реагента белком, обработанным медью. [c.71]

По нескольким причинам эти производные представляют особый интерес. Наличие ДНФ-группы придает специфичность, а также позволяет использовать электронозахватные детекторы с чувствительностью до 3-10 моль/с [79]. Хотя ДНФ-производ-ные использовали для определения М-концевых аминокислот и последовательности пептидов, их рассмотрение будет ограничено установлением последовательности в тех пептидах, которые с трудом поддаются очистке или доступны в малых количествах. В общем же случае они оказываются непригодными, поскольку аминокислоты с дополнительными функциональными группами нельзя разделить без дальнейшей обработки. Оксигруппы треонина, серина и оксипролина обрабатывали триметилсилилирую-щими реагентами [67], но триптофан и тирозин, по-видимому, не удалось удовлетворительно хроматографировать (см. разд. Обсуждение в работе [96]). [c.90]

Каждый из этих ферментов атакует вполне определенные пептидные связи. Трипсин катализирует гидролиз пептидных связей, карбонильная группа которых принадлежит одной из основных аминокислот, обычно аргинину или лизину. Пепсин и химотрипсин предпочтительно катализируют гидролиз тех пептидных связей, в образовании которых участвуют ароматические аминокислоты, в частности триптофан, тирозин и фенилаланин. Среди протеолитических ферментов наиболее высокой специфичностью обладает трипсин поэтому именно он наиболее подходит для такого рода анализа. Ясно, однако, что при помощи только одного, пусть даже абсолютно специфичного, фермента невозможно определить полную последовательность аминокислот в полипептиде. Если, например, триптическое расщепление полипептида дало пять фрагментов (пептидов), в сумме соответствующих всей цепи, и если даже для каждого из них удалось установить аминокислотную последовательность, то это еще не все требуется узнать, в каком порядке эти пептиды располагались в нативном полипептиде. Чтобы узнать это, необходимо получить другие пептиды, которые перекрывались бы с первыми. Главное преимущество ферментативного гидролиза — специфичность реакции расщепления в отношении природы расщепляемых пептидных связей накладывает в то же время строгое ограничение на применимость этого метода. В идеале желательно было бы, например, иметь возможность расщеплять иногда те пептидные связи, которые в норме трипсином не атакуются, или, наоборот, предохранять от расщепления связи заведомо чувствительные. Недавно были предложены некоторые модификации методики, которые позволяют в какой-то мере решить эту задачу. Так, например, реакция е-аминогруппы лизина с этилтрифтортиоацетатом в слабо щелочном растворе дает блокированный по аминогруппе остаток, пептидная связь которого не атакуется трипсином [c.90]

Однако в большом числе экспериментов показано, что в пределах одного опыта и даже большой серии опытов, проведенных в одном строго определенном режиме работы, отношения С для разных аминокислот имеют вполне определенную величину. Если в качестве стандартной аминокислоты выбрать лейцин и его цветовой показатель при 570 ммк принять за 100, то по отношению к нему остальные аминокислоты имеют следующие значения цветового показателя оксипролин — 8 (при 440 ммк), аспарагиновая кислота — 94, треонин — 94, серин — 95, глутаминовая кислота — 99, пролин — 22,5 (нри 440 ммк), глицин — 95, аланин — 97, полуцистин — 55, валин — 57, метионин — 102, изолейцин — 100, тирозин — 100, фенилаланин — 100, триптофан — 94, гистидин — 102, лизин — 110, аммиак — около 97 и аргинин — 101. Пользуясь этими соотношениями, можно калибровать прибор, используя лишь одну аминокислоту, например лейцин, с известной степенью чистоты. Обращает на себя внимание очень низкий цветовой показатель для оксипролина. В связи с этим предлагается определять оксипролин, а также пролин с помощью нингидриновой реакции в кислой среде [20]. [c.140]

Гюильбо и Любрано [549] описали амперометрический метод определения некоторых L-аминокислот (цистеин, лейцин, аланин, тирозин, фенилаланин, триптофан и метионин), основанный на применении электрода с оксидазой L-аминокислоты. Электрод содержит оксидазу L-аминокислоты, которая удерживается на поверхности платинового электрода (Бекман 39273) с помощью целлофановой пленки и резинового кольца. Концентрацию образующейся по реакции типа (15.2) перекиси водорода определяют амперометрически при pH 7,8. [c.191]

Высказано предположение, что в реакцию вступают ароматические части белков, так как оптическая плотность растворов белков обычно проявляет общее возрастание при облучении. Это увеличение было известно почти 30 лет назад [S88—S90] и подтверждалось несколько раз [В28, С16, Р7]. В интерпретации спектров поглощения следует быть осторожным, поскольку образование агрегатов денатурированного белка увеличивает способность раствора рассеивать свет [А18, D75, Р12, Р14], давая тем самым повод к кажущемуся увеличению поглощения в области 240—340 ммк. Однако, по-видимому, светорассеянием нельзя объяснить все спектроскопические изменения. Определенно установлено действие на тирозиновую составляющую белка [В28], напоминающее действие, оказываемое на сам тирозин (стр. 246). В некоторых случаях найдено, что оптическая плотность белков убывает при облучении, особенно вблизи 280 ммк возможно, что это вызвано действием на триптофап-ную составляющую. Для самого триптофана при облучении показано уменьшение оптической плотности в спектре поглощения в этой области [В25]. По-видимому, триптофанная составляющая в присутствии дезоксирибонуклеазы вступает в реакцию даже в том случае, если отношение триптофана к присутствующему тирозину составляет только 0,21 [05]. [c.256]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология