Проведение электрофореза в полиакриламидном геле

Аппаратура и реактивы. Полиакриламидные гели готовят в виде стержней в стеклянных трубках или в виде пластин последний вариант более удобен при определении молекулярных масс. При электрофорезе в трубках различная электрофоретическая подвижность может быть обусловлена изменениями степени полимеризации геля, а также зависеть от длины слоя геля, условий проведения электрофореза. Техника извлечения геля из трубок разработана детально [35] показано, в частности, что извлечение гелей с концентрацией мономеров более 10% бывает затруднительным. Рекомендации по использованию аппаратуры и меры безопасности при работе с реактивами обсуждаются в разд. 1.2,1.1. [c.28]

Зоны можно также сфокусировать в результате наложения молекулярно-ситового эффекта, например, если электрофорез ведется в полиакриламидном геле, то в результате влияния градиента плотности. При проведении электрофореза биополимеров все чаще используются принципы аффинности и иммунной преципитации. Контролировать ход электромиграционного разделения с высоким разрешением удобно с помощью метода двумерного электрофореза и иммунной преципитации. [c.283]

Один из ПЦР-тестов основан на выявлении фрагмента ДНК длиной 188 п. н., который присутствует во множестве копий в геноме Т. ruzi, но отсутствует в геномной ДНК нескольких родственных паразитов. После амплификации этот фрагмент без труда обнаруживается с помощью электрофореза в полиакриламидном геле. Незначительно варьируя методику проведения ПЦР (например, изменяя нуклеотидную последовательность праймеров), последнюю можно использовать для обнаружения широкого спектра бактерий, вирусов и паразитов. [c.190]

ТЕХНИКА ПРОВЕДЕНИЯ ПРЕПАРАТИВНОГО ЭЛЕКТРОФОРЕЗА В ПОЛИАКРИЛАМИДНОМ ГЕЛЕ [c.117]

Подобно крахмальному и акриламидному агаровый гель является очень мягким носителем в отличие от электрофореза на бумаге при нем не происходит инактивации белков, что позволяет определять активность отдельных фракций бeлкОДJieпo peд твeннo в геле после проведения электрофореза. Приготовление агарового геля значительно проще, чем крахмального или полиакриламидного, продолжительность электрофореза составляет I—4 ч. [c.92]

Необходимым условием разделения белков является их растворимость в используемом буферном растворе. Этим обстоятельством часто пренебрегают, и во многих случаях в результате анализируется только растворимая часть образца. Поскольку растворимость многих белков зависит от pH и ионной силы, ее характеристика особенно важна, если белковую смесь хроматографируют в градиенте pH или ионной силы. Особенно наглядно влияние растворимости прослеживается при проведении электрофореза в полиакриламидном геле агрегированный материал не может войти в гель и остается на старте. [c.105]

II. ПРОВЕДЕНИЕ ЭЛЕКТРОФОРЕЗА В ПОЛИАКРИЛАМИДНОМ ГЕЛЕ А. Реактивы [c.96]

Как отмечено выше, при электрофорезе в полиакриламидном геле компоненты разделяются одновременно и по размеру, и по заряду. Даже если препарат обнаруживает в полиакриламидном геле только одну полосу, это вовсе не исключает возможности того, что он содержит более одного компонента. Нап ример, крупная молекула с большим зарядом будет-двигаться с такой же скоростью, как и слабо заряженная молекула малых размеров. В результате получится лишь одна полоса. Поэтому для проверки чистоты препарата его необходимо исследовать при нескольких концентрациях геля и различных условиях проведения опыта (разных значениях pH). [c.85]

Включали в полиакриламидный гель перед проведением электрофореза. [c.287]

Изоэлектрическое фокусирование в геле имеет определенные преимущества по сравнению с ИФ в среде со стабилизованным градиентом плотности. Эти преимущества состоят в следующем 1) сокращается длительность разделения 2) полностью подавляется термическая конвекция 3) применяется простое оборудование для ИФ 4) возможно одновременное разделение нескольких образцов 5) возможно обнаружение с помощью различных красителей и различных методик 6) возможно объединение ИФ и зонного электрофореза в двухмерном варианте 7) достаточно небольшого количества образца 8) возможно обнаружение белков методом иммунодиффузии. Однако при применении геля возникают проблемы, связанные с молекулярноситовым эффектом, который имеет место в основном при разделении больших молекул. Другой недостаток метода — это низкая точность определения pH в зонах. В настоящее время этот метод (сокращенное обозначение ИФПАА или ПАГИФ) является общепринятым и широко используется. В отдельных случаях, согласно данным [73], при проведении дискретного трубчатого электрофореза в полиакриламидном геле доо пска-ется окрашивание. Для снижения молекулярно-сито<вого эффекта рекомендуется [23] концентрация геля 3,7%. Типичный градиент напряжения для 8-часового разделения составляет 200 В на 60 мм. Если тепло отводится, то напряжение можно увеличить и соответственно сократить длительность разделения. Градиент pH можно измерить после разрезания столбиков с гелем и последующего элюирования сегментов небольшим коли- [c.323]

В некоторых случаях, например когда в результате длительной очистки удается получить лишь очень малые количества материала ИЛИ при необходимости исследовать компоненты отдельных клеток, приходится прибегать к микроварианту электрофоретического разделения белков и нуклеиновых кислот. В то же время микроанализ в полиакриламидном геле сам по себе обладает рядом преимуществ. Так, более короткое время, затрачиваемое на проведение электрофореза, а также на окрашивание и обесцвечивание гелей, делает применение микроанализа целесообразньгм даже тогда, когда материала вполне достаточно для макроварианта. Микрометодика при наличии определенного опыта едва ли намного сложнее обычного диск-электрофореза, хотя требует такого специального оборудования, как микропипетки, микроманипулятор, лупа и микроденситометр. Читатели, интересующиеся деталями этого метода, могут обратиться к монографии Нейхоффа [915], в которой поми мо электрофореза освещены и другие виды работ с микроколичествами материала (гомогенизация, диализ, фотометрия, центрифугирование в капиллярах и т. д.). [c.107]

Приготовление полиакриламидного геля описано в разделе, посвященном аналитическому электрофорезу. Важмо отметить, что дегазирование раствора акриламида до добавления к нему персульфата необходимо выполнять особенно тщательно, так как наличие пузырьков в геле нарушает условия проведения электрофореза. Полимеризация геля долж на происходить при той же температуре, при которой будет проводиться разделение. Для получения узких зон нужно, чтобы поверхность геля была совершенно гладкой, поэтому воду на раствор акриламида наслаивают как можно аккуратнее. Есл же для внесения пробы используют канавку, то ее формируют при помощи специального шаблона [320]. Готовый гель выдерживают до употребления не менее 1 ч или, что еще лучше, оставляют на ночь. Для удаления несущих заряд примесей и непрореагировавших Б процессе полимеризации реактивов рекомендуется проводить в течение 1 ч преэлектрофорез. [c.117]

Электрофоретическому разделению веществ мешает их диффузия. Среда, в которой мигрируют молекулы, сама по себе в какой-то мере препятствует диффузии, однако еще в большей степени можно подавить этот эффект и одновременно увеличить подвижность сравнительно небольших молекул с помощью высокого напряжения (высоковольтный электрофорез). В некоторых случаях гели выполняют роль сит. Например, в полиакриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия разделение предварительно дентурированных белков происходит в соответствии с размерами их молекул. При проведении электрофореза в градиентном геле разделяемые вещества мигрируют в направлении уменьшения диаметра пор геля, и поэтому с увеличением расстояния от старта задерживаются все более мелкие молекулы. [c.28]

Дальнейшие исследования возможностей использования моноклональных антител неожиданно встретили затруднения, обусловленные распознаванием моноклональными антителами только нативной формы антигена. Например, моноклональные антитела к клеточным антигенам часто не распознают антиген, перенесенный на нитроцеллюлозную мембрану с полиакриламидных гелей после проведения электрофореза растворимых клеточных экстрактов в присутствии ДСН. В данном случае антиген денатурируется и поэтому не связывается с антителами. Подобным образом моноклональные антитела, которые окрашивают клетки в суспензии, могут оказаться непригодными для иммуногистологических исследований парафиновых срезов зафиксированного формалином материала. Эти соображения наводят на мысль, что как выбор метода скрининга, так и природа материала, используемого для иммунизации мышей, являются важными факторами, влияющими на свойства полученных в конечном итоге моноклональных антител. [c.149]

Электрофоретическое разделение исследуемых веществ можно также осуществлять на пластинах полиакриламидного геля размерами ЮОХЮО мм при толщине слоя геля от 1 до 3,5 мм. Пластины с углублениями для внесения образцов приготавливают на особых подставках. Для проведения электрофореза требуется специальное оборудование. Конструкция прибора позволяет устанавливать пластины в вертикальное положение при этом канавки для образцов должны быть расположены у верхнего края пластины и контактировать с верхним буфером, тогда как противоположный край пластины должен находиться в контакте с нижним буфером. Необходимо обеспечить циркуляцию охлаждающей жидкости по поверхности пластины с обеих ее сторон. Основное достоинство этой системы заключается в том, что она позволяет проводить одновременное разделение нескольких образцов в одинаковых условиях, благодаря чему их легко можно сравнивать между собой. Считается, что пластины легче анализировать с помощью денситометра, однако для этого необходимо иметь специальный прибор. Кроме того, пластинки можно без особого труда разрезать на полоски и проанализировать их на наличие различных компонентов путем окрашивания или определения радиоактивности. Полоски можно также высушивать и хранить. Однако для приготовления пластин требуется больше акриламида, особенно если анализируется немного образцов. Как и в случае электрофореза в трубках, для данного метода разработан целый ряд однородных и неоднородных ( прерывистых ) буферных систем. Здесь применяются те же способы приготовления гелей, методики разделения и анализа, что и при электрофорезе в трубках. [c.265]

Определение молекулярной массы проводили методом диск-электрофореза на основании относительной подвижности белков в зависимости от концентрации полиакриламидного геля [Hedri k, Smith, 1968]. Согласно расчетам по таблице, предложенной Г. А. Бузун [1976], масса исследуемых анионных изопероксидаз была одинаковой для вирозных и контрольных изоэнзимов, так как тангенс угла наклона линии регрессии был совершенно одинаков как в опыте, так и в контроле (рис. 20). На рисунке представлена зависимость относительной подвижности анионных изопероксидаз от концентрации акриламида в гелях. Проведенный расчет показывает, что их молекулярная масса равна 45—46 кДа. [c.87]

Как уже отмечалось, качество разделения при проведении электрофореза в градиенте плотности сахарозы зависит от толщины стартовой зоны, которая в свою очередь определяется конструкцией аппарата и способом введения пробы. Однако даже в идеальных условиях стартовая зона, как правило, составляет несколько миллиметров, и в целях повышения разрешающей силы электрофореза ее желательно уменьшить. Принцип диск-электрофореза в полиакриламидном геле позволяет создавать очень тонкие стартовые зоны путем концентрирования белков, находящихся в исследуемом растворе. Именно поэтому он дает более эффективное разделение по сравнению с зональным электрофорезом в градиенте плотности. С другой стороны, извлечение белков из узких зон в полиакриламидном геле сложнее, чем из растворов с градиентом плотности. Процедура, сочетающая преимущества обоих методов, позволяет получать узкие стартовые зоны и легко выделять разделившиеся вещества из градиента плотности. Шастер и Шрир [1150] описали очень простой прибор для практического воплощения этой идеи. Электрофорез проводили в U-образной трубке. В обоих ее коленах над колонкой с градиентом плотности помещали слой полиакриламидного геля. Зоны, разделенные в геле, мигрировали затем в градиент плотности, где расширялись не более чем в 2—3 раза по сравнению с их толщиной в геле. Эта установка отличается довольно большой емкостью за один прием авторам удалось разделить 50 мг бычьего сывороточного альбумина, и, по их мнению, емкость должна быть еще больше при разделении более сложной смеси белков. [c.32]

Самый простой способ обеспечения стабильности электрофоретических зон заключается в том, что в среду для электрофореза вводят вещества, образующие капиллярную структуру. Ан-тиконвекционные свойства такой системы весьма высоки, если площадь поперечного сечения капилляров достаточно мала, так как в канале круглого сечения скорость потока снижается пропорционально четвертой степени радиуса. В качестве поддерживающей среды чаще всего используются фильтровальная бумага, пленки из ацетата целлюлозы, колонки или блоки целлюлозного порошка, гранулированный крахмал или гранулы поливиниловых полимеров, а также агаровый, агарозный, крахмальный или полиакриламидный гели. Зональный электрофорез в поддерживающей среде имеет ряд важных преимуществ. При его проведении можно использовать какой-либо простой и сравнительно недорогой прибор и анализировать одновременно несколько различных препаратов. Процедуры визуализации зон и выделения фракций осуществляются довольно легко. Вещества, обладающие биологической активностью, можно выявить непосредственно на электрофореграммах. Метод легко приспособить как для крупномасштабного разделения веществ, так и для микроразделения. Удается достигнуть очень высокой разрешающей силы, особенно в среде, характеризующейся одновременно антикон векционными свойствами и эффектом молекулярного сита. [c.34]

Если б с-акриламид заменить М.ы -диаллилтартардиамидом) в той же молярной концентрации, то образовавшийся полиакриламидный гель будет легко растворяться в 2%-ной йодной кислоте при комнатной температуре (20—30 мин) или при 37 °С (10 мин) [40]. После проведения в таком геле электрофореза( с применением щелочного буфера его сначала нейтрализуют уксусной кислотой и лишь после этого погружают в йодную кислоту. Его радиоактивность лучше всего определять в 0,37о-ном растворе ДФО в ксилоле, содержащем 25% (объем/объем) тритона Х-114 [38]. При желании в него можно также добавить. ДФОБ до конечной концентрации 0,2 г/л. Приведенная методи ка обеспечивает получение эффективности счета, равной 47%,, для Ш и 93% для С. [c.211]

Цитохалазин В-антибиотик, который часто используют как ингибитор клеточной подвижности, обеспечиваемой актином,-служит также мошным конкурентным ингибитором поглощения О-глюко-зы клетками млекопитающих. Когда тени эритроцитов инкубируют с цитохалазином В, меченным Н, а затем облучают ультрафиолетовым светом, происходит связывание цитохалазина с переносчиком глюкозы за счет поперечных сшивок. Если в среде имеется избыток О-глюкозы, то меченый цитохалазин не взаимодействует с переносчиком. Однако избыток в среде Ь-глюкозы (которая не переносится через мембрану) не влияет на связывание. Если мембранные белки из меченых теней разделить при помощи гель-электрофореза в полиакриламидном геле с ДСН, то переносчик выявляется в виде размытой радиоактивной полосы в диапазоне молекулярных масс от 45000 до 70000 Да. Если меченые тени до проведения электрофореза обработать ферментом, отщепляющим связанные сахара, то эта размытая полоса исчезает и вместо [c.56]

Миро и др. [876] применили для разделения 50S- и 555- предше-ственников рибосом из клеток HeLa электрофорез в полиакриламидном геле (2,7% Т или градиент 2—6%). Для изучения компактности и заряда митохондриальных рибосом та1кже был использован градиент концентрации полиакриламидного геля [295]. При проведении электрофореза в градиенте концентрации акриламида определение его концентрации, при. которой прекращается миграция РНП-частиц, дает информацию о размерах этих частиц, а скорость миграции отражает величину их заряда. [c.394]

Оптимальными, на наш взгляд, являются РНК-зонды и соответственно исследуемые на однонуклеотидные замены участки ДНК длиной от 100 до 1000 нуклеотидов. В этом случае и сам зонд, и продукты его расщепления легко выявляются при помощи денатурирующего гель-электрофореза в полиакриламидном геле, аналогичном используемому при секвенировании ДНК. При этом отношение сигнала к фону достаточно высоко для получения четких результатов. Совсем нетрудно наработать меченые одноцепочечные РНК-зонды гораздо большей длины, но результаты обработки таких длинных цепей РНКазой неоднозначны. Еще одна проблема, которая возникает при использовании зондов с длиной цепи более 1000 п. н., заключается в том, что под действием РНКазы наряду с расщеплением РНК—ДНК-дуплексов по неспаренным участкам может происходить (хотя и редко) расщепление цепи РНК по комплементарно спаренным участкам дуплекса. Кроме того, анализ продуктов расщепления длинных РНК-зондов (>-1000 п.н.) требует проведения денатурирующе- [c.127]

Наиболее простой путь для преодоления этой проблемы- предварительное разделение активностей NPT-II и АТРазы. Для этого разработан ряд методов, наиболее удобный из которых основан на фракционировании с помощью неденатурирующего электрофореза в полиакриламидном геле [46]. Из исследуемого материала на холоду в присутствии смеси ингибиторов протеиназ готовят бесклеточные экстракты и фракционируют их методом электрофореза. Гель, содержащий фракционированный экстракт, вынимают из прибора и уравновещивают соответствующим буфером, который используют для проведения реакции. Фермент затем должен взаимодействовать с кофакторами и субстратами это достигается путем иммобилизации их в слое агарозы, плавящейся при низких температурах. На поверхность акриламидного геля наливают агарозу, и она застывает. Реакцию проводят, как и в обычной жидкой фазе, и образующийся в результате фосфорилированный канамицин переносится затем с геля на лист фосфоцеллюлозной бумаги посредством капиллярных сил, как при блоттинге по Саузерну. Бумагу затем npoj мывают, как описано выще, но в данном случае радиоактивный канамицин выявляют радиоавтографией. Судя по сообщениям, чувствительность данного метода позволяет в оптимальных условиях (чистый препарат фермента) обнаружить 1 нг активного фермента, но значительно снижается при использовании неочищенных препаратов. Известен и другой метод определения NPT-II с помощью специфических антител и вестерн-блоттинга (разд. 6.8). [c.347]

В основе метода секвенирования ДНК путем химической деградации лежит ограниченное расщепление меченого фрагмента ДНК под действием специфических реагентов. Непременным условием проведения секвенирования этим методом является наличие фрагмента ДНК, меченного только по одному концу. Разделение продуктов деградации по размеру с помощью высоковольтного электрофореза в полиакриламидном геле высокого разрешения, способного разделять фрагменты ДНК, различающиеся между собой по длине всего на один нуклеотид в достаточно широком диапазоне, и последующая радиоавтография геля позволяет определить нуклеотидную последовательность секвениро-ванного участка ДНК. [c.20]

Желание экспериментаторов хоть как-то оградить себя от вредного воздействия радиоактивности повлекло за собой выявление полос ДНК как колориметрическими, так и хемилюминесцентными методами. Однако эффективное проведение таких реакций возможно только с фрагментами ДНК, сорбированными на поверхности какого-нибудь твердого носителя, а не находящимися внутри полиакриламидного геля. Чисто технические трудности переноса фрагментов ДНК из секвенирующего полиакриламидного геля на нейлоновые, нитроцеллюлозные или какие-то другие мембранные фильтры заметно сдерживали развитие этого подхода. Разработка специальных приборов для секвенирующего электрофореза с одновременным переносом выходящих фрагментов ДНК из нижнего среза геля на находящийся в соприкосновении с ним движущийся мембранный фильтр заметно упростила процедуру переноса (более подробно такие приборы вместе с особенностями переноса фрагментов ДНК, а также другие способы переноса рассмотрены в главе, посвященной электрофоретическому разделению секвенируемых фрагментов ДНК). [c.105]

Сам гелевый матрикс тоже не остался без изменения. Был предложен раствор геля HydroLink, имеющий целый ряд преимуществ перед стандартным полиакриламидным гелем, и мономеры которого к тому же менее токсичны по сравнению с акриламидом [Gelfi et al., 1990]. Этот гель характеризуется более высокой механической прочностью и химической стабильностью, позволяющей применять буферы с высоким pH. По существу, щелочные условия проведения секвенирующего гель-электрофореза, исключающие формирование у одноцепочечных фрагментов ДНК вторичной структуры без использования мочевины, позволили сократить время обращения с таким гелем перед этапом радиоавтографии за счет исключения необходимого ранее этапа ее удаления. Отсутствие мочевины в геле имеет также еще одно небольшое преимущество, заключающееся в более удобном нанесении препаратов ДНК в ячейки геля, чему обычно препятствует диффундирующая в буфер мочевина. Результатом применения такого геля стало большее количество (свыше 600) и более высокое качество читаемых полос ДНК с радиоавтографа геля. [c.173]

Один из способов идентификации нужного фермента среди многих компонентов, разделившихся в процессе электрофореза, состоит в специфическом окрашивании этого фермента. Естественно, такой способ можно применять только в тех случаях, когда электрофорез проводят в неденатурирующих условиях и, следовательно, он не пригоден для выявления ферментов после электрофореза в присутствии мочевины или ДСН. Кроме того, процедуру идентификации фермента следует проводить без предварительной фиксации белковых полос, и тем не менее используемые реагенты должны успеть продиффундировать в гель прежде, чем произойдет диффузия самого фермента. Наиболее удовлетворительные результаты дают те методы, в которых гель разрезается по толщине на тонкие пластины (рис. 9.6), благодаря чему полосы белков оказываются на поверхности и необходимость в длительной диффузии реагентов в гель отпадает. Лучше всего для этого подходят крахмальные или полиакриламидные (толстые) пластины после проведения простого гель-электрофореза, электрофореза в градиентных гелях н изоэлектрического фокусирования. [c.327]

Для проведения секвенирующего гель-электрофореза фрагментов ДНК, кроме специально изготовленной камеры, которая может быть весьма простой и способной только поддерживать стекла с залитым между ними гелем, даже не обеспечивая при этом отвод выделяющегося в процессе электрофореза тепла, необходим высоковольтный источник питания. Для эффективного разделения в полиакриламидном секвенирующем геле фрагментов ДНК подаваемое напряжение должно быть в пределах от 30 до 50 В на см длины геля и, учитывая его большой размер, источник питания должен обеспечивать стабилизацию напряжения не менее 2000 В. Для более эффективного разделения фрагментов ДНК и повышения общей производительности метода можно порекомендовать приобретение фабрично изготовленного прибора, в котором предусмотрено и определенное удобство заливки геля и дальнейшего обращения с ним, и равномерное распределение Джоулева тепла во время электрофореза, и комплект запасных спейсеров и гребешков. Выбор подобных аппаратов, включая автоматические секвенаторы ДНК, достаточно велик, но и их стоимость весьма существенна. Однако следует отметить, что для осуществления небольших проектов секвенирования ДНК не обязательно приобретать дорогостоящие автоматические секвенаторы (хотя в последнее время появились относительно недорогие модели, о которых речь пойдет в главе, посвященной автоматическому секвенированию ДНК). [c.181]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология