Центр субстратный

Данный простой пример приводит к интересным предположениям относительно механизмов ферментативных реакций. Происходит ли конформационное изменение субстратного тетраэдрического интермедиата пли остатка активного центра фермента Очевидно, для решения этой проблемы необходимы биоорганические модели. Такие модели, которые еще только будут созданы, дадут возможность определить механизм действия протеаз исходя из тетраэдрического интермедиата с относительно фиксированной конформацией. [c.252]

Влияние среды на гидрофобное взаимодействие активного центра химотрипсина с субстратами и ингибиторами. Исследование эффектов среды — это классический подход к изучению природы комплексообразования. В-приложении к химотрипсину результаты таких исследований подтвердили гидрофобный характер фермент-субстратных взаимодействий. [c.143]

Кроме активного центра различают еще два центра субстратный и аллостерический. Под первым понимают участок молекулы фермента, к которому присоединяется субстрат, подвергающийся ферментативному превращению, под вторым — участок молекулы фермента, в результате присоединения к которому того или иного низкомолекулярного вещества изменяется третичная структура белковой молекулы, а следовательно, и конфигурация активного центра, что сопровождается повышением или снижением каталитической активности. [c.116]

Кроме каталитического центра, образованного сочетанием аминокислотных радикалов или присоединением кофермента, у ферментов различают еще два центра субстратный и аллостерический (см. ниже, рис. 51). [c.99]

Допустим, что химическое превращение фермент-субстратного комплекса ХЕ РV протекает намного быстрее десорбции субстрата с активного центра, т. е. 1,внутр -1- В данном случае значение к определится скоростью диффузии субстрата к активному центру к л к- ) и процесс (2.1) фактически лишен специфики, которую в него вносит взаимодействие Е-Р (вернее, свободная энергия этой сорбции). Поэтому больший интерес вызывает обратное соотношение кон- [c.37]

Иными словами, термодинамическая предпосылка механизма сближения и ориентации реагирующих групп X и Y в комплексе XE-RY состоит в том, что замораживание молекулы субстрата (или также некоторых каталитических фрагментов активного центра) идет за счет свободной энергии сорбции E-R. Чтобы показать это, учтем, что образование фермент-субстратного комплекса можно представить в виде модели (см. 6 гл. I), в которой на первом этапе происходит остановка поступательного движения субстрата с одновременным замораживанием вращательных и некоторых других степеней свободы. Лишь после этого в собственном акте сорбции может реализоваться выигрыш свободной энергии гидрофобного и других видов взаимодействий (если они существуют), которую обозначим АО .внут р- Таким образом получим [c.56]

Как уже указывалось, в результате сорбции субстрата на ферменте субстратный карбонил оказывается расположенным вблизи нуклеофила активного центра (см. рис. 33). На стадии ацилирования головная группа ферментного нуклеофила — это гидроксил 5ег-195, взаимодействующий с имидазольной группой Н1з-57. Не исключено, что в реакции принимает участие карбоксильная группа Азр-102 (см. рис. 31) и все эти группы образуют систему с эстафетной передачей заряда [19, 37] [c.157]

Согласно теории индуцированного соответствия, выдвинутой Кош-ландом мл. [43, 44], в свободном ферменте (в отсутствие субстрата) каталитически активные группы X и X расположены так, что они не могут одновременно взаимодействовать с субстратным фрагментом Y (см. схему а на рис. 17, //). Энергетически менее предпочтительная, но каталитически активная конформация активного центра образуется лишь в фермент-субстратном комплексе (схема б). На образование ее тратится часть свободной энергии сорбции. [c.60]

Важная роль в ферментативном катализе отведена сорбции на активном центре боковых фрагментов субстратной молекулы, не претерпевающих в ходе реакции никаких химических изменений. Теоретический анализ двухцентровой модели химического взаимодействия, проведенный в гл. II, показал, что кинетическая роль подобного комплексообразования реагентов сводится фактически к стабилизации переходного состояния реакции и, тем самым, к понижению свободной энергии активации катализируемой реакции. В этом параграфе будут рассмотрены кинетические показатели некоторых неферментативных моделей, на примере которых удобно проиллюстрировать то, что реализация дополнительных взаимодействий реагентов за счет их боковых химически инертных групп действительно приводит к ускорению реакции. Это взаимодействие (типа E-R, см. схему 2.10) может быть электростатическим или гидрофобным, а также протекать с образова- [c.72]

С другой стороны, константа диссоциации фермент-субстратного комплекса Ks сохраняет постоянное значение при кислых и нейтральных значениях pH, но с дальнейшим увеличением pH она возрастает [13, 46]. Последнее объясняют тем, что правильная стереохимическая конформация активного центра обусловлена взаимодействием ионной пары (Asp-194)—СОО . .. " NHa — (11е-16), находящейся внутри ферментной глобулы (См. рис. 31). В результате депротонизации а-аминогруппы Пе-16 (с рКа — 8,5—9) происходит разрушение солевого мостика , что приводит к потере ферментом сорбционной способности. Это представление согласуется с данными рентгеновского анализа структуры кристаллического химотрипсина [17], однако ван<ность именно а-аминогруппы Пе-16 для катализа поставлена под сомнение в ряде работ ]47, 48]< [c.132]

Реакционная способность нуклеофила, действующего в фермент-субстратном комплексе. Для более детального обсуждения реакционной способности составного нуклеофила, действующего в активном центре, обратимся к механизмам, по которым силы сорбции субстрата на ферменте стабилизируют переходное состояние химической реакции. [c.162]

Нуклеофил в активном центре химотрипсина при отсутствии сорбционных фермент-субстратных взаимодействий. ................... 310-= fe ) [c.162]

Определение абсолютной концентрации активных центров фермента из кинетических данных. В предыдущих разделах была рассмотрена кинетика ферментативных реакций в условиях избытка субстрата по сравнению с ферментом ([S]q [Elg). Рассмотрим теперь случай, когда концентрация субстрата сравнима по величине с концентрацией. фермента ([Slg [Е] ), и выведем уравнение для скорости ферментативной реакции, протекающей по двухстадийному мез анизму при условии быстрого установления равновесия на стадии образования фермент-субстратного комплекса [c.232]

Кинетическая роль в химотрипсиновом катализе комплексообразования с активным центром а-ациламидиой субстратной группы [c.136]

Молекулы реаге 1Т0В (субстраты) и (1 ермснт подходят друг к другу. Молекулы субстратов присоединяются к активному центру фермента, образуя фермент-субстратный комплекс, в котором их функциональные группы удерживаются в нужном положении (рис. VII.1) [c.443]

Другой фермент — трипсин — эффективно катализирует гидролиз метиловых эфиров К-ацетилзамещенных -аминокислот типа НСН(МНС0СНз)С(0)0СНз также за счет сорбции гидрофобной субстратной группы Н на активном центре. Сравним кинетические харак- [c.44]

Наряду с катализом за счет свободной энергии сорбции (см. 1—4 этой главы) ферментативные реакции находят источник ускорения в том, что молекула субстрата подвергается химической атаке не одной каталитической группой (как это происходит в гомогенно-каталитических реакциях второго порядка), а сразу несколькими. Это связано с тем, что третичная структура белка позволяет сосредоточить в активном центре фермента значительное число электрофильных и нуклеофильных групп, таких как имидазольная, карбоксильная, сульфгид-рильная, аммонийная, фенольная и др. (см. гл. I), которые, как известно из гомогенного катализа, представляют собой общекислотные и общеосновные катализаторы. Именно поэтому в промежуточных фермент-субстратных комплексах в принципе возможна атака сорбированной субстратной молекулы по механизмам общего кислотноосновного катализа. [c.61]

В общем случае значение а — это характеристика сорбционной способности активного центра данного фермента. Если а <С 1 (как, например, в рассмотренном катализе (3-галактозидазой), то субстратная группа К, по-видимому, либо погружаетгя (переносится из воды) в органическую среду белка не полностью, либо связывание ее требует термодинамически невыгодных затрат на конформационное изменение структуры того или другого реагента. Гидрофобное ферментсубстрат-ное взаимодействие может быть термодинамически более выгодным, чем это предполагает простая экстракционная модель (где а= 1). В этом случае активный центр должен содержать локальный участок с относительно невыгодной поверхностной энергией пограничного слоя белок — растворитель например, с гидрофобными боковыми группами [c.44]

Из сказанного можно сделать вывод, что при гидрофобном фермент-субстратном взаимодействии типа Е-Н (схема 2,10) величина Д 5,ВНУ1Р (уравнение 2.19) принимает существенные значения даже при не слишком больших гидрофобных фрагментах Н. Так, для весьма распространенной в живой природе бензильной группы (встречающейся в молекулах производных фенилаланина) понижение свободной энергии активации, обусловленное погружением ее (переносом из воды) в гидрофобную среду активного центра (при образовании переходного состояния химической реакции), может составить величину вплоть до —7 ккал/моль (—29,4 кДж/моль) в зависимости от значения а с 2, которое реализуется в данной энзиматической системе. Это соответствует ускорениям реакции вплоть до 10 раз. [c.45]

Остановимся более подробно на катализе сериновыми протеазами. Эти ферменты отличаются лишь некоторыми деталями построения их активных центров, в частности, механизмом сорбции боковой субстратной группы (см. рис. 11). Обш,ее же в механизме действия этих ферментов — это сорбция а-ациламидного субстратного фрагмента при образовании им водородной связи с карбонильной группой полипептидной цепи фермента 23, 25] [c.47]

Образование водородной связи фермент — субстрат (пунктир) стабилизирует переходное состояние нуклеофильной атаки, что приводит к ускорению реакции (табл. 7). Соединения I, III и IV (не содержащие а-ациламидного фрагмента) лишь слабо отличаются по относительной реакционной способности их на активном центре фермента (см. примечание к табл. 7). В то же время наличие донора водородной связи в молекуле субстрата (а-ациламидный фрагмент) приводит к ускорению реакции на один (соединения П1 hV) или на два (соединения и II) десятичных порядка. Интересно отметить, что в случае субстратов VI и VII с жесткой (циклической) структурой наблюдаемое ускорение (110 раз) значительно превосходит эффект (16 раз), свойственный соединениям III и V с незакрепленной структурой. Можно полагать, что в последнем случае образование водородной связи фермент — субстрат накладывает более существенные энтропийные ограничения на подвижность (внутренние вращательные степени свободны) субстратной молекулы. Это и должно уменьшить (как уже было сказано) суммарный вклад комплексообразование E-R в ускорение реакции. [c.47]

Для объяснения этих фактов активный центр химотрипсина представляют обычно (в развитие идей школы Нимэнна [55, 64]) состоящим из участков, комплементарных по отношению к отдельным фрагментам молекулы специфического субстрата [7, 59, 65]. Движущая сила сорбции фрагмента К на ферменте — это гидрофобное взаимодействие. Фактически образование комплекса фермент — субстрат обусловлено тем, что боковая гидрофобная субстратная группа подвергается термодинамически выгодной экстракции из воды в органическую среду белка (см. 4—6 этой главы). Молекулярная модель активного центра была предложена Блоу с сотр. [66] на основании результатов рентгеноструктурного анализа кристаллического химотрипсина (см. рис. 9). Размеры гидрофобной полости в районе активного центра составляют (10—12) х(5,5—6,5)Х(3,5—4) А. Эти размеры достаточны, чтобы вместить боковую цепь триптофана или тирозина, но вместе с тем форма полости делает возможной только лишь одну, строго определенную ориентацию плоскости ароматического кольца. [c.134]

В итоге сорбционных взаимодействий между боковыми химически инертными группами субстрата и комплементарными участками активного центра происходит связывание субстратной молекулы на ферменте в положении, стереоспецифически ориентированном по отношению к нуклеофилу активного центра (как это показано на рис. 33). Силы сорбции стабилизируют тем самым переходное состояние реакции и приводят поэтому к ее ускорению (см. гл. II, схема 2.10). [c.135]

Механизм ускорения удалось вскрыть при исследовании температурной зависимости ферментативной реакции [70, 71]. На рис. 35 приведены активационные параметры стадии гидролиза для двух рядов ацилферментов (уравнение 4.6). Из этих данных видно,, что реакции гидролиза ацилхимотрипсинов, содержащих в субстратном остатке ту же самую группу К, протекают с почти одинаковой энтальпией активации. В то же время наличие в субстратном остатке а-ацетиламидной Труппы приводит к выигрышу в энтропии активации порядка 10—12 кал/моль/град (42—50,4 Дж/моль/град). Этот результат показывает, что активный центр выступает в роли энтропийной ловушки субстрата. Иными словами, энтропийный характер ускорения реакции, наблюдаемого в случае специфических субстратов, подтверждает представление о том, что сорбционное взаимодействие между а-ацил- [c.137]

Поскольку специфическое взаимодействие углеводородных субстратных фрагментов с активным центром химотрипсина гидрофобно (см. 2 и 4 этой главы), то специфический член S в уравнении (4.25) разумно представить в виде функции от показателя гидрофобности заместителя R. Таким параметром может служить константа я по Ганшу [105, 106], где я = IgP величина Р — это парциальный коэффициент распределения группы R между водой стандартным органическим растворителем (н-октанол) [см. уравнение (4.11)]. [c.149]

Ацилирование химотрипсина метиловыми эфирами а - -ацилзаме-щенных-/,-аминокислот. Характеристикой собственной (внутренней) реакционной способности составного нуклеофила активного центра будем считать константу скорости для некоторой модельной реакции, в которой боковые группы субстрата не принимают участия в сорбции на белке. Для того чтобы найти эту величину, проанализируем, как влияет изменение структуры отдельных субстратных фрагментов на общую скорость образорания ацилфермента [c.158]

Уравнение (4.27) означает, что величина специфического эффекта в скорости ферментативной реакции линейно возрастает с увеличением показателя гидрофобности я субстратной группы R. Это находится в резком диссонансе с данными по модельной реакции щелочного гидролиза этиловых [107—109] или л-нитрофениловых [110—112] эфиров тех же карбоновых кислот, где константа скорости второго порядка практически не зависит от длины алифатической цепи. В ферментативной же реакции с увеличением углеводородного фрагмента в субстратном остатке понижается свободная энергия активации примерно на —600 кал/моль (—2,5 кДж/моль) на каждую СНа-группу [что следует из (4.27)], если учёсть, что значение я для СНа-группы равно 0,5. Найденное значениеЛЛ <7 согласуется с величиной свободной энергии сорбции на активном центре алифатических соединений (см. 4 этой главы). [c.149]

Сравнивая уравнения (4.26) и (4.27), следует заключить, что гидрофобный специфический эффект в химотрипсиновом катализе сильно зависит от геометрии (пространственного строения) субстратной группы R (сравни коэффициенты при л в этих уравнениях). Наглядно это показано на рис. 42, где отложена величина специфического эффекта S от показателя гидрофобности я боковой субстратной группы R. Видно, что в общем случае специфический эффект проявляется при гидролизе лишь тех ацилферментов R—С(0)—Е, которые содержат в субстратном остатке нормальную (неразветвленную) алифатическую или фенилалкильную группу. Из этого следует, что гидрофобная полость в активном центре фермента, взаимодействующая с субстратной группой, представляет собой узкую щель ,в которую способна погрузиться только лишь линейная алифатическая или плоская арилалкильная углеводородная цепь молекулы субстрата. Геометрические свойства этой полости в активном центре не позволяют сорбироваться в ней разветвленным субстратным фрагментам. Во-вторых, наличие оптимума на кривой функции S—л (при п = 6, см. рис. 42, [c.149]

Эти результаты (см. рис. 42) интересно сопоставить с данными по структуре кристаллического химотрипсина.. Согласно Стейтцу и др. [66], гидрофобная полость в кристаллическом ферменте (см. рис. 9) действительно узка (3,5—4 A) и длина ее не превышает 10 A. Таким образом, рентгеновские исследования структуры кристаллического фермента [66] и кинетические исследования его субстратной специфичности в водном растворе [21] привели к взаимно согласующимся данным о геометрии активного центра химотрипсина. [c.150]

Гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие вносит важный вклад в специфичность химотрипсинового катализа (см. 2, 4, 5 этой главы). Это связано с тем, что составной нукЛеофил, входящий в активный центр фермента и принимающий участие в атаке сорбированной молекулы субстрата, расположен в поверхностном слое белковой глобулы [17—19, 66, 67]. Реакции, катализируемые химотрипсином, протекают таким образом вблизи поверхности раздела фаз вода — белок и сопровождаются термодинамически выгодным переносом (полным или частичным) гидрофобных фрагментов молекулы субстрата из одной среды (вода) в другую (белок). Свсбодная энергия такого рода гидрофобного взаимодействия, сопровождающего химическую реакцию между ферментом и субстратом, зависит от структуры субстрата, а также от геометрической конгруэнтности ее по отношению к активному центру (см. 5 этой главы). [c.150]

Конечно, такое поведение наблюдается лишь в известных пределах, которые зависят от геометрической конгруэнтности субстратной группы Н по отношению к активному центру (см. 5 этой главы). Отклонение значений Д 0 . иДО = от линейных зависимостей, наблюдаемое для производного глицина (со-едипенне /), обусловлено тем, что этот укороченный субстрат, не содержащий фактически углеводородной группы Я, связывается в комплексе Михаэлиса непродуктивно , см., например [7, 118]. [c.151]

Для более глубокого понимания механизма действия активного центра интересно Сравнить абсолютное значение стандартной свободной энергии образования ацилфермента (в отсутствие гидрофобного субстратного фparмeнta К) с аналогичной характеристикой какой-либо модельной (неферментативной) реакции. Процесс (4.31) представляет собой фактически переэтерификацию субстратной молекулы при участии серинового остатка 8ег-195. Для производного 01у (не содержащего углеводородной боковой группы Н) [c.153]

Наблюдаемому эффекту [уравнение (4.39)] трудно найти объяснение с помощью простой экстракционной модели (схема 4.18), где механизм гидрофобного фермент-субстратного взаимодействия представляет собой лишь перенос субстратного фрагмента Н из воды в невод-ную среду и, следовательно, выигрыш свободной энергии не может превысить величину АОэкстр-, Очевидно, механизм гидрофобного фермент-субстратного взаимодействия более сложный, чем (4.18). По-видимому, гидрофобная полость в активном центре фермента контактирует в свободном состоянии с водой и образование комплекса с субстратом КХ полностью или частично (в зависимости от размеров субстратной группы К) экранирует [c.154]

Такой процесс должен быть термодинамически более выгодным, чем (4.18), поскольку в него вносит свой вклад не только субстрат (за счет переноса гидрофобного фрагмента R из воды в органическую среду белка), но также и фермент, гидрофобная полость которого при взаимодействии с субстратом теряет термодинамически невыгодный контакт с водой [15, 116]. При условии полного вытеснения воды, из гидрофобной полости активного центра выигрыш свободной энергии гидрофобного фермент-субстратного взаимодействия должен быть по сравнению с (4.18) двойным и, следовательно, равным 2АСэкстр. [c.155]

В согласии с механизмом (4.40) субстратоподобный ингибитор действительно вытесняет из активного центра несколько молекул воды, как это было обнаружено при рентгеноструктурном анализе кристаллического химотрипсина [123]. Однако этот механизм не согласуется с данными по влиянию среды на гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие (см. 4 этой главы). Кроме того, механизм (4.40) противоречит тому, что двойной выигрыш свободной энергии экстракции реализуется лишь в переходном состоянии химической реакции [см. уравнение (4.39)], в то время как в комплексе Михаэлиса вклад гидрофобного фермент-субстратного взаимодействия меньше [см. уравнение (4.29)]. Иными словами, в химотрипсиновом катализе не вся потенциальная свободная энергия сорбции, которую предполагает модель (4.40), равная 2АСэкстр, реализуется в виде прочного связывания субстрата с ферментом. Из диаграммы, представленной на рис. 44, видно, что в комплексе Михаэлиса (или ацилферменте) реализуется в виде свободной энергии связывания E-R лишь инкремент свободной энергии сорбции, отражающий перенос субстрата из воды в неводное окружение (в среду белковой глобулы), равный АО кстр [см. также уравнение (4.29)]. Для объяснения этих фактов следует допустить, что гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие идет в две стадии 1) образование фермент-субстратного комплекса протекает по механизму (4.19), который не противоречит данным по солевому эффекту (на их основании он был и предложен), и термодинамические закономерности его согласуются с уравнением (4.29). Этот механизм также предполагает вытеснение нескольких молекул воды из [c.155]

Значительное специфическое влияние на скорость реакции (4.42) оказывает гидрофобное фермент-субстратное взаимодействие E-R (см. 2 этой главы). Весьма простая взаимосвязь структуры и реакционной способности существует для соединений, в которых углеводородная группа R имеет не слишком большие размеры и, следовательно, может полностью погрузиться в гидрофобную полость активного центра (см. 5 этой главы). В этом случае эффективность химотрипсинового катализа линейно возрастает с увеличением гидрофобности варьируемого субстратного фрагмента (см. рис. 43). Вклад гидрофоб- [c.158]

Отсутствие индукционного эффекта объясняется тем, что в данном ряду соединений при вариации заместителя R слабо изменяется как скорость щелочного гидролиза (в пределах фактора два ), так и величина рТСа соответствующих карбоновых кислот, или же, наконец, значение сг -фактора по Тафту — Ингольду для а-ациламидного заместителя (см. литературу к [129]). Отсутствие стерического эффекта, возможно, обусловлено тем, что химически инертный остов субстратной молекулы, будучи сорбированным и тем самым закрепленным в полости активного центра, либо вообще не вызывает затруднений для атаки ферментным нуклеофилом, либо дает стерический эффект, примерно одинаковый во всем ряду исследуемых соединений [c.159]

Реакционная способность молекулы воды, принимающей участие в гидролизе специфического ацилфермента (встроенной в активный центр N-aцeтил-L-фeнилaлaнилxимoтpип инa), близка к реакционной способности гидроксильного иона. Поэтому можно заключить, что в ацилферменте, содержащем специфический субстратный остаток, протон молекулы воды, встроенной в активный центр, смещен в сторону имидазола Н1з-57 практически нацело. [c.164]

Особого внимания заслуживает вывод (см. стр. 163), справедливость которого не ограничена никаким допущением. Напомним, что он непосредственно следует из того, что в случае специфического субстрата (метилового эфира М-ацетил-1-фенилаланина) константы скорости щелочного гидролиза и катализируемого ферментом водного гид-ррлиза (на скоростьлимитирующей стадии, /гз/55) практически совпадают (табл. 30). Поэтому можно считать, что роль химотрипсина как катализатора реакции гидролиза сводится к сорбции на активном центре химически инертных фрагментов субстратной молекулы с последующим использованием сил. сорбции для следующих действий 1) поляризации молекулы воды, встроенной в активный центр ацилфермента настолько, что она полностью депротонирована 2) жесткому закреплению (ориентации) субстратного карбонила по отношению к атакующему нуклеофилу (образовавшемуся гидроксильному иону), чтобы эффективная концентрация последнего достигла предельного для воды значения —55М. 1 [c.166]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология