Ацетилхолинэстераза холинэстераза

Следует напомнить об известных трудностях идентификации функциональных групп активных центров ферментов по величинам рК, полученным из изучения зависимости скорости реакции от pH. Во-первых, одна и та же группировка в белках разного строения может иметь неодинаковое значение рК из-за влияния соседних групп. Некоторую помощь в этом случае может оказать измерение теплоты диссоциации ионогенных групп, рассчитываемой по измерениям температурной зависимости рК. К сожалению, для холинэстераз эти термодинамические константы достаточно надежно не измерены. Согласно данным Шукудза и Шинода [122], теплоты диссоциации основной группировки ацетилхолинэстеразы эритроцитов и холинэстеразы сыворотки крови человека составляют соответственно 8,5 и 6,5 ккал1моль. Эти величины выше или ниже найденной для диссоциации имидазольной группы гистидина в других белках (6,9—7,5 ккал моль [123]). Если признать, что в обеих холинэсте-разах в качестве основной группировки активного центра выступает имидазол гистидина, то трудно понять столь существенное различие в величинах теплот диссоциации. Во-вторых, даже если измерение активности фермента при разных pH рассматривать в качестве своеобразного титрования функциональных групп активного центра, то полученные результаты нельзя безапелляционно считать отражением прямого участия этих групп в каталитическом акте. Можно представить, что ионы Н и ОН -среды выполняют свою функцию, вызывая не только протонизацию или депротонизацию функциональных групп активного центра, но также и более общую функцию создания и поддержания специфической для каждого фермента третичной структуры. Можно думать, что в создании третичной структуры фермента большую роль играют ионные связи между такими группировками, которые расположены вне активного центра и непосредственно не участвуют в реакции с субстратом. Такие ионогенные группировки при взаимодействии могут сближать друг с другом (или наоборот удалять друг от друга) определенные функциональные группы белка, которые непосредственно участвуют в каталитическом акте. Внешне эта непрямая роль кислотно-основных группировок фермента будет отражаться в форме обычной зависимости кинетических констант (и, V, Кт) от pH, но по существу такая зависимость не дает оснований для решения вопроса, является ли она следствием влияния pH на конформацию белка в районе активного центра или диссоциацию группировки, прямо участвующей в реакции с субстратами. [c.184]

В табл. 13 приведены основные данные для ацетилхолинэстеразы эритроцитов и нервной ткани различных животных. Константы Михаэлиса для ацетилхолинэстераз, как видно из данных этой таблицы, как правило, значительно ниже константы холинэстераз, что свидетельствует о большем сродстве ацетилхолина к ацетил-холинэстеразам. [c.158]

Как видно ИЗ приведенных рисунков, величина оптимума pH не столь типична для различения холинэстераз и ацетилхолинэстераз, как это иногда отмечалось в литературе. Во-первых, ацетилхолинэстеразы разного происхождения различаются в этом отношении между собой. Во-вторых, оптимум pH одного и того же фермента может зависеть от структуры субстрата. Так, например, если [c.180]

ХОЛИНЭСТЕРАЗА, см. Ацетилхолинэстераза. ХОЛОСТОЙ ОПЫТ (контрольный опыт), повторение процедуры хим. анализа в аналогич. условиях (с теми же реагентами, приборами и т. п.), но без анализируемого к ва. Проводят для определения поправки, к-рую необходимо вычесть из значения аналит. сигнала, измеренного при анализе исследуемого в-ва, чтобы получить правильный результат. Иногда поправку специально не определяют, а учитывают непосредственно в ходе измерений аналит. сигнала напр., в дифференц. спектрофотометрии р-р, полученный в X. о., используют в качестве р-ра сравнения. X. о., проведенный без анализируемого в-ва, не всегда позволяет найти правильное значение поправки, т. к. распределение определяемого компонента между фалами в разл. стадиях анализа может зависеть от содержания всех остальных компонентов. Флуктуации результатов X. о. определяют предел обнаружения вещества. Значения поправки X. о. зависят от чистоты реактивов и условий анализа. ХОНДРОИТИНСУЛЬФАТЫ, сульфатированные муко-полисахариды. Входят в состав соединит, тканн животных (хрящей, сухожилий). Углеводные цепи X. (см. ф-лу) по- [c.665]

Обращает на себя внимание, что значения Кт в случае ацетилхолинэстеразы колеблются в значительно болеем интервале, чем в случае холинэстеразы. Объясняется это, по-видимому, более сложной кинетикой действия ацетилхолинэстераз и большим влиянием условий реакции на Кт- [c.158]

Во-вторых, при исследовании ацетилхолинэстераз нервной ткани не исключено, что в неочищенных ферментных препаратах могут быть примеси холинэстеразы, также катализирующей гидролиз ацетилхолина. В этом случае результаты измерения Кт при применении низких концентраций ацетилхолина, когда активность примесей холинэстеразы незначительна, также более достоверны. Видимо, этими причинами объясняется то, что величины/Ст, полученные в работе [75], приблизительно в 200 раз выше, чем в работе [77]. Вероятно, значения Кт порядка 10 М наименьшие из всех известных для холинэстераз, что свидетельствует о наибольшем сродстве естественного субстрата к ферменту нервной ткани. Это вполне понятно с точки зрения физиологического значения ацетилхолина и ацетилхолинэстеразы для функций нервной системы. [c.159]

На основании результатов исследования зависимости скорости гидролиза ацетилхолина (при его нескольких концентрациях) от концентрации ингибитора были рассчитаны константы ингибиторов Ki) для тетраметил- и тетраэтиламмония. В качестве ферментов использовались частично очищенные препараты холинэстеразы сыворотки крови лошади и ацетилхолинэстеразы бычьих эритроцитов. [c.188]

Как следует из полученных данных, значительные изменения в структуре фермента должны происходить при взаимодействии с ионом тетраметиламмония, имеющим большее сходство с ацетилхолином, чем ион тетраэтиламмония. Видно также, что эти изменения в большей мере выражены для холинэстеразы сыворотки крови, чем для ацетилхолинэстеразы эритроцитов. [c.191]

При измерении констант скорости взаимодействия ингибиторов Гд-7 и Гд-42 (см. стр. 219) с холинэстеразой сыворотки крови лошади и ацетилхолинэстеразой эритроцитов было установлено, что антихолинэстеразная активность ингибиторов, не содержащих катионной группы, в отношении обоих типов эстераз примерно одинакова (табл. 30). Появление катионного центра в молекуле ингибитора увеличивает реакционноспособность в различной степени. В случае холинэстеразы активность увеличивается в 160 раз, в случае ацетилхолинэстеразы — в 3500 раз (табл. 30). [c.222]

Ацетилхолин и ионы тетраалкиламмония, как было показано выше, образуя комплексы с холинэстеразами, вызывают существенное уменьшение энтропии. Если это связано с созданием более стабильной конформации белковой молекулы, то можно ожидать защитный эффект соединений этого типа против тепловой инактивации. Эксперименты подтверждают такое предположение. На рис. 53 и 54 показано защитное действие тетраметиламмония (ТМА) и тетраэтиламмония (ТЭА) при тепловой инактивации ацетилхолинэстеразы эритроцитов (рис. 53) и холинэстеразы сыворотки крови (рис. 54) (очищенные препараты ферментов). Тепловая инактивация проводилась при pH 7,5 в течение 20 мин. в отсутствие ионов тетраалкиламмония, а также в их присутствии в разных концентрациях (показаны на оси абсцисс). Для выяснения специфичности действия аналогичные опыты проводились с КВг (в тех же концентрациях). Температура инактивации ацетилхолинэстеразы 51, холинэстеразы— 58° С. Замечено, что ацетилхолинэстераза менее термоустойчива, чем холинэстераза 50%-ная инактивация достигается соответственно при 49 и 56,5° С. [c.192]

Несомненно, что анионная группировка в активном центре ацетилхолинэстеразы играет более важную роль, чем в холинэстеразе при каталитическом действии фермента, и, как будет показано дальше, это проявляется не только в случае обратимых ингибиторов. [c.194]

По-видимому, дело не только в числе анионных групп, а в различиях конформации активных центров холинэстеразы и ацетилхолинэстеразы. [c.194]

Причины такой избирательности не вполне выяснены. По-видимому, одна из причин — более высокая скорость метаболизма карбаматов с образованием нетоксичных продуктов у позвоночных животных, особенности у млекопитающих, по сравнению с насекомыми. Не исключено, однако, что второй причиной может быть различная реакционноспособность карбаматов в отношении холинэстераз нервной системы насекомых, поскольку в основе инсектицидного эффекта и токсического действия на млекопитающих лежит угнетение ацетилхолинэстеразы. [c.198]

Следует отметить, что энергия активации реакции обоих ингибиторов с ацетилхолинэстеразой в 2,5 раза ниже энергии активации взаимодействия с холинэстеразой. Однако такое снижение энергетического барьера не сопровождается соответствующим увеличением скорости реакции, вследствие того, что абсолютное значение предэкспонента для реакции с ацетилхолинэстеразой на четыре порядка ниже, чем для реакции с холинэстеразой. [c.223]

Концентрация ( H,)i N+, М Ацетилхолинэстераза эритроцитов Холинэстераза сыворотки крови [c.225]

Ю. С. Каган и Ю. И. Кундиев (1961) для суждения о скорости всасывания через неповрежденную кожу кроликов меркаптофоса и его изомеров, препаратов М-74 и М-81 исследовали активность холинэстеразы крови сыворотки (ХЭ-сыворотки) и ацетилхолинэстеразы эритроцитов (АХЭ-эритроцитов). Установлена определенная зависимость степени угнетения холинэстера-.зы и последующего восстановления активности фермента от величины дозы препарата. При нанесении меркаптофоса на кожу в дозе 5 мг/кг резкое снижение активности холинэстеразы отмечено ун е через 1 ч, максимума оно достигало на 2-й день опыта, а затем начиналось постепенное восстановление. С увеличением дозы ФОИ, нанесенного на кожу, повышалась степень угнетения фермента и длительность периода восстановления его. [c.63]

Используя полное уравнение, можно определить Ка и Къ при низких концентрациях субстрата, в то время как при высоких его концентрациях можно определить К п и К ъ- Знание этих констант диссоциации позволяет проникнуть в природу групп в комплексе и свободном ферменте на основании этих данных можно определить, какие группы подвергаются влиянию комплексообразования, и поэтому получить некоторые сведения о группах, являющихся активными при образовании комплекса с субстратом. Лэйд-лер [62[ составил таблицу данных, показывающих влияние на величину К комплексообразования, протекающего по тем местам молекулы, которые подвергаются ионизации, и, кроме того, связывающих эти эффекты с изменениями скорости и константы Михаэлиса при изменении pH. Там, где такие сведения оказываются непол ными, иногда для вычисления Ка или Къ можно воспользоваться методом, предложенным Диксоном (381. Сведения о группах, участвующих в комплексообразовании, были получены для взаимного превращения ионов фумаровой и малеиновой кислот в присутствии фумаразы [63J, для гидролиза сахарозы в присутствии сахаразы [64[, для гидролиза ацетилхолина при наличии холинэстеразы и ацетилхолинэстеразы [65[ и для окисления 2-амино-4-оксиптеридина в присутствии ксантиноксидазы [38]. [c.135]

При остром отравлении — одышка, хрипы, нарушение координации движений, сужение зрачков, судороги, понос, падение, а затем повышение кровяного давления, нарушение сердечной деятельности, парез задних лап, гибель в течение суток, при подостром — эритропения и лейкоцитоз. При введении дробленого тиоцианата натрия — повышение активности транса миназ и угнетение ацетилхолинэстеразы эритроцитов и холинэстераз сыворотки крови, увеличение содержания сахара и остаточного азота в крови. Максимальное содержание тиоцианатов в крови через сутки после отравления. На вскрытии— поражение слизистой тонкого кишечника, печени, почек, селезенки, отек легких. При повторном введении крысам и кроликам МНаЗСЫ и К5СМ по 0,5 мг/кг — снижение содержания холестерина в крови, нарушение функции печени, почек. Характерна способность тиоцианатов угнетать щитовидную железу. Многие симптомы их хронического воздействия объясняются недостатком гормонов. Патоморфологически — дистрофические изменения в печени, почках, сердце, слизистой желудка, кишечника, атрофия [c.353]

По мере исследования холинэстераз для них предлагались разнообразные различительные названия псевдохолинэстеразу называли неспецифическая холинэстераза (на основании того, что гидролиз ацетилхолина для нее не является специфической функцией в физиологическом смысле), бутирохолинзстераза, или бутирил-холинэстераза (на основании того, что эфир холина и масляной кислоты подвергался наиболее быстрому гидролизу по сравнению с эфирами других кислот), 5-холинэстераза, холинэстераза П, сывороточная холинэстераза. Истинной холинэстеразе присваивались наименования специфическая холинэстераза, ацетохолинэстераза, или ацетилхолинэстераза, е-холинэстераза, холинэстераза I. [c.141]

В связи с этим в настоящее время Комиссия по ферментам Международного биохимического союза при введении единой классификации и номенклатуры ферментов [30] отказалась от употреблявшихся ранее названий холинэстераз и приняла новые систематические наименования. Для фермента, физиологическое назначение которого состоит в гидролизе ацетилхолина, введено наименование ацетилгидролаза ацетилхолина (КФ 3.1.1.7). Для него может применяться тривиальное (рабочее) название ацетилхолинэстераза (ранее введенное Нахманзоном). Ферменту, катализирующему гидролиз не только ацетилхолина, но также эфиров холина и других карбоновых кислот, присвоено систематическое наименование ацилгидролаза ацилхо- [c.141]

При этом необходимо иметь в виду, что, работая с неочищенными ферментными препаратами (гомогенатами или экстрактами мозга, мышц и т. д.) и используя в качестве субстрата ацетилхолин, исследователь не имеет возможности различить холинэстеразу и ацетил-холинэстеразу и определяет суммарную скорость реакции, связанную с действием обоих типов фермента. Для изучения свойств отдельных ферментов необходимо их препаративное разделение с соответствующим контролем индивидуальности. В практике работы принято использование специфических субстратов, расщепляющихся одним и не расщепляющихся другим типом фермента, либо использование специфических ингибиторов. В последнем случае, если ингибитор избирательно тормозит действие] одного из ферментов, можно в качестве субстрата использовать ацетилхолин. Для измерения активности ацетилхолинэстеразы в присутствии холинэстеразы принято использование в качестве субстрата ацетил-Р-метилхолина для измерения активности холинэстеразы — бутирилхолина. [c.142]

Некоторые из методов применения хромогенных субстратов холинэстераз описаны в обзоре Августинссона [31]. После опубликования этого обзора описано несколько методов, представляющих интерес с точки зрения ферментативной кинетики. Так, Креймер и Джеймсон [63 показали, что гидролиз индофенилацетата катализируется ацетилхолинэстеразой эритроцитов, причем в результате реакции слабо окрашенный в желто-оранжевый цвет эфир превращается в сильно окрашенный в синий цвет индофенолят (при щелочных значениях pH) [c.155]

Путем измерения окраски образующегося индофенолята при помощи спектрофотометра или электрофотоколориметра можно определять активность фермента. В дальнейшем был описан синтез большого ряда эфиров замещенных фенолиндофенолов, исследованы их строение и каталитическая активность холинэстераз в реакциях гидролиза этих эфиров [64—66]. При этом установлено, что незамещенный индофенилацетат гидролизуется как холинэстеразой, так и ацетилхолинэстеразой примерно с одинаковой скоростью. [c.155]

Для измерения молекулярной активности ацетилхолинэстеразы нервной ткани нами был применен метод титрования каталитических центров ингибитором Гд-42 (формула II, стр. 166). Этот ингибитор обладает высокой реакционноспособностью по отношению к ацитил-холинэстеразе нервной ткани (бимолекулярная константа скорости реакции в присутствии ацетилхолина 10 —10 л моль-мин). Высокая скорость реакции при низких концентрациях Гд-42 характеризует выраженную специфичность этого соединения по отношению [c.169]

Новый кинетический метод для определения концентрации каталитических центров ацетилхолинэстеразы применили Уилсон и Гаррисон [105]. Метод основан на исследовании скорости взаимодействия фермента с диметилкарбамилфторидом (формула VI), который аналогично фосфорорганическим соединениям ангидридного строения ингибирует холинэстеразы ацилируя их активные центры. [c.172]

Такой результат был получен Шукудза [112] для ацетилхолинэстеразы эритроцитов и ацетилхолина в качестве субстрата. В одной из наиболее обстоятельных работ по изучению влияния температуры на кинетику действия холинэстераз Уилсон и Кабиб [78] также нашли, что Кт для ацетилхолинэстеразы электрического органа угря не зависит от температуры (табл. 18). [c.174]

Оказалось, что зависимость Кт от температуры отличается от зависимости, обнаруженной Уилсоном и Кэбибом [78], а также Шукудза [114] для ацетилхолинэстеразы, и определяется природой субстрата. В случае гидролиза ацетил-Р-метилхолина, Кт не зависит от температуры. Для ацетилхолина и бензоилхолина/Ст незначительно растет с температурой, в то время как при расщеплении наиболее специфического для холинэстеразы субстрата — бутирил- [c.177]

Исследование кинетики ингибирующего действия четвертичных солей алкиламмония позволило установить различия в свойствах холинэстеразы и ацетилхолинэстеразы. Первоначально на основании, по-видимому, ошибочных экспериментальных данных Адамс и Уиттекер [133] сделали заключение, что активный центр холинэстеразы сыворотки вовсе не содержит анионной группировки, в то время как в ацетилхолинэстеразе она имеется. Однако Бергман и Вурцель [127] в результате подробного изучения влияния ионов тетраэтиламмония и других ингибиторов на активность холинэстеразы плазмы показали, что последняя содержит анионную группировку. Блокирование этой группировки приводит к снижению каталитического эффекта. Интересно, что четвертичные соли алкиламмония тормозили ферментативный гидролиз не только катионных субстратов типа ацетилхолина, но также и субстратов, не содержащих катионного центра, например, алкилгалогенацетатов или ди-ацетина. Очевидно, такой эффект солей тетраалкиламмония связан с их влиянием на конфигурацию активной поверхности белковой молекулы. [c.193]

В связи с противоречивыми результатами, полученными в работах [127, 133, 134] Бергман и Сегал [128] предприняли более подробное исследование ферментов обоих типов и действия на них моночетвертичных и бесчетвертичных солей алкиламмония. На основании измерения величин /50, пропорциональных Кг, авторы рассчитали величины ААР при увеличении длины молекулы СНз (СН2) Ы (СНз)з на одну (СНг)-группировку. Далее удалось рассчитать величину Кг для единичного заряда при взаимодействии с активными центрами холинэстеразы и ацетилхолинэстеразы и по уравнению Бренстеда-Христиансена вычислить расстояние максимального сближения ингибитора и фермента, придавая отрицательному заряду холинэстераз значения — 1 и —2. [c.193]

Расчеты показали, что холинэстераза имеет в активном центре одну анионную группировку (заряд = —1), а ацетилхолинэстераза — две (заряд = —2). Однако исследованиями Шукудза и Шинода [122] установлено, что действие, например, тетраэтиламмония на оба типа холинэстераз характеризуются близкими кинетическими и термодинамическими константами. Так, значения рК/ для холинэстеразы сыворотки крови и эритроцитов равны 3,88 и 3,91, а теплота диссоциации комплексов фермент-ингибитор—6,0 и 6,5 ккал моль. На основании полученных данных авторы приходят к выводу [c.194]

Приведенные представления и результаты исследования кинетики действия карбаматов на ацетилхолинэстеразу показывают, что определение величины для таких ингибиторов, исходя из зависимости активности фермента от концентрации ингибитора, необоснованно. Это очень отчетливо можно проиллюстрировать результатами исследования кинетики ингибирования двух типов холинэстераз серией производных карбаминовой кислоты [75]. [c.198]

Н. А. Лошадкина, М. А. Чистовой и И. Л. Кнунянца [153] при исследовании кинетики ингибирования ацетилхолинэстеразы нитрофе-нилфосфатами и нитрофенил-фосфонатами не наблюдалось линейной зависимости между Еоф заместителей у атома фосфора и константой скорости ингибирования фермента. В то же время гидролиз этих соединений лучше описывается корреляционными уравнениями при использовании 0ф [153]. По-видимому, в ингибировании холинэстераз существенно большее значение, чем в более простых реакциях (например, гидролиза), имеют стерические затруднения. Бесспорно, немалую роль в этом отношении играет и то, что при взаимодействии с ферментами, в реакции участвуют одновременно несколько атомных групп как активного центра, так и ингибитора. [c.213]

Заметим, что аналогичные результаты получаются при исследовании кинетики каталитического расщепления субстрата холинэстеразами. Энергия активации гидролиза ацетилхолина в случае холинэстеразы составляет 6,5 ктл1моль и в случае ацетилхолинэстеразы — 2,8 ккалЫоль. Однако такое существенное снижение энергетического барьера не сопровождается адэкватным увеличением скорости реакции (см. стр. 163). Эти данные свидетельствуют [c.224]

Для выяснения этого вопроса проводилось исследование кинетики ингибирования холинэстеразы сыворотки крови и ацетилхолинэстеразы эритроцитов тремя ФОС в присутствии тетраметиламмония и тетраэтиламмония [170]. При этом были взяты два необратимых ингибитора, которые должны взаимодействовать лишь с нуклеофильной группировкой активных центров эстераз — соединение Гд-7 (XXVI) и диизопропилфтор-фосфат (ДФФ) (XXXIII) [c.224]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология