АТФазы липиды

Структурная основа различий между этими вариантами неизвестна в пользу их существования говорят пока только кинетические данные. Данные об общей структуре АТФаз дают основание думать, что в основе образования функциональных вариантов могут лежать какие-то изменения в ферментном белке или связанном с ним липиде, необходимом для ферментативной активности. [c.150]

Функциональное значение аннулярных липидов обычно интерпретируют, исходя из экспериментальных наблюдений, согласно которым большая активность белков проявляется в менее вязком липидном окружении. Это показано, например, для цитохром-с-оксидазы, встроенной в искусственные липидные мембраны разного состава, или в случае АТФаз в мембранах ауксотрофных микроорганизмов. [c.59]

Возникает вопрос о причинах нелинейности температурной кривой активности Н -АТФазы в диапазоне 5—40 , в частности, о природе перегиба при 16—18. Наличие подобного перегиба на графиках температурной зависимости ферментативных процессов рассматривается как результат конформационного перехода ферментной системы в состояние соответственно с низкой или высокой каталитической активностью [28, 116, 583]. При этом триггером такого конформационного перехода в случае мембраносвязанных ферментных систем нередко выступают термотропные изменения в структуре их липидного окружения [116, 612]. Поскольку транспортная Н+-АТФаза плазмалеммы высших растений является мембраносвязанной ферментной системой, причем весьма чувствительной к состоянию липидного окружения [196, 342, 460, 511, 513, 617], можно было предполагать, что причиной перегиба при 16—18 на температурной кривой ее активности у тыквы является конформационный переход, инициированный структурной перестройкой мембранных липидов. В пользу такого,предположения косвенно свидетельствовал показанный в опытах с постепенным охлаждением и последующим нагреванием в интервале 23—11 гистерезис температурной зависимости Ер клеток стебля тыквы [211], сопровождавшийся несовпадением температур перегиба на кривых для этапов охлаждения и нагревания (см. рис. 16). [c.70]

Изменения в функционировании мембраносвязанной Na% К+-АТФазы в УФ-облученных мембранах, предварительно модифицированных фосфолипазой D, являются, по-видимому, результатом изменения конформационного состояния аннулярных липидов, нарушения белок-липидных взаимодействий, ответственных за проявление каталитической активности фермента. [c.172]

Это означает, что гидрофобное окружение белков не обязательно должно быть специфическим. Изучение подвижности аннулярных липидов в мембранных препаратах Са-АТФазы показало, что вокруг белка не существует долгоживущего слоя липидов, по крайней мере при температуре выше 7 кр, необходимой для функционирования мембранных ферментов теплокровных. Время обмена прочно связанных липидов с соседними молекулами составляет величину порядка —10 с это несоизмеримо меньше продолжительности одного ферментативного цикла. Следовательно, аннулярные липиды могут многократно обмениваться с общей липидной фазой уже в течение одного реакционного цикла и на его ход влиять не могут. [c.43]

Спланируйте эксперимент, из которого можно оценить, как липиды контролируют активность олигомерных мембранных АТФаз. [c.117]

Белки мембран представляют собой ферменты. В мембранах обнаружена АТФаза, пенициллиназа, НАДН-дегидрогеназа, лак-татдегидрогеназа и ряд цитохромов а, ау, а , аз, Ь[, Ь, с. Выявлены также транслоказы, фосфатазы и другие ферменты. Липидные компоненты мембран представлены в основном фосфолипидами— Ы-фосфатидилглицерином и фосфатидилэтаноламином. Реже встречаются другие фосфолипиды — фосфатидилинозит и фосфатидилхолин. Кроме того, в мембранах содержатся липо-аминокислоты. Особенностью бактериальных липидов по сравне-нению с липидами других организмов является отсутствие стероидов. Количество насыщенных и ненасыщенных жирных кислот в липидах разных бактерий различно. Общее содержание липидов в мембранах достигает 30%. В мембранах бактерий выявлены каротиноиды, хиноны, гликолипиды, полисахариды и даже нуклеиновые кислоты. [c.25]

Эстрогены и прогестерон как бы взаимодополняют регуляторное влияние на обмен веществ, рост и развитие тканей и органов. Как правило, эффекты прогестерона возможны на фоне предварительного воздействия на ткани эстрогенов. Механизм действия этих проникающих в клетку гормонов связан с усилением матричного синтеза белков. Так, например, эстрогены в печени усиливают синтез ряда специфических белков белков-переносчиков стероидных и тироидных гормонов, факторов свертывания крови И, VII, IX, X, субстрата ренина — ангиотензиногена, ЛПВП, ЛПОНП. Для эстрогенов характерны анаболический эффект и положительный азотистый баланс. Как индукторы ферментов они активируют гликолиз, пентозофосфатный путь (восстановительные синтезы) ускоряют обновление липидов и выведение холестерина (атеросклероз реже развивается у женщин). Эстрогены оказывают тормозящее действие на Na , К+-АТФазу, в результате чего возникает деполяризация мембран миометрия, повышающая его возбудимость и сократимость. Тормозящее действие прогестерона связано со стойкой деполяризацией мембран миометрия, в результате чего он не реагирует на медиаторы. [c.409]

Белок-белковые взаимодействия в мембранах характеризуются высокой специфичностью и проявляются в виде обратимой внутримембранной агрегации мембранных белков, которая сопровождается изменением функциональной активности всей системы. При температурах ниже температуры фазовых переходов липидов белки находятся в агрегированном состоянии, а при температурах выше фазовых переходов — в диспергированном состоянии. Считают, что это происходит вследствие выталкивания белковых молекул из упорядоченной гелевой фазы. Степень диспергированности белков в мембране контролируется фазовым состоянием липидов. Имеются данные, свидетельствующие о том, что при частичном удалении липидов из мембраны происходит усиленная агрегация белков, а при введении в мембрану небольших количеств детергента наблюдается диссоциация олигомерных молекул, например, Са -АТФазы. [c.61]

Так с помош ью спектроскопии с переносом насьщения была исследована динамика Са-АТФазы в мембранах саркоплазматического ретикулума и протеоли-посомах, что позволило выявить связь конформационной подвижности белка с его АТФазной активностью, показать, что внутримолекулярная подвижность и активность Са-АТФазы зависят от природы ассоциированных с этим белком липидов. [c.281]

В результате перекисного окисления липидов происходят изменения свойств таких мембранных белков, как транспортные Са -АТФаза, Ма /К+-АТФаза, цито-хромы Р-450, 5, с, глюкозо-6-фосфатаза, моноаминоксидаза, фосфолипаза, родопсин. В основе модифицируюш его действия лежит обеднение микроокружения белков полиеновыми фосфолипидами, образование межмолекулярных сшивок за счет взаимодействия со вторичными продуктами перекисного окисления, окисление 8Н-групп, снижение термоустойчивости белков. [c.66]

Рассмотрим теперь гипотетические схемы обмена ионами. На рис. ХХП.З изображена последовательность превращений функционального димера Ма , К+-АТФазы, основанная на конформационных превращениях и обмене ионов Ма и К в полости белка. Ионообменная полость открывается с внутренней поверхности мембраны, а внешний вход в эту полость (канал) закрыт гидрофобным контактом липидов и белков. Гидролитический центр расположен на большой субъединице с внутренней стороны мембраны. Большой а-полипептид пронизывает мембрану, а гликопротеин (малая -субъединица) расположен на ее наружной стороне. В исходном состоянии ионообменные полости субъединиц могут заполняться катионами только из примембранных слоев. Эти полости, как предполагается, из-за стерических затруднений могут вмещать три иона Ма и лишь два иона К. [c.155]

Судя по представленной на рис. 18 кривой, характеризующей изменение степени зксимеризации пирена в плазматических мембранах тыквы в диапазоне 5—40. ее величина с повышением температуры существенно нарастает, т. е. вязкость липидного матрикса мембран вследствие разжижения заметно снижается. При этом в области 16—18 на кривой имеет место перегиб, свидетельствующий о протекании в липидах резкой структурной перестройки, которая, как можно ожидать, посредством липид-белковых связей вовлекает электрогенный -насос в сферу своего влияния. На реальность протекания такой структурной перестройки липидов при 16—18 указывают и данные, полученные в опытах с МБА [1901. Из характера представленной на рис. 18 кривой также следует, что резкие термотропные изменения в мембранных липидах происходят и вблизи 32. Вполне вероятно, что структурная перестройка липидов при 32 соответствует той стадии снижения вязкости липидного окружения Н -АТФазы при повышении температуры, которая является неблагоприятной для поддержания высокой каталитической активности фермента и приводит к его прогрессивно нарастающей инактивации. [c.71]

Изменения, объединенные в рамках данной последовательности, весьма неодинаковы по той роли, которую они играют в процессе генерации ПД. Так, термотропная структурная перестройка в липидном матриксе возбудимой мембраны выполняет, по-видимому, роль триггера последующей цепи изменений. В то же время электрогенный насос, представленный Н -АТФазой [215], можно рассматривать как преобразователь энергии термотропных структурных изменений липидов мембраны в электрическую форму — сдвиг Е до уровня порога возбуждения. Таким образом, благодаря именно электроген-ному насосу осуществляется в данном случае этап пороговой деполяризации. [c.163]

Данные, касающиеся кооперативных взаимодействий между ионными центрами и гидролизующими субстрат участками, служат основой для представлений о том, что Ка" ", К -АТФаза не только структурно организована, но и использует взаимодействия между протомерами для регуляции их активности. При этом величины коэффициента Хилла n по ионам-активаторам отражают взаимодействие между ионными центрами, локализованными на каждом протомере, а по субстрату — взаимодействие между протомерами. Чувствительность по АТР к фазовому состоянию мембранных липидов подтверждает, что эта величина отражает взаимодействие разных протомеров АТФазного комп- [c.46]

Таким образом, на современном уровне знаний Ма , К -АТФаза представляется олигомером, в котором взаимодействие между протомерами выражено сильнее, чем между глобулами белка и его липидным окружением. Количество протомеров в таком комплексе определяется, по-видимому, той конформацией белка, которую ему диктует липидное микроокружение. Сами взаимодействия между протомерами контролируются липидами. Показано, что взаимодействия между протомерами фермента в процессе гидролиза АТР не остаются постоянными доля крупных ассоци-атов АТФазы возрастает на стадии взаимодействия ее с ионами калия, а подвижность этих ассоциатов в мембране резко увеличивается при связывании АТР. [c.49]

В ТО-е гг. первым исследованием упаковки липидов вблизи мембранного белка в небольпаих временных интервалах (< 10 с) было определение подвижности спин-меченной жирной кислоты в реконструированной системе цитохромоксидаза — эндогенные митохондриальные фосфолипиды методом ЭПР. В дальнейшем подобные эксперименты проводились с использованием цито-хромоксидазы и цитохрома и липидных бислоев, содержаш их грамицидин А, а также мембраны микросом печени крысы, эритроцитов, вирусов Синдбис и везикулярного стоматита. Было показано, что значительная часть липидов в этих мембранах иммобилизована за счет белок-липидных взаимодействий. Количество иммобилизованных липидов при температурах 20—40 °С составляет примерно 0,2 мг на 1 мг белка (47 молекул фосфолипидов на белковый комплекс) цитохромоксидазы, что соответствует приблизительно одному слою липидов вокруг белковой глобулы. Примерно такое же количество (45—90) молекул иммобилизуется за счет взаимодействия с Са -АТФазой саркоплазматического ре-тикулума. Понижение температуры может приводить к возрастанию количества иммобилизованных липидов в 2—3 раза. [c.59]

Противоречивые данные получены также при исследовании избирательности связывания белков с различными фосфолипидами. Так, селективность взаимодействия фосфолипидов, несущих определенные полярные группы, была выявлена для родопсина, На+, К -АТФазы из 8диа1из a antus, цитохром-с-оксидазы, Са +-АТФазы. Вместе с тем многочисленные эксперименты по реактивации выделенных мембранных ферментов путем добавления экзогенных липидов и детергентов показали, что в большинстве случаев не существует специфических белок-липидных взаимодействий, обеспечивающих ферментативную активность разные типы липидов могут одинаково влиять на функционирование мембраносвязанных белков. Несмотря на то, что взаимодействие липидов с интегральными белками носит в основном гидрофобный характер, электростатические силы связывания заряженной гидрофильной части белковой молекулы и полярных групп окружающих липидов могут существенно влиять на характер липидного микроокружения белка. Кроме того, для активирующего действия липидов по отношению к некоторым мембранным ферментам важны такие факторы, как степень подвижности ацильных цепей и способность липидов образовывать мицеллы. По-видимому, сродство разных липидных молекул к белкам мембраны определяется не спецификой белков, а спецификой липидных молекул. [c.60]

По современным представлениям, Ма , К -АТФаза является типичным липидзависимым ферментом для формирования его функционально-активной конформации необходимы кислые липиды. Показано, что мембранные гликолипиды, локализованные преимущественно в наружной половине бислоя, обеспечивают правильную ориентацию Ма , К -АТФазного комплекса относительно плоскости мембраны (т.е. они отвечают за проявление векторных свойств фермента). Вместе с тем остается неясным, какова специфическая роль мембранных фосфолипидов в обеспечении транспортной функции Ма, К -АТФазы. По-видимому, функционирование центров связывания нуклеотидов и катионов на молекуле фермента не зависит от липидов, тогда как для осуществления конформационных перестроек в ферментном белке важна его связь с мембранными липидами. Кривые, описывающие зависимость ферментативной активности от концентрации липида, имеют сигмоидную форму, что свидетельствует о кооперативном характере связывания липидов с белком. Однако абсолютная потребность фермента в тех или иных фосфолипидах (или их полярных головках) экспериментально не доказана. Так, опыты по ферментативному превращению одних фосфолипидов в другие (например, фосфатидилсерина в фосфатидилэтаноламин) в препаратах мембраносвязанной Ка" , К+-АТФазы показали, что фермент может функционировать без отрицательно заряженных фосфолипидов, но с уменьшением молекулярной активности. [c.92]

Получены данные, свидетельствующие о том, что липиды, создающие микроокружение Ма" , К+-АТФазы в биомембранах, характеризуются сравнительно низкими энергиями взаимодействия с ферментом. Существует мнение, что Ыа , К+-АТФаза не имеет аннулюса в традиционном понимании этого термина. Вместе с тем исследования с использованием ЭПР-спектроскопии спин-меченных фосфолипидов показали, что фермент оказывает существенное влияние на фосфолипидный состав ближайшего микроокружения в мембране, преимущественно связывая отрицательно заряженные фосфолипиды. Оказалось, что сродство Ма" , К -АТФазы к отрицательно заряженным фосфолипидам в среднем в 4 раза больше, чем к положительно заряженным, и в 2,5 раза больше, чем к нейтральным. Эта избирательность фермента по отношению к заряду молекул фосфолипидов может [c.92]

По всей вероятности, Ка" , К -АТФаза находится в тесной пространственной и функциональной взаимосвязи не только с липидами, но и с мембранными белками. Были получены доказательства взаимодействия этого фермента с периферическим белком мембранного скелета — анкирином, установлена его связь с анионным переносчиком — белком полосы 3, выявлено регуляторное влияние на активность АТФазы спектрии-актинового комплекса. Имеются данные, указывающие на возможность образования за счет белок-белковых взаимодействий в мембране эритроцитов сложных мультиферментных комплексов, состоящих из глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназы, фосфоглицераткиназы, [c.93]

ПОЛ представляет собой один из важнейших универсальных процессов повреждения мембранных систем, изменяющий химический состав, физические параметры, ультраструктзфную организацию и функциональные характеристики биомембран. ПОЛ вызывает обновление липидного состава мембран вследствие удаления легко окисляющихся липидов — фосфатидилсерина, фосфатидилэтаноламина, фосфатидилинозитола. При ПОЛ возрастает скорость процессов флип-флоп -переходов. ПОЛ приводит к увеличению вязкости мембран в результате уменьшения содержания жидких липвдов в бислойных участках, появления поперечных межмолекулярных сшивок и возрастания доли упорядоченных липидов с ограниченной подвижностью. Отрицательный заряд на поверхности мембран увеличивается, что обусловлено вторичными продуктами ПОЛ (эпоксиды, кетоны, малоновый диальдегид и др.), содержащими карбонильные и карбоксильные группы. Мембраны эритроцитов, митохондрий, саркоплазматического ретикулума, лизосом становятся проницаемыми для различных ионов, неэлектролитов, макромолекул. Изменяются свойства мембранных белков Са -АТФазы, Ка , К - АТФазы, родопсина, фосфолипазы. Эти функциональные проявления ПОЛ определяют формирование многих патологических состояний организма, возникающих при неблагоприятных условиях и повреждающих воздействиях. [c.106]

Воздействие длинноволнового УФ-света в интервале длин волн 320—390 нм = 365 нм) в течение 30 мин приводит к полному ингибированию ферментативной активности На" , К+-АТФазы. Хромофорами УФ-света в этом диапазоне длин волн являются различные (восстановленные) пиридиннуклеотиды, флавины, железопорфирины. Таким образом, инактивация мембраносвязанного фермента в данном случае может быть обусловлена фотохимическими превращениями вышеназванных хромофоров. Не исключена вероятность локализации этих акцепторов УФ-излучения на мембране в непосредственной близости к исследуемому белку. Вместе с тем, учитывая то обстоятельство, что хромофорные группы мембран (порфирины, флавины, нуклеотиды) выступают в качестве сенсибилизаторов пероксидного окисления липидов, можно предположить, что в процесс модификации На , К -АТФазы вносят вклад преимущественно вышеуказанные компоненты эритроцитарных мембран, а также фотосенсибилизированное ими пероксидное окисление липидов. При УФ-облучении выделенных микросом мозга крыс обнаруживается корреляция между снижением активности На , К+-АТФазы и пероксидным окислением липидов, оцениваемым по содержанию полиненасыщенных жирных кислот и накоплению малонового диаяьдегида (J. Jamme et а1., 1995). Подавление активности Ка , К+-АТФазы при облучении микросом УФ-светом снижалось тушителем свободных радикалов — тиомочевиной и не изменялось в присутствии защитника тиолов — дитиотреитола. Авторы считают, что эффект ПОЛ опосредуется нарушением целостности мембран, а не структурными изменениями самого фермента. [c.170]

Определение ферментативной активности Ма , К -АТФазы эритроцитарных мембран после жмдукцжж пероксидного окисления липидов [c.245]

Выделить эритроцитарные мембраны по методике, описанной в лабораторной работе № 1. К 1 мл суспензии эритроцитарных мембран добавить 150 мкл смеси растворов Ре80 (100 мкмоль/л) и аскорбиновой кислоты (2 ммоль/л) и инкубировать 5, 15, 30, 45 и 60 мин при 37 С. Затем провести определение ферментативной активности Ка % К -АТФазы нативных и модифицированных мембран. Параллельно исследовать уровень ТБК-реактивных продуктов пероксидного окисления липидов (см. лабораторную работу № 11). После завершения экспериментов сопоставить динамику изменений величин активности Ка" , К+-АТФазы в процессе развития ПОЛ эритроцитарных мембран и уровня накопленных окисленных продуктов липидов. [c.245]

Ряд белков (эффекторов) осуществляет свои функции в результате фосфорилирования цАМФ-зависимыми протеинкиназами. Молекула протеинкиназы состоит из двух субъединиц регуляторной и каталитической. цАМФ связывается с регуляторной субъединицей, после чего происходят отделение каталитической субъединицы и фосфорилирование соответствующего белка. С другой стороны, цАМФ часто используется в клетке для активации другого вторичного мессенджера — ионов Са +. Так, адреналин приводит к повыщению концентрации в клетке миокарда цАМФ, которая открывает кальциевый канал, а вход в миоцит Са-+ усиливает сокращение сердечной мыщцы. Аналогичный механизм обнаружен в ряде мыщечных клеток, в секреторных и нервных клетках. Роль кальция как внутриклеточного регулятора была описана в 1883 г. английским физиологом и медиком С. Рингером. Он обнаружил, что Са + необходим для сокращения мыщечной ткани. В настоящее время Са + признан универсальным вторичным мессенджером, участвующим практически во всех регуляторных процессах — от мышечного сокращения и нервного проведения до передачи митогенного стимула в клетках иммунной системы. Низкая концентрация в клетке Са + поддерживается низкой проницаемостью биомембран для этого иона и постоянной работой Са-АТФаз (см. гл. III. 2.2). Резкое изменение в клетке концентрации Са + происходит за счет специальных кальциевых каналов, которые в ответ на соответствующий стимул (деполяризация, изменение концентрации Са + и т. д., см. гл. III.3), открываются и высвобождают Са + из внеклеточного пространства или из внутриклеточных депо, которыми служат цистерны эндоплазматического ретикулума и иногда мембраны митохондрий. Резко увеличить проницаемость мембран для Са + в ответ на внешний стимул может не только цАМФ (по-видимому, за счет фосфолирирования определенной субъединицы кальциевого канала), но и гидролиз мембранных липидов (рис. 51). [c.147]

В синаптосомах велико содержание жирных кислот — С 22 6, а в миелине высок процент моноеновых кислот — 18 1. Возможно, что высокое содержание докозагексаеновой кислоты в синаптосомах необходимо для активного транспорта ионов, так как активность На" ", К -АТФазы в них зависит от присутствия полиеновых кислот в фосфолипидах. В мозге имеются регуляторные механизмы, поддерживающие степень ненасыщенности и специфичность жирнокислотного состава в липидах. [c.99]

Детально изучены свойства этого важнейшего фермента, определена роль липидов мембран в его активации. Установлено, что активность Ыа -АТФазы в головном мозге заметно выше, чем во многих других тканях, причем максимальная активность фермента обнаружена в коре больших полушарий, меньшая — в коре мозжечка и таламусе, затем — в экстрвпирамидальных ядрах минимальная активность найдена в белом вешестве. Активность фермента значительно возрастает в ходе формирования и окончательного созревания мозга например, у крыс в интервале между 5-м днем до рождения и 60-м днем постнатального развития она увеличивается в 10 раз. [c.185]

Подобные данные были получены и для других мембранных белков. Так, найдено, что количество молекул фосфолипидов в ан-нулярном слое цитохромоксидазы равно 28—30 и соответствует ее молекулярной массе и размерам. Белковую молекулу массой 120—150 кДа должны окружать 30—32 молекулы липидов. Этой было найдено для Ка, К-АТФазы. [c.42]

В обоих случаях движущей силой являются изменение состояния конформационно-лабильных полипептидов олигомерного комплекса и перестройка межбелковых взаимодействий. Поэтому ясно, что эти АТФазы представляют собой системы, чувствительные к фазовому состоянию липидов и к гидрофобным модификаторам. [c.117]

Мембрана саркоплазматического ретикулума состоит на две трети из белка и на одну треть из липидов. Кроме основного белка с молекулярной массой около 100 кД (Са-АТФаза) в состав саркоплазматического ретикулума входят кальсеквест- [c.53]

Тем не менее липиды абсолютно необходимы для проявления ферментативной активности Са-АТФазы, Обработка мембран саркоплазматического ретикулума фосфолипазами и последующее удаление продуктов расщепления фосфолипидов приводят к подавлению АТФазы при внесении экзогенных липидов активность фермента восстанавливается (А. Martonosi el al,, 1968). [c.55]

На этом этапе в метаболические процессы вовлекаются также пластические вещества, входящие в пре-и постсинаптические мембраны РНК, специфические белки, нейропептиды, липиды и др. в ряде случаев повышается их содержание, возрастает интенсивность метаболизма предшественников (аминокислот, нуклеотидов) участвующих в биосинтезе белка и РНК. Переходная стадия, или стадия консолидации, является очень чувствительным звеном не11рологической памяти. В этот период сохраняется чувствительность к синаптическим ядам и ингибиторам К+, Na -АТФазы, [c.237]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология