Химотрипсин остатки Tyi и Tip

На основании изучения пептидов, образующихся при частичном гидролизе меченного химотрипсина, была определена последовательность аминокислот, окружающих реакционноспособный остаток серина, и в конечном счете было установлено, что в общей последовательности цепи этот остаток серина занимает положение 195. Предшествующие пол-ожения (193 и 194) занимают глицин и аспарагиновая кислота, а в положении 196 находится еще одна молекула глицина [c.108]

Связывание субстрата можно разделить на несколько стадий. В каждой стадии принимают участие взаимодействия с атомами основной цепи химотрипсина. Рассмотрим этапы, предшествующие расщеплению химотрипсином пептидной связи со стороны карбо-лильного конца аминокислотного остатка I [537, 538]. Этот остаток [c.247]

Из природных аминокислот этому условию удовлетворяют остатки лизина и аргинина. В случае химотрипсина этот остаток должен содержать гидрофобный, предпочтительно ароматический радикал. Поэтому расщепление преимущественно проходит по остаткам фенилаланина, тирозина и триптофана. В случае эластазы расщепление проходит, если боковой радикал имеет небольшой размер, главным образом по остаткам глицина и аланина. Эта специфичность определяется структурой полости, в которой размещается боковой радикал атакуемого аминокислотного остатка для осуществления необходимой ориентации относительно каталитического центра фермента. [c.205]

В 1976 г. Молекула имеет форму эллипсоида с осями 5,4 X 4,0Х 4,0 нм. Результаты кристаллографических исследований подтвердили предположение о том, что остатки Ser-195 и His-57 сближены. На рисунке 101 показан активный центр химотрипсина с фрагментом связанного субстрата. Гидроксильная группа Ser-195 находится на расстоянии 0,3 нм от атома азота имидазольного кольца His-57. Наиболее интересным оказалось то обстоятельство, что атом азота в положении I кольца находится на расстоянии 0,28 нм от атома кислорода карбоксильной группы боковой цели Asp-102 и занимает положение, благоприятное для образования водородной связи. Следует отметить, что химические исследования не могли выявить участия Asp-102 в функционировании активного центра, поскольку этот остаток погружен внутрь молекулы, В настоящее время счи- [c.198]

Благодаря сочетанию рентгеноструктурных и химических исследований бьша выяснена детальная топография активного центра химотрипсина, состоящего из трех полипептидных цепей, соединенных друг с другом дисульфидными связями остатков цистина (дополнение 9-4, Б). Химические исследования показали, что при инактивации химотрипсина диизопропилфторфосфатом образуется ковалентное производное остатка серина в положении 195 полипептидной цепи отсюда следует, что этот остаток входит в состав активного центра. По данным других химических исследований, остаток гистидина в положении 57 и остаток аспарагиновой кислоты в положении 102 также участвуют в каталитическом процессе. Хотя эти остатки занимают в полипеп-тидном остове положения, находящиеся далеко друг от друга, и даже в разных полипептидных цепях, данные рентгеноструктурного анализа свидетельствуют [c.256]

Бифункциональные реагенты типа R—О—R с различными реакционноспособными группировками применяются для исследования аминокислотных остатков вблизи активного центра. При взаимодействии химотрипсина с л-нитрофениловым эфиром бромацетил-а-аминоизомасляной кислоты [219, 255] вначале идет модификация активированного остатка серина, затем вторая реакционноспособная группировка атакует ближайший к нему (третий в цепи) остаток метионина. После гидролиза промежуточного продукта получают белок, в котором модифицирован только остаток метионина. В трипсине на месте остатка метионина располагается остаток глутамина, поэтому под действием данного реагента модификация идет лишь по активированному серину. [c.374]

Для понимания структуры активного центра необходимо знать последовательность аминокислот в полипептидной цепи, но этого еще недостаточно. Для группы ферментов, обладающих эстеразной активностью, установлено, что их активные центры состоят из аналогичных аминокислотных последовательностей, в состав которых входит остаток серина. Для изучения механизма ферментативного катализа они представляют большой интерес. Ряд данных свидетельствует о том, что в состав активного центра а-химотрипсина наряду с серином входит также гистидин. Однако данные исследований по расшифровке аминокислотной последовательности этого фермента показывают, что между реакционноспособным серином и ближайшим гистидином находится по меньшей мере 50 аминокислотных остатков. Таким образом, соверщенно ясно, что активность фермента обусловлена его конформацией. [c.396]

Хотя активный центр относительно невелик, он должен все же представлять собой довольно сложную структуру. Известно, что он определяет и каталитическую активность, и специфичность, а поэтому должен обеспечить весьма тесное взаимодействие, точное в пространственном (геометрическом) и химическом отношении с молекулами субстрата или с их необходимыми частями. Для проявления активности этого центра необходима его трехмерная структура, кооперативное действие его различных участков, возникающее при их топографическом сближении и соответствующей ориентации. Следовательно, необходима определенная трехмерная структура всей молекулы фермента. В настоящее время принято считать, что активный центр не располагается Б пределах какого-либо небольшого отрезка одной пептидной цепи, а представляет совокупность групп, расположенных на двух или нескольких цепях или на различных участках одной, но сложно изогнутой пептидной цепи. Структуру подобного рода мы видим на гипотетической модели молекулы химотрипсиногена, представленной Г. Нейратом (рис. 12). На модели черными линиями показан активный центр химотрипсина, который занимает небольшую область и включает два остатка гистидина и один остаток серина. Здесь имеется одна единственная пептидная цепь, изогнутая таким образом, что различные участки ее (различные аминокислотные остатки) сближены и образуют каталитически активный центр. Ясно, что каталитическая способность химотрипсина зависит не только от наличия тех или иных функциональных групп, но главным образом от конфигурации всей макроструктуры белка, поскольку эта конфигурация определяет взаимное расположение групп активного центра. Отсюда ясно и значение стабильности макроструктуры (третичной структуры) белка для выявления и сохранения ферментативной активности. [c.74]

При таком разрыве связи изменяется конформация белковой молекулы. Происходит это таким образом, что группы, участвующие в механизме каталитического акта, принимают нужную ориентацию в пространстве. У трипсина и химотрипсина такими группами являются активный остаток серина и два остатка гистидина их сближение показано на рис. 12. Связывающий и каталитический участки составляют активный центр вместе и, следовательно, они должны находиться поблизости друг от друга или перекрываться. Поскольку связывающий участок, как мы видели, уже имеется в проферменте, то ясно, что конформационные изменения, необходимые для создания каталитического участка и происходящие при активации, должны быть сосредоточены на очень небольшом отрезке молекулы. [c.95]

Не менее поучительно сопоставление сорбционных функций а-химотрипсина и другой сериновой протеазы — трипсина. Размеры и форма субстратсвязывающего (сорбционного) участка в активных центрах обоих ферментов примерно одинаковы [3]. Единственное различие в первичной структуре полипептидных фрагментов, образующих гидрофобный карман , состоит в том, что в а-химотрипсине остаток 189 — это серин (см. рис. 9), а в трипсине в соответствующем положении находится отрицательно заряженная аспарагиновая кислота. Это приводит к тому, что в отличие от а-химотрипсина трипсин обнаруживает специфичность к гидролизу пептидных связей, образованных положительно заряженной аминокислотой (Lys, Arg). Сорбция положительно заряженного субстрата на ферменте (вблизи каталитически активного нуклеофила активного центра) происходит в данном случае за счет электростатических взаимодействий (рис. И, б). [c.35]

Молекула этого фермента не очень большая его полипептидная цепь включает 129 аминокислот. Лизоцим — первый фермент, структура которого была установлена в 1967 г. с помощью рентгеноструктурного анализа [108]. В отличие от сс-химотрипсина по одной стороне эллипсоидальной молекулы лизоцима проходит глубокая щель для связывания субстрата. Щель разделена на 6 участков AB DEF. Остаток NAM может связываться только в участках В, D и F, тогда как остатки NAG синтетического субстрата могут связываться со всеми участками. Связь, которая подвергается расщеплению, находится между участками D и Е. [c.239]

Санжер установил полную последователшость аминокислот в инсулине при помощи частичного гидролиза химотрипсином (1949—1950) и показал, что рассчитанный теоретически молекулярный вес (5734) близок к экспериментальным данным. Он нашел, что в молекуле белка одна полипептидная цепь (цепь А) имеет N-концевой глицин эта цепь связана дисульфидными связями со второй цепью (цепью В), имеющей N-концевой остаток фенилаланин. Окисление надмуравьиной кислотой расщепляет связь S—S, и образуются два цистеинилпептида. [c.698]

Остаток L- . встречается во всех организмах в составе молекул белков, особенно много их в фиброине шелка остаток С. входит также в молекулу фосфатидилсерина. Активность ряда ферментов (трипсин, химотрипсин, холин-эстераза) связана со специфич. реакц. способностью гидроксигруппы остатка С., входящего в структуру их активных центров. [c.325]

Как и в случае химотрипсина, в активном центре ацетилхо-лииэстеразы содержится остаток серина, который реагирует с фосфорорганическими соединениями (например, с диизо-пропилфторфосфатом разд. Г,1,а). [c.104]

Заключение. Действие химотрипсина по отношению к субстратам с длинной пептидной цепью достаточно специфично, что позволяет использовать его для селективного расщепления белков. Если пролильный остаток расположен за аминокислотой с ароматической боковой цепью, то пептидная связь устойчива к гидролизу. [c.206]

Большинство дисульфидных связей in vitro образуется спонтанно. Как уже упоминалось, дисульфидные мостики между парами цистеиновых остатков могут объединять различные участки белка, приводя к образованиям из ковалентно связанных цепей. Дисульфидные связи встречаются также в одиночных полипептидных цепях. Остаток цистеина полипептидной цепи может объединяться только с вполне определенным остатком цистеина, поэтому набор дисульфидных мостиков строго индивидуален для данного белка [94—100]. Кроме того, как правило, эти связи образуются спонтанно in vitro, не требуя внешних воздействий, например, ферментов [94]. Некоторые известные исключения, например дисульфидные связи инсулина и химотрипсина [101], обсуждаются в разд. 8.2. [c.66]

Этот фермент [46] катализирует гидролиз пептидных амидных связей, особенно включающих такие аминокислотные остатки, как фенилаланин и триптофан, т. е. содержащих ароматические боковые группировки. Эта особенность химотрипсина связана с тем, что он содержит центр связывания, специфичный к таким группировкам (см. разд. 24.1.3.3). Фермент обладает довольно широкой специфичностью и может также катализировать гидролиз амидных и сложноэфирных связей многих более простых соединений, включая производные /У-толуол-и-сульфонилфенилаланина (Л -тозилфе-нилаланина). Реакция схематично представлена структурой (26) ароматический остаток связывается таким образом, что карбонильная группа амида располагается вблизи каталитической группы (или групп) активного центра. [c.482]

Очевидно, что N-концевые группы всех Т-пептидов отличаются от N oнцeвыx групп С-пептидов, поскольку использованные для расщепления ферменты действуют по разным точкам. Исключение составляют пептиды, полученные из 1S-конца исходной цепи, они должны иметь одинаковое начало. Из рассмотрения приведенных в табл. 7.4 структур видно, что таковыми являются пептиды Т-10 и С-5. При этом пептид Т-10 входит в состав С-5, который в дополнение к Т-10 содержит остаток F (фенилаланин). Следовательно, пептид серии Т, примыкающий с С-конца к Т-10, должен начинаться с фенилаланина. Таковым в приведенной серии является только пептид Т-4, т.е. последовательность трипсиновых фрагментов с N- toнцa молекулы Т-10, Т-4. Этот <двойной> Т-пептид содержит весь пептид С-5 и сверх того фрагмент ER. Следовательно, к С-5 должен примыкать пептид С-7, начинающийся с этих двух аминокислотных остатков. Следующая за аргинином основная часть пептида С-7 является N-концевой частью пептида Т-14, который примыкает в исходной структуре к Т-4. Восстановленная таким путем N-концевая последовательность рибонуклеазы приобретает вид Т-10, Т-4, Т-14. Последний содержит остаток тирозина (Y), т е. точку расщепления химотрипсином. Поэтому третий слева пептид группы С должен начинаться с последовательности NqMNK. Это позволяет записать блок С-пептидов на N-конце в виде G-5, С-7, С-9. Пептид С-9 содержит в своем составе сразу несколько Т-пептидов — [c.274]

Расщепление полипептидной цепи на фрагменты проводят обычно при помощи протеолитических ферментов, таких, как трипсин, химотрипсин или пепсин. Эти ферменты действуют на различные участки полипептидной цепи, так как имеют повышенное сродство к различным аминокислотным остаткам. Необходимо учитывать также соседние аминокислотные остатки, т. е. пространственное окружение атакуемой пептидной связи. Оказалось, что трипсин гидролизует только те пептидные связи, в образовании которых участвует карбоксильная группа лизина или аргинина, а химотрипсин гидролизует связи по фенилаланину, триптофану и тирозину Обычно протеолитические ферменты, гидролизующие полипептидные цепи, предварительно иммобилизуют на нерастворимых матрицах для более легкого отделения их от продуктов гидролиза. Далее определяют аминокислотные последовательности каждого полипептидного фрагмента. Для этого чаще всего используют метод Эдмана, заключающийся в анализе полипептида только с Ж-конца. Концевая аминокислота при взаимодействии с фенилизотиоцианатом в щелочной среде образует стойкое соединение, которое можно отщепить от полипептида без его деградации. Фенилтиогидантоиновое (ФТГ) производное аминокислоты идентифицируется хроматографическим методом. После идентификации концевого Ж-амино-кислотного остатка метка вводится в следующий аминокислотный остаток, [c.41]

Аналог этого соединения — N-тoзил-L-фeнилaлaнилxлopмeтaн был предложен в 1963 г. . Шоу в качестве специфического ингибитора. Оказалось, что этот реагент селективно алкилирует остаток гистидина (Н 5-57), расположенный в активном центре химотрипсина. [c.170]

Химотрипсин, Химотрипсин (КФ 3.4.21.1) секретируется вфор-ме профермента — химотрипсиногена поджелуд очной железой позвоночных животных активация профермента происходит в двенадцатиперстной кишке под действием трипсина. Физиологическая функция химотрипсина — гидролиз белков и полипептидов. Химотрипсин атакует преимущественно пептидные связи, образованные карбоксильными группами остатков тирозина, триптофана, фенилаланина и метионина. Он эффективно гидролизует также сложные эфиры соответствующих аминокислот. Молекулярная масса химотрипсина равна 25 ООО, молекула его содержит 241 аминокислотный остаток. Химотрипсин образован тремя полипептидными цепями, которые связаны дисульфидными мостиками. Первичная структура фермента установлена Б. Хартли в 1964 г. [c.197]

Функциональные группы активного центра химотрипсина идентифицированы с помощью необратимых ингибиторов. Остаток Ser-195 был модифицирован диизопропилфторфосфатом и фенил-метилсульфофторидом, а остаток His-57 — К-тозил-Ь-фенилала-ннл-хлорметилкетоном <см, рнс. 89 и с- 171). Двухстадинность процесса химотрипсинового гидролиза была обнаружена при изучении кинетики гидролиза п-нитрофенилацетата. [c.197]

Выяснилось, что ДФФ ингибирует целый класс ферментов, многие из которых способны катализировать гидролиз пептидов или эфирных связей. К этим ферментам относится не только ацетил-холинэстераза, но и трипсин, химотрипсин, эластаза, фосфоглюкомутаза и коко-наза (фермент, вьвделяемый личинкой тутового шелкопряда и используемый ею для гидролиза шелковых нитей и освобождения из кокона). Характерная осо-бетность всех ферментов, ингибируемых ДФФ, состоит в том, что они содержат в активном центре остаток серина, принимающий участие в каталитическом акте (рис. 9-10). [c.244]

Химотрипсин-ЭТО протеолитический фермент, секретируемый из поджелудочной железы в тонкий кишечник в виде неактивного предшественника, или зимогена, называемого химотрипсиногеном. Химотрипсиноген, представляющий собой полипептидную цепь из 245 аминокислотных остатков и содержащий пять дисульфидных связей, образованных пятью остатками цистина, активируется в тонком кишечнике под действием другого протеолитического фермента-трипсина. Трипсин гидролизует четыре пептидные связи и удаляет из молекулы химотрипсршогена два дипептида в положениях 14-15 и 147-148. В результате образуется активный химотрипсин, состоящий из трех полипептидных цепей, ковалентно связанных двумя дисульфидными мостиками, один из которых соединяет А- и В-цепи, а второй-В- и С-цепи, как показано на рис. 2. Для проявления активности химотрипсина необходимы остаток гистидина 57 и остаток аспа- [c.251]

Избирательное фосфорилирование специфического остатка серина в так называемых сериновых протеиназах , таких, как химотрипсин, трипсин и тромбин, впервые осуществлено Янсеном с сотр. [167—169], применившим в качестве реагента диизо-пропилфторфосфат (ДФФ). Воздействие на эти ферменты мочевины [170—171] или фотоокисление (в присутствии метиленового синего) остатка гистидина активного центра, близкого остатку серина [85, 95], приводит к тому, что такие белки уже не удается модифицировать с помощью ДФФ. ДФФ не инактивирует бромелайн, папаин или така-амилазу А [172], поскольку эти ферменты не принадлежат к группе сериновых протеиназ вместо остатка серина они имеют в активном центре остаток цистеина. С помощью ДФФ в них можно фосфорилировать некоторые остатки тирозина, но не 5Н-группу активного центра [56, 173]. Напротив, -нитрофеннлацетат (НФА) ацетилирует 5Н-группу глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназы и тем самым инактивирует этот фермент [174, 175]. [c.367]

Если из раствора модифицированного белка сорбцией на угле удалить НАД, а затем прибавить вновь, то полоса поглощения репортерной группы (390 нм) смещается в длинноволновую область. В дифференциальном спектре при таком смещении обнаруживается максимум при 420 нм и минимум при 370 нм. Алкилирование дегидрогеназы 4-бромацетамидо-З-нитрофенолом протекает примерно с таким же выходом (4,1 моля), а полоса репортерной группы 426 нм смещается в область 436 нм (при 435 нм и pH 6,9 е = 3000 М см ) [274]. Однако при добавлении НАД эта полоса смещается в коротковолновую область спектра. Эти же реагенты способны алкилировать остаток метионина в химотрипсине при добавлении бензоилфенилаланина к модифицированному ферменту полосы этих двух группировок также смещаются в противоположных направлениях. Репортерная группа ТНМ обладает аналогичными свойствами [49]. [c.376]

Показано, что в хнмотрипсние [94] остаток гистидина, проалки-лированный хлоркетоном, располагается рядом с Цис (58) (см. также [95, 96]). Как в химотрипсине, так и в трипсине этот гистидин находится в петле, состоящей из 17 аминокислот, и последовательности внутри петли почти идентичны [c.263]

Приведенные выше данные заставили на какое-то время усомниться в ценности результатов, полученных при изучении кислотного гидролиза фосфорилхимотрипсина. При объяснении специфического блокирования сериновой гидроксильной группы такими реагентами, как ДФФ, нельзя не учитывать возможности очень легкой К—>-0-мнграции фосфорильной группы от имидазола к серину. Однако подозрение, что такая миграция происходит во время деградации фосфорилированного белка и приводит, следовательно, к артефакту, исключается, поскольку используемый в настоящее время метод мягкого ферментативного переваривания фосфорилированного химотрипсина также приводит к образованию пептидов, содержащих 0-фосфорилированный остаток. Кроме того, инверсия последовательности в этих условиях является гораздо менее вероятной. [c.267]

Каждый из этих ферментов атакует вполне определенные пептидные связи. Трипсин катализирует гидролиз пептидных связей, карбонильная группа которых принадлежит одной из основных аминокислот, обычно аргинину или лизину. Пепсин и химотрипсин предпочтительно катализируют гидролиз тех пептидных связей, в образовании которых участвуют ароматические аминокислоты, в частности триптофан, тирозин и фенилаланин. Среди протеолитических ферментов наиболее высокой специфичностью обладает трипсин поэтому именно он наиболее подходит для такого рода анализа. Ясно, однако, что при помощи только одного, пусть даже абсолютно специфичного, фермента невозможно определить полную последовательность аминокислот в полипептиде. Если, например, триптическое расщепление полипептида дало пять фрагментов (пептидов), в сумме соответствующих всей цепи, и если даже для каждого из них удалось установить аминокислотную последовательность, то это еще не все требуется узнать, в каком порядке эти пептиды располагались в нативном полипептиде. Чтобы узнать это, необходимо получить другие пептиды, которые перекрывались бы с первыми. Главное преимущество ферментативного гидролиза — специфичность реакции расщепления в отношении природы расщепляемых пептидных связей накладывает в то же время строгое ограничение на применимость этого метода. В идеале желательно было бы, например, иметь возможность расщеплять иногда те пептидные связи, которые в норме трипсином не атакуются, или, наоборот, предохранять от расщепления связи заведомо чувствительные. Недавно были предложены некоторые модификации методики, которые позволяют в какой-то мере решить эту задачу. Так, например, реакция е-аминогруппы лизина с этилтрифтортиоацетатом в слабо щелочном растворе дает блокированный по аминогруппе остаток, пептидная связь которого не атакуется трипсином [c.90]

Из косвенных методов чаще других используется метод, основанный на изучении рН-зависимости некоторых параметров реакции, таких, например, как максимальная скорость или константа Михаэлиса. Изменение этих параметров в зависимости от pH часто напоминает по своему характеру титрование одной ионизируемой группы (см. гл. VI). Можно поэтому определить соответствующее значение pi a этой группы и попытаться идентифицировать ее путем сравнения полученного значения рЛТ с известным значением p7i для боковых цепей различных аминокислот. Все это сопряжено с известными трудностями. В результате взаимодействия с соседними группами в белке, а также с субстратом или буфером величина pZ для ионизируемой группы в белке может заметно отличаться от соответствующей величины для той же группы, присутствующей в свободном виде в растворе. Кроме того, величины pifa для различных титруемых групп белков в значительной степени перекрываются. Например, группа с pif 10 может быть либо аминогруппой, либо фенольной гидроксильной группой, либо сульфгидрильной группой. В некоторых случаях определение величины A/i ионизации помогает приписать данное значение рЛТ той или иной группе, однако нередко однозначное отнесение полученного значения рЖ к определенной функциональной группе оказывается все же невозможным. Известно также, что рН-зависимость может отражать титрование нескольких остатков, а не какой-либо одной индивидуальной группы. Наконец, крутые перегибы кривых, описывающих зависимость скорости реакции от pH, могут вызываться ие только титрованием, но также и другими факторами, например изменением стадии, лимитирующей скорость реакции. К счастью, все эти ослол<иения возникают не всегда. Часто заключения, сделанные на основании рН-зависимости, удается подкрепить другими методами. Исходя из данных по зависимости максимальной скорости реакции от pH, следует, например, считать, что у всех ферментов, перечисленных в табл. 29, в каталитическом акте участвует остаток гистидина. Для химотрипсина это заключение подтвернодается тем, что соответствующий хлоркетон, являющийся аналогом субстрата химотрипсина, избирательно реагирует с одним остатком гистидина и вызывает таким путем инактивацию фермента. На основании [c.199]

Превращение этого ключевого остатка серина в остаток дегидроаланина полностью инактивирует химотрипсин, что указывает на необходимость образования в качестве промежуточного продукта ацилфермента с ацилиро-ванием по данной гидроксильной группе серина. [c.204]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология