Значения рй групп активных центро

Следует напомнить об известных трудностях идентификации функциональных групп активных центров ферментов по величинам рК, полученным из изучения зависимости скорости реакции от pH. Во-первых, одна и та же группировка в белках разного строения может иметь неодинаковое значение рК из-за влияния соседних групп. Некоторую помощь в этом случае может оказать измерение теплоты диссоциации ионогенных групп, рассчитываемой по измерениям температурной зависимости рК. К сожалению, для холинэстераз эти термодинамические константы достаточно надежно не измерены. Согласно данным Шукудза и Шинода [122], теплоты диссоциации основной группировки ацетилхолинэстеразы эритроцитов и холинэстеразы сыворотки крови человека составляют соответственно 8,5 и 6,5 ккал1моль. Эти величины выше или ниже найденной для диссоциации имидазольной группы гистидина в других белках (6,9—7,5 ккал моль [123]). Если признать, что в обеих холинэсте-разах в качестве основной группировки активного центра выступает имидазол гистидина, то трудно понять столь существенное различие в величинах теплот диссоциации. Во-вторых, даже если измерение активности фермента при разных pH рассматривать в качестве своеобразного титрования функциональных групп активного центра, то полученные результаты нельзя безапелляционно считать отражением прямого участия этих групп в каталитическом акте. Можно представить, что ионы Н и ОН -среды выполняют свою функцию, вызывая не только протонизацию или депротонизацию функциональных групп активного центра, но также и более общую функцию создания и поддержания специфической для каждого фермента третичной структуры. Можно думать, что в создании третичной структуры фермента большую роль играют ионные связи между такими группировками, которые расположены вне активного центра и непосредственно не участвуют в реакции с субстратом. Такие ионогенные группировки при взаимодействии могут сближать друг с другом (или наоборот удалять друг от друга) определенные функциональные группы белка, которые непосредственно участвуют в каталитическом акте. Внешне эта непрямая роль кислотно-основных группировок фермента будет отражаться в форме обычной зависимости кинетических констант (и, V, Кт) от pH, но по существу такая зависимость не дает оснований для решения вопроса, является ли она следствием влияния pH на конформацию белка в районе активного центра или диссоциацию группировки, прямо участвующей в реакции с субстратами. [c.184]

Рис. 107. Приблизительная оценка значений констант диссоциации ионогенных групп активного центра папаина в реакции гидролиза п-нитроанилида М-бензоил-Ь-аргинина

Влияние pH среды на скорость ферментативных реакций обусловлено тем, что ферменты содержат большое количество групп, способных к ионизации (а-карбоксильная, а-аминогруппа, карбоксильные и аминогруппы в дикарбоновых и диаминокислотах, сульфгидрильная группа цистеина, фенольный гидроксил тирозина, имидазольное кольцо гистидина, гуанидиновая группировка аргинина и т. д.). Изменение pH среды влияет на состояние ионизации этих групп и, следовательно, на заряд молекулы фермента. В зависимости от pH среды изменяется пространственное расположение полипептидных цепей молекулы фермента, что сопровождается сближением или удалением некоторых функциональных групп. Наибольшее значение, по-видимому, имеет характер ионизации групп активного центра и близлежащих функциональных групп. [c.231]

Если субстрат, связываясь с ферментом, не изменяет значений констант диссоциации ионогенных групп активного центра Ка= = К а. Кь=К ь на схеме 10.1), то в этом случае константа Михаэлиса ферментативной реакции не зависит от pH [c.220]

Вычислить значения рК групп активного центра свободного фермента, контролирующих скорость реакции. [c.232]

Рис. 106. Определение значения рКа ионогенной группы активного центра фермента из кривой рН-зависимости деацилирования транс-циннамоил-химотрипсина

Значения Ка и Кь в сравнении с /Сд и дают значительную информацию при рассмотрении пути, по которому ионизирующие группы активного центра взаимодействуют с субстратом. К сожалению, даже сложная схема реакции, приведенная выше, вероятно, является слишком простой для большинства ферментативных реакций, и для них должны быть предложены еще более сложные схемы. [c.289]

Согласованность каталитического действия всех необходимых групп активного центра достигается в ферментах благодаря упорядоченному их расположению в белковой молекуле, строго комплементарному структуре субстрата. Уже один факт упорядоченной локализации, например трех каталитически активных групп при участии в реакции двух субстратов должен дать, по подсчетам Кош-ланда [5], увеличение скорости реакции в 10 раз по сравнению с неупорядоченным расположением тех же групп. Наблюдаемое реально увеличение скорости реакции при действии ферментов в среднем составляет 10 . Это отражает тот факт, что, помимо факторов, влияющих на вероятность соударения, имеют значение энергетические факторы. [c.29]

Однако возможно, что анионная группа активного центра холинэстераз в этом случае, как и при взаимодействии с катионами типа тетраалкиламмония, выполняет не только якорную функцию, но имеет значение также и для создания специфической структуры и повышения реакционноспособности активного центра в целом. В частности, можно было предполагать, что анионная группировка должна влиять на реакционноспособность нуклеофильной группы активного центра. [c.224]

Хотя активный центр относительно невелик, он должен все же представлять собой довольно сложную структуру. Известно, что он определяет и каталитическую активность, и специфичность, а поэтому должен обеспечить весьма тесное взаимодействие, точное в пространственном (геометрическом) и химическом отношении с молекулами субстрата или с их необходимыми частями. Для проявления активности этого центра необходима его трехмерная структура, кооперативное действие его различных участков, возникающее при их топографическом сближении и соответствующей ориентации. Следовательно, необходима определенная трехмерная структура всей молекулы фермента. В настоящее время принято считать, что активный центр не располагается Б пределах какого-либо небольшого отрезка одной пептидной цепи, а представляет совокупность групп, расположенных на двух или нескольких цепях или на различных участках одной, но сложно изогнутой пептидной цепи. Структуру подобного рода мы видим на гипотетической модели молекулы химотрипсиногена, представленной Г. Нейратом (рис. 12). На модели черными линиями показан активный центр химотрипсина, который занимает небольшую область и включает два остатка гистидина и один остаток серина. Здесь имеется одна единственная пептидная цепь, изогнутая таким образом, что различные участки ее (различные аминокислотные остатки) сближены и образуют каталитически активный центр. Ясно, что каталитическая способность химотрипсина зависит не только от наличия тех или иных функциональных групп, но главным образом от конфигурации всей макроструктуры белка, поскольку эта конфигурация определяет взаимное расположение групп активного центра. Отсюда ясно и значение стабильности макроструктуры (третичной структуры) белка для выявления и сохранения ферментативной активности. [c.74]

Для понимания механизма ферментного катализа особо важное значение имеет выяснение роли главных групп активного центра, химизма действия их в отдельности и совместно. В наибольшей степени механизм каталитического процесса изучен в настоящее время для ферментов так называемого серинового катализа (см. стр. 76—77). В связи с этим он и будет рассмотрен в общих чертах в качестве конкретного примера. [c.83]

Поскольку активность фермента выступает в довольно узком интервале pH, весьма вероятно, что каталитическое действие проявляет только одна из ионных форм активного центра. В катализе принимают участие только те ионизирующие группы активного центра, которые диссоциируют, а затем несут на себе заряд при том значении pH, которое отвечает интервалу активности фермента. [c.229]

Группы, топографически сближенные с группами активного центра и влияющие на их реакционноспособность, называются вспомогательными, а более удаленные, необходимые для обеспечения конформации и других физических свойств молекулы и имеющие значение для активности центра —способствующими. Активный центр фермента формируется из функциональных групп, находящихся в различных частях полипептидной цепи, при образовании нативной структуры ферментативного белка. [c.92]

В работах [1, 2] была предложена модель активного центра катализатора крекинга — активный комплекс. В каталитическом акте существенная роль отводилась адсорбированной молекуле воды, которая, с одной стороны, могла посредством передачи своего водорода воздействовать на адс р-бированный углеводород и, с другой — принимать водород от молекулы углеводорода, компенсируя утрату водорода в активном комплексе. Приведенная схема в принципе не содержит новых элементов по сравнению с известным донорно-акцепторным механизмом взаимодействия катализатора с молекулой углеводорода, осуществляемого посредством протона и отрицательно заряженной части катализатора [3]. Этот механизм требует обязательного участия двух функциональных групп активного центра — донора и акцептора водорода. До сих пор при описании подобных механизмов не ставились вопросы о соотношении силы донора и акцептора водорода, а также взаимозависимости донорных и акцепторных свойств активного центра и молекулы углеводорода. Более того, во многих работах строению и свойствам акцептора протонов (отрицательно заряженной части катализатора) придавалось весьма малое значение. [c.272]

Таблица 54. значение рК групп активных центров некотор 1х амидгидролаз [c.219]

По-видимому, значения рК пепсина и некоторых других аспартатных протеаз не характеризуют ионизацию групп активного центра [23345. [c.219]

В том случае, когда наряду с продуктивным происходит непродуктивное связывание субстрата, рН-зависимость at и /См может дать кажущееся значение р а для важной в каталитическом отношении группы активного центра, которое далеко от его действительного значения в продуктивном комплексе. Такая [c.172]

На рис. 15.1 показаны различные виды изотерм (кривые 1—4). Одной из наиболее типичных является 5-образная (рис. 15.1, кривая 2) диэлектрическая изотерма, полученная для ряда органических и неорганических сорбентов. Эта изотерма состоит из трех участков А, В, С. Согласно слоистой модели, молекулы первого слоя (участок А) обладают сравнительно малой ориентационной способностью в электрическом поле вследствие их сорбции на наиболее активных центрах. Такими центрами являются функциональные группы, способные образовывать водородные связи, дефекты структуры кристалла, координационно ненасыщенные атомы [647]. Молекулы второго слоя более подвижны и дают больший вклад в ориентационную поляризацию сорбата, что выражается в более высоких значениях й /йа (участок В). Однако при достаточно больших величинах сорбции с развитием сетки водородных связей происходит цементация сорбата, его структура становится более жесткой. [c.243]

Более, точным, однако, представляется другой подход, ос- Рис. 105. Определение значения рАГа нппянный ня тпм чтп Лункпию ионогенной группы активного центра [c.261]

В таблице 3 приведена рН-зависимость кинетических параметров гидролиза л-нитрофенилацетата, катализируемого бактериальной протеазой ЕзоШ [3]. Определить значение рК ионогенной группы активного центра свободной формы фермента. [c.227]

В таблице 17 приведена рН-зависимость гидролиза амида К-ацетил-Ь-фенилаланил-1-тирозина, катализируемого пепсином [12]. Определить значения рК групп активного центра свободной формы фермента, принимающих участие в реакции. [c.234]

Реакция гидролиза К-трифторацетил-Ь-фенилаланина, катализируемая пепсином, происходит только в том случае, если карбоксильная группа активного центра фермента является протонированной, а карбоксильная группа субстрата — депротонирован-ной [14]. Исходя из данных рН-зависимости ферментативной реакции (табл. 22), вычислить значения рК ионогенных групп субстрата и фермента, принимающих участие в реакции. [c.237]

При изучении влияния pH и температуры на максимальную скорость превращения 0-глюкоэо-6-фосфата в 0-фруктозо-6-фосфат под действием глюкозофосфатизомеразы [2] были найдены значения рК ионогенной группы активного центра фермента, равные 9,35+0,06 и 8,71+0,11 при температурах 30 и 40° С соответственно. Оценить значение теплоты ионизации найденной ионогенной группы и вычислить ошибку экспериментально определенной величины АЯион- [c.252]

Изучение рН-зависимости кинетических параметров гидролиза бактериальных клеток под действием лизоцима проведено в работе [64], и осрювные результаты показаны в табл. 40 и ма рис. 21. Влияние pH на кинетику бактериолитического действия лизоцима описывается схемой, где константы диссоциации двух иоиогениых групп активного центра фермента определяются значениями рКа = о,0-, рКь = 9,2. [c.198]

Известно, что активность многих ферментов зависит от pH среды и достигает максимума при его определенном значении. Считается, что ферменты адсорбируют субстраты на особой части молекулы, называемой активный центр . Изменение pH приводит к перераспределению зарядов па молекуле, что в свою очередь меняет ее гидратацию либо за счет изменения числа групп, связанных водородными связями, либо из-за разной степени ассоциации молекул воды вокруг белковой молекулы, осуществляемой в результате биполярного взаимодействия с заряженными участками. Кроме того, сами рецепторные группы активного центра фермента, присоединяющие субстрат, в зависимости от pH могут находиться в протонированном или депротопироваином состоянии. Все перечисленные эффекты могут снижать легкость адсорбции ферментом своего особого субстрата, тем самым уменьшая его каталитическую активность. [c.300]

Расположим мысленно на такой поверхности все а. ц. н порядке убывания теплоты адсорбции, начиная от некоторого максимального значения Стах- Обозначим переменной 5 место а. ц. в этом порядке. При Стах5=0, а при минимальной величине Стш5=1. Особенность однородно-неоднородной поверхности состоит в том, что С есть линейная функция, т. е. С=С2тах—а5, где а — постоянная. При некоторой концентрации С заполняется определенная доля 05 из группы активных центров с заданными величинами 0з и Согласно уравнению (Х.2) 0 определяется выражением 0,<,=6.< С/(1+Ь С). Так как группы а. ц. отличаются между собой только по величинам р, то [c.220]

Заряженные боковые цепи обычно находятся на поверхности молекул. Остатки аспарагиновой и глутаминовой кислот при физиологических значениях pH отрицательно заряжены. Из-за короткой боковой цепи карбоксильная группа Asp довольно жестко фиксирована относительно главной цепи. Это может быть причиной того, что карбоксильные группы активных центров принадлежат главным образом остаткам Asp, а не Glu. Как правило, оба остатка находятся на поверхности белков. [c.22]

На графике зависимости скорости гидролиза ацетилдипепти-дов от pH отмечаются оптимум pH около 2 и зависимость от групп с кажущимися р/Са, близкими к 1 и 4. Эти значения приписываются карбоксильным группам активного центра, причем одна из них, с очень низким значением р/Са, возможно участвует в образовании весьма прочной водородной связи (ср. с последней дикарбоновой кислотой в табл. 24.1.3). [c.500]

Для каталитической активности фермента существенное значение имеет пространственная структура, в которой жесткие участки а-спиралей чередуются с гибкими, эластичными линейными отрезками, обеспечивающими динамические изменения белковой молекулы фермента. Этим изме-неням придается больщое значение в некоторых теориях ферментативного катализа. Так, в противоположность модели Э. Фищера ключ-замок Д. Кощлендом была разработана теория индуцированного соответствия , допускающая высокую конформационную лабильность молекулы белка-фермента и гибкость и подвижность активного центра. Эта теория была основана на весьма убедительных экспериментах, сввдетельствующих о том, что субстрат индуцирует конформационные изменения молекулы фермента таким образом, что активный центр принимает необходимую для связывания субстрата пространственную ориентацию. Иными словами, фермент только в присутствии (точнее, в момент присоединения) субстрата будет находиться в активной (напряженной) Т-форме в отличие от неактивной Я-формы (рис. 4.10). На рис. 4.10 видно, что присоединение субстрата 8 к ферменту Е, вызывая соответствующие изменения конформации активного центра, в одних случаях приводит к образованию активного комплекса, в других—неактивного комплекса вследствие парущения пространственного расположения функциональных групп активного центра в промежуточном комплексе. Получены экспериментальные доказательства нового положения о том, что постулированное Д. Кощлендом индуцированное соответствие субстрата и фермента создается не обязательно изменениями [c.132]

В зтой наглядной модели рассматриваются колебания атомных ядер, возникающие в результате образования ФСК, т. е. взаимодействия фермента с субстратом. При этом взаимодействии изменяются состояния электронных оболочек субстрата и атомных групп активного центра. Электронные оболочки испытывают возмущение вследствие взаимодействий в ФСК. Превращение субстратов в продукт есть химический процесс, т. е. изменение состояния электронных оболочек молекул. Как и в любой иной химической реакции, при этом происходят перемещения атомных ядер. Среди движений атомных ядер наименьшей энергии требуют низкочастотные деформационные колебания и повороты вокруг единичных связей, т. е. изменения конформаций, В 6.4 уже рассматривались конформационные изменения в ФСК. Важнейшее значение для ферментативного катализа имеют взаимодействия электронных и конформационных степеней свободы — электронно-конформационные взаимодействия (ЭКВ), ЭКВ рассмотрены в работах Волькенштейна, а также Блюмен-фельда, Чернавского и их сотрудников. [c.194]

Реакции трансаминирования были изучены в системе, содержащей ПАЛФ, ионы тяжелых металлов и субстраты. Добавление слабого основания к системе, содержащей пиридоксаль и аминокислоту, полностью подавляет все реакции, кроме расщепления Са—Н-связи в такой модели происходит только транс-аминирование [45, 46]. В работе [47] были определены индивидуальные константы скорости для стадии образования альди-мина. Их значения для реакции аминокислоты (глутамата) с анионной, биполярной и катионной формами модельного соединения З-оксипиридин-4-альдегида равны соответственно — — 80,2 моль мин- А бип = 1,12-Ю" моль мин , ккач— = 2,3-10 моль- минг . Константа скорости ферментативной реакции много больще, а именно к= 10 моль минг . Теоретический расчет показывает, что скорость нуклеофильного присоединения к карбонильной группе возрастает в 10 —Ю" раз, если бимолекулярная реакция трансформируется в мономолеку-лярную с надлежащим пространственным расположением взаимодействующих групп [48]. Можно предположить, что фермент обеспечивает такую ориентацию этих групп на всех последовательных стадиях процесса и стабилизует наиболее активные в соответствующих стадиях ионные формы субстратов, коферментов и функциональных групп активного центра [49]. [c.379]

Результаты работ Синфелта и сотр. [17—20] по исследованию влияния парциальных давлений этана и водорода на скорость гидрогенолиза достаточно хорошо согласуются с механизмом, предложенным Тейлором [2, 13]. При этом порядок реакции по углеводороду близок к единице и отрицателен по водороду. Полученные данные хорошо согласуются также с представлениями об интенсивном дегидрировании на поверхности, предшествующем медленной стадии разрыва С—С-св>1зей. Синфелтом [20] на примере гидрогенолиза алканов рассмотрена связь активности и селективности металлических катализаторов с положением металла в периодической системе элементов, а также некоторые вопросы определения дисперсности металлов, особенности их каталитического действия, катализ на биметаллических системах и сплавах. Отмечено, что тип активных центров на поверхности металла определяется его дисперсностью. Доля координационно ненасыщенных атомов, расположенных на ребрах и вершинах кристаллов, резко увеличивается с уменьшением размеров кристаллитов и почти равна единице в случае кластеров, включающих несколько атомов. Этим обусловлено влияние дисперсности металла на удельную активность металлических катализаторов, что проявляется для большой группы структурно-чувствительных реакций. При катализе на сплавах важное значение приобретает возможное различие составов на поверхности и в объемах сплавов. Введение в систему даже малого количества более летучего компонента часто приводит к значительному обогащению им поверхности сплава. [c.91]

То, что колоколообразные рН-зависимости скоростей реакций и другие изгибы на этих зависимостях могут возникать как в результате смены скорость определяющей стадии, так и в результате ионизации реагентов, означает, что нельзя все эти кривые объяснять ионизацией реагентов. Этот вывод особенно важен для ферментативных реакций, в которых точки перегиба на колоколообразных рН-зависимостях скоростей принято приписывать ионизации групп активного центра фермента, если их нельзя приписать ионизации субстратов. Уменьшение скорости гидролиза фосфатных эфиров, катализируемого щелочной фосфатазой из Е. соИ с улгеньшением pH, можно объяснить ионизацией группы активного центра с рК 7, однако в действительности это вызвано заменой скорость определяющей стадии фосфорилирования фермента при высоких значениях pH на скорость определяющую стадию дефос-форилхтрования при более низких значениях pH [141. Вероятно, в дальнейшем будут обнаружены и другие ферментативные реакции, в которых изменение скорости при изменении pH скорее связано со сменой скорость определяющей стадии, а не с ионизацией групп активного центра это особенно вероятно ввиду многостадийности ферментативных реакций. [c.366]

Установление природы каталитических групп активного центра ферментов является достаточно сложной задачей. Рентгеноструктурные данные имеются только для нескольких объектов. Обычный метод, связанный с определением зависимости констант скоростей отдельных процессов от pH, позволяет установить рК каталитических групп, но эти значения рК еще не характеризуют однозначно сами группы. Например, для протеолитических ферментов — папаина (КФЗ.4.4.10) и фицина (ЕФ 3.4.4.12) еще относительно недавно принималось, что активные центры не содержат гистидина на том основании, что рК каталитической группы папаина равно 3,5 (карбоксильный анион) [2], а для фицина обнаружены группы с рК 4,4 и 8,5 [3—7], которые приписывались карбоксильному и аммонийному ионам. Однако более поздние работы, обсуждаемые подробнее в [8], показали, что в работе активного центра принимает участие имидазол как в папаине, так и в фицине, что существенно изменило взгляды на природу реакций, происходящих при катализе. [c.182]

Таким образом, строфантин С и хлорпромазин при pH > 6,0 могут конкурировать за место связывания в активном центре фермента, при этом связывание ингибитора препятствует последующему связыванию субстрата, что и приводит к понижению скорости ферментативной реакции. Несколько иной тип ингибирования проявлял строфантин С в реакциях пероксидазного окисления трифтазина. При кислых значениях pH строфантин С связывался вблизи активного центра фермента, не влияя на связывание субстрата, что проявлялось в неконкурентном характере ингибирования (рис. 36, а). Депротонирование одной из функциональных групп активного центра пероксидазы с рК 6,0 резко ухудшало каталитическое превращение трифтазина, пони- [c.93]

Фотохимическая деструкция имеет большое практическое значение. Изделия из полимерных материалов при эксплуатации на воздухе всегда подвергаются действию света. Это приводит к их преждевременному старению , связанному с разрывом полимерной цепи под действием энергии света с длиной волны от 300 до 400 нм. При этом активными центрами чаще всего являются карбонильные и другие кислородсодержащие группы. В реальных условиях необходимо учитывать и влияние кислорода воздуха, который способствует окислению полимера (фотоокисление). Фотохимическая деструкция, протекающая по цепному радикальному механизму, вызы- [c.410]

В общем случае значение а — это характеристика сорбционной способности активного центра данного фермента. Если а <С 1 (как, например, в рассмотренном катализе (3-галактозидазой), то субстратная группа К, по-видимому, либо погружаетгя (переносится из воды) в органическую среду белка не полностью, либо связывание ее требует термодинамически невыгодных затрат на конформационное изменение структуры того или другого реагента. Гидрофобное ферментсубстрат-ное взаимодействие может быть термодинамически более выгодным, чем это предполагает простая экстракционная модель (где а= 1). В этом случае активный центр должен содержать локальный участок с относительно невыгодной поверхностной энергией пограничного слоя белок — растворитель например, с гидрофобными боковыми группами [c.44]

Из сказанного можно сделать вывод, что при гидрофобном фермент-субстратном взаимодействии типа Е-Н (схема 2,10) величина Д 5,ВНУ1Р (уравнение 2.19) принимает существенные значения даже при не слишком больших гидрофобных фрагментах Н. Так, для весьма распространенной в живой природе бензильной группы (встречающейся в молекулах производных фенилаланина) понижение свободной энергии активации, обусловленное погружением ее (переносом из воды) в гидрофобную среду активного центра (при образовании переходного состояния химической реакции), может составить величину вплоть до —7 ккал/моль (—29,4 кДж/моль) в зависимости от значения а с 2, которое реализуется в данной энзиматической системе. Это соответствует ускорениям реакции вплоть до 10 раз. [c.45]