Нингидрин реагент на аминокислоты

Большинство соединений не поглощает в видимой области спектра. Поэтому анализаторы снабжаются прибором, который вводит в поток элюата постоянное количество реагента, воспроизводимо реагирующего с анализируемым соединением. Продукты реакции обнаруживаются на различных длинах волн. Именно к этому типу детекторов относятся аминокислотные анализаторы, в которых в поток элюата вводят нингидрин. Большинство аминокислот дают с нингидрином окрашенные соединения спектры их поглощения показаны на рис. 8.19. Спектр поглощения продуктов реакции пролина отличается по положению максимума. При проведении количественного анализа боль- [c.68]

Для разделения веществ с помощью бумажной хроматографии нарезают полоски бумаги длиной 15— 30 см и шириной несколько сантиметров. На расстоянии 2—3 см одного из концов полоски бумаги наносят каплю исследуемого раствора и место старта отмечают простым карандашом. После испарения растворителя конец бумаги, на который нанесена проба, приводят в соприкосновение с растворителем (ПФ). Затем бумагу и растворитель помещают в закрытый сосуд (обычно цилиндр или стеклянный колпак), чтобы предотвратить потери при испарении. После прохождения растворителя через полоски бумаги ее вынимают, сушат и определяют положение различных компонентов, С этой целью опрыскивают бумагу соответствующими реагентами, которые с компонентами разделенной смеси образуют окрашенные соединения. Для обнаружения аминов или аминокислот, например, действуют раствором нингидрина, который с этими веществами образует соединение голубого или пурпурного цвета. [c.616]

Проявление флуорескамином. Помимо нингидрина для проявления аминокислот в настоящее время используют реагенты, дающие с аминокислотами пептидами и белками флуоресцирующие [c.129]

Образование продуктов, обладающих флуоресценцией (сами реагенты не флуоресцируют), позволило значительно увеличить чувствительность метода. С флуорескамином открывается 10 —10 " молей аминокислот. В отличие от нингидрина реакции не мешает присутствие аммиака. Реакция протекает при комнатной температуре при pH 7,0— 9,0. Поскольку флуорескамин в водной среде разрушается (в течение нескольких секунд), для приготовления раствора используют безводные жидкости (ацетон, ацетонитрил, диметилсульфоксид и др.). Продукт реакции стабилен в течение нескольких часов. Пептиды и белки, проявленные флуорескамином, могут использоваться для определения аминокислотного состава и аминокислотной последовательности. [c.130]

Реакция сводится к получению производных уже разделенных зон образца. Обычно требуется тщательный подбор аппаратуры и реагентов. Этот метод был применен Стайном и Муром для анализа аминокислот, не имеющих окраски. Аминокислоты после выхода из колонки взаимодействуют с нингидрином, превращаясь в окрашенные соединения, способные поглощать свет на длине волны 570 нм и обнаруживаемые фотометром. Принципиальная схема установки для получения производных после колонки приведена на рис.3.1. [c.70]

Практически в любом биохимическом исследовании очень важно уметь обнаруживать и точно определять ничтожные количества специфических соединений. Чаще всего для этого используют особые реагенты— индикаторы, которые при взаимодействии со специфическими соединениями определенным образом окрашиваются. Например, для выявления на хроматограмме аминокислот или пептидов, присутствующих в очень малых количествах (доли микромоля), хроматограмму опрыскивают нингидрином (дополнение 8-Е). Если выявляемое соединение находится в растворе, то по интенсивности окрашивания можно определить его количество. Фенолы и концентрированная серная кислота окрашивают сахара (в растворе или на хроматографической бумаге) в красный цвет. Эта реакция лежит в основе колориметрического анализа углеводов. Восстанавливающие сахара выявляют на хроматограммах, опрыскивая последние раствором нитрата серебра. [c.179]

Идентификация аминокислот производится в больщинстве случаев с помощью окращенных или флуоресцирующих производных или с помощью радиоактивных реагентов [118]. Особенно важными являются реакции с нингидрином и флуорескамином. [c.56]

Один из недостатков нингидрина состоит в том, что пролин может быть легко замаскирован пятнами других аминокислот. Были описаны два реагента, лишенные этого недостатка и в то же время обеспечивающие широкий диапазон цветов при хроматографическом определении аминокислот. [c.390]

Если вещества, подвергаемые хроматографированию на бумаге, бесцветны, то для обнаружения образовавшихся зон следует, после высушивания хроматограммы, применить соответствующий реагент, раствором которого обрызгивают бумагу при помощи пульверизатора. В случае хроматографирования смеси аминокислот обычно применяют нингидрин, вещества кислотного или основного характера обнаруживают соответствующим индикатором, иногда пользуются разбавленным раствором перманганата и т. п. Нередко лучшие результаты можно получить при рассматривании хроматограммы в ультрафиолетовом свете. [c.303]

Наиболее общим методом определения концентрации пептидов является колориметрия продуктов реакции с нингидрином [2]. Это один из наиболее чувствительных колориметрических методов. Для обнаружения аминокислот и пептидов разработаны как обычный, так и полностью автоматизированный варианты, причем нингидриновый реагент не вызывает коррозии и его можно подавать обычным микронасосом. Реакция идет по свободным аминогруппам, но в некоторых случаях хромофор образуется с низким выходом. Данные по окрашиванию дипептидов можно найти в работе [3]. У всех дипептидов, содержащих в качестве Ы-концевой аминокислоты аргинин, треонин, серин, глутаминовую кислоту, глицин, фенилаланин, метионин, лейцин и тирозин, интенсивность окраски составляет 1,6-10 у лейцина эта величина составляет 1,7-10 . У дипептидов с М-концевым лизином и аспарагиновой кислотой интенсивность окраски несколько выше (на 20 и 29% соответственно), а дипептиды с Ы-концевым гистидином и триптофаном проявляются несколько слабее (42 и 67% соответственно от средней интенсивности). Дипептиды с М-концевым пролином, валином и изолейцином окрашиваются очень слабо [2,7 6,4 и 8,5% от средней (1,6- 10 ) интенсивности]. [c.391]

Однако попытки использовать такие методы при определении аминокислот в пробах природных вод встретили серьезные затруднения не отделенные полностью нри концентрировании окрашенные органические вещества сильно мешают определению, маскируя образующуюся окраску пятна. Поэтому более целесообразным представляется проведение реакции непосредственно в растворе. С этой целью была изучена зависимость окраски, образующейся в результате реакции аминокислот с нингидрином в водном растворе, от соотношения реагентов, величины pH раствора, температуры и времени проведения реакции. Было найдено, что реакция (при низких концентрациях аминокислот) протекает тем полнее, чем выше концентрация аминокислот. [c.64]

Анализ проводится так. Крохотные и очень точные насосы-дозаторы прокачивают буфер через колонку, причем в онределенные моменты времени по заданной программе происходит переключение с одного элюирующего буфера на другой. После колонки жидкость, содержащая аминокислоты, автоматически смешивается с нингидринным реагентом, накачиваемым вторым насосиком. Нингидринный реагент — раствор нингидрина (дикетогидрин-денгидрата) [c.19]

Хантер и др. [186] предложили метод газохроматографического анализа, основанный на определении альдегидов, образующихся при взаимодействии аминокислот с нингидрином. Эти альдегиды можно также получить и с помощью других реагентов. Аминокислоты можно также хроматографировать в виде аминоспир-тов, аминов, нитрилов и т. д. 1[181]. Наиболее подходящими для газохроматографического анализа являются, однако, такие производные, в которых сохранены все функциональные группы, но их полярность уменьшена в результате модификации. В литературе описано большое число таких производных, а подробные методики их получения даны в превосходном руководстве Кнаппа, [187]. В настоящее время наиболее часто используются триме-тилсилильные производные и сложные эфиры ациламинокислот. [c.70]

Сначала получают суспензию сорбента в специфическом для него растворителе. Для очень маленьких хроматограмм предметное стекло микроскопа покрывают слоем сорбента, погружая его в суспензию. Для хроматограмм большего размера на стеклянную пластинку наносят несколько слоев узких лент по обоим краям таким образом, чтобы во время хроматографии они были вертикальными. Число слоев определяет толщину конечного слоя сорбента. Суспензию осторожно наливают на стекло, после чего выравнивают скользящим стеклянным стержнем, который захватывает при этом всю ширину пластинки. Затем пластинку высушивают и ленты удаляют. Пластинки обрабатывают так же, как при хроматографии на бумаге. Образец наносят микропипеткой и высушивают. Пластинку ТСХ помещают в камеру, содержащую растворитель, и проявляют восходящей хроматографие (рис. 8-11). После того как фронт растворителя почти достигнет верхнего края, пластинку вынимают из камеры и сушат. Для получения двумерной хроматограммы высушенную пластинку можно повторно хроматографировать под прямым углом в другом растворителе. Положение пятен, как и при хроматографии на бумаге, определяют по окраске, по флуоресценции или при опрыскивании различными реагентами, которые реагируют с веществами в пятне с образованием окрашенных продуктов. Обычно используют следующие реагенты нингидрин для аминокислот, родамин В для липидов, хлорид сурьмы для стероидов и терпенов, серную кислоту с последующим нагреванием практически для всех органических соединений (происходит обугливание), перманганат калия в серной кислоте для углеводородов, анисовый альдегид в серной кислоте для углеводов, пары брома для оле-финов и т. д. Вещества можно элюировать путем соскребания [c.188]

Соединение IV — нингидрин, хорошо известный реагент, ис-ттользуемый для обнаружения и определения а-аминокислот. [c.203]

Реагентом-индикатором на аминокислоты — наиболее общим н чувствительным — является нингидрин (трикетогидр-индеи) [c.153]

Важный аналитический реагент, применяемый в биологических исследойаниях, нингидрин (моногидрат индан-1,2,3-триона), подобно пиридоксальфосфату образует с аминокислотами реакционноспособные шиффовы основания (кетими- [c.212]

Для обнаружения аминокислот и пептидов применяют иингидрин. Сухую хроматограмму (рис. 8.40) пофужают в раствор нингидрина в ацетоне, обычно 0,2%-ный (при этом достагается однородное покрытие бумаги реагентом), сушат непродолжительное время. При комнатной температуре пятна аминокислот проявляются примерно через 1 ч, а их окраска достигает максимальной интенсивности примерно за 8 ч. Пятна пептидов обнаруживаются медленнее. Проявление ускоряется, если ф0мат0фамму нафевают при 50—60 С в сушильном шкафу. [c.336]

Для обнаружения N-мeтилaминoки лoт (которые обычно дают очень слабую окраску с нингидрином) в присутствии свободных аминокислот используют специальный реагент. Смешивают равные объемы 0,33%-ного раствора нингидрина в трет-бутиноле и смеси ледяная уксусная кислота - вода - пиридин (1 5 5). Опрыскивают и нагревают 10-15 мин при 100-110°С. Первичные амины и Н-метиламинокислоты дают пурпурные пятна сравнимой интенсивности. При опрыскивании водным раствором нингидрина, приготовленным путем растворения нингидрина в н-бутаноле, насыщенном водой и содержащем 2% уксусной кислоты, N-мeтилaминoки лoты дают пятна слабой интенсивности. [c.390]

Нингидрин. Хроматограмму опрыскивают 0,2%-ным раствором нингидрина в н-ВиОН, насыщенном водой и содержащем 5% СН3СООН. Для тироксина чувствительность 20 мкг. Этот реагент можно использовать также для определения иодотиронинов и иодотирозинов его нельзя применять для определения дезаминированных аналогов, а также тестировать препараты с высоким содержанием примесей аминокислот. См. Аминокислоты , разд. 1. [c.405]

Полученные хроматограммы рекомендуется проявлять нингид-рин-коллидиновым реагентом (1,0 г нингидрина, растворенного в смеси 700 мл этанола, 29 мл 2,4,6-коллидина и 210 мл уксусной кислоты). При окрашивании этим реагентом можно обнаружить следующие минимальные количества аминокислот 0,05 мкг для Ала, Асп и Вал 0,1—0,2 мкг для Иле, Сер и Арг 0,3—0,5 мкг для Гис, Лиз, Мет и Тир. [c.235]

Для получения проявителя смешивают 100 мл раствора I и 20 мл раствора 2. Кадмий-нингидриновый реагент дает стабильную красную окраску со всеми аминокислотами (кроме Про, который в первые минуты проявления желтеет, а через несколько минут обесцвечивается). При одномерном разделении 16 аминокислот для достоверного отличия Гли от Ала, имеющих близкие значения Яр целесообразно применять коллидиновый раствор нингидрина, [c.248]

В качестве детектора используют фотометр видимой области (А, = 440 и 570 нм), либо флуориметр. Разделенные аминокислоты переводят в производные, используя специальную гидравлическую схему, устанавливаемую между ионообменной колонкой и детектором. С помощью отдельного насоса подают раствор реагента (чаще всего нингидрина), который смешивается с элюатом. Полученная смесь поступает в реактор, который в простейшем случае представляет собой отрезок тефлонового капилляра. Объем реактора, его температура и расход раствора реагента подбирают таким образом, чтобы при минимальном размывании зон Лримерно за 1 мин реакция аминокислот с нингидрином произошла полностью. [c.329]

Обратимся к жидкостной хроматографии, где часто прибегают к по-слеколоночным реакциям для облегчения детектирования. Например, аминокислотные анализаторы, в которых разделенные на колонке с сорбентом компоненты последовательно элюируются и смешиваются с потоком реагента — нингидрина (нингидрин дает с аминокислотами окра- [c.410]

Для обнаружения многих соединений можно опрыскивать пластинки специфичными реагентами, которые окрашивают эти соединения в определенный цвет примером может служить нингидрин, применяемый для обнаружения а-аминокислот. Такие специфичные реагенты обладают большими преимуществами. Во-первых, неразделившиеся соединения, которые не дают окраски с реагентом, не будут мешать анализу. Во-вторых, процесс обнаружения становится одновременно и идентификацией. Если пятно не проявляется соответствующим образом, то это означает, что что-то было сделано неправильно. [c.564]

При получении слоя силикагель — гипс для разделения аминокислот необходимо соблюдать ряд условий [82]. Не следует активировать иластинку нагреванием, достаточно просушить ее на воздухе нри разделении не допускать подъема нчидкости выше 10 см от линии старта. Наносить аминокислоты на пластинку следует в количествах, не превышающих 1—5 Л1кг. При соблюдении этих условий получают воспроизводимые результаты. Смесь аминокислот разделяли в нескольких системах 96 о-ный этанол — вода (70 30) и.нронанол — вода (70 30) н.бутанол — уксусная кислота — вода (80 20 20) фенол — вода (75 25) н.пропано.л — 34%-ный аммиак (70 30) 96%-ный этанол — 34%-ыый аммиак (70 30). Более четкое разделение достигнуто в системах н. бутаиол — уксусная кпслота — вода (60 20 20) и фонол — вода (75 25) (табл. 15) особенно хорошие результаты получены прн двумерном разделении в этих системах. Для обнаружения пятен иластинку опрыскивали реагентом нингидрин — нитрат меди. [c.91]

В последнее время наряду с детектированием по реакции с нингидрином широкое распространение получило детектирование по флуоресценции продуктов реакции с флуорескамином [93]. Реакция идет при комнатной температуре, а в остальном анализ напоминает обычную схему с использованием нингидрина [94]. Анализируемые вещества разделяются по колонке с ионообменной смолой, затем проходят через реакционную спираль (реактор), а флуоресценция регистрируется с помощью флуориметра. Показано, что эту систему можно использовать для анализа белковых гидролизатов [95, 96]. Схема модифицированного анализатора аминокислот приведена на рис. 32.11. Для работы на одной колонке необходимо три микронасоса первый — для подачи буферного раствора на колонку второй — чтобы довести величину pH элюата до значения 9 и третий предназначен для смешивания элюата с реагентом, представляющим собой раствор флуорескамина в ацетоне. Скорость реакции достаточно высока, что позволяет использовать короткую реакционную спираль. Далее смесь проходит через проточную кювету флуориметра, и интенсивность флуоресценции регистрируется самописцем. Одновременно много внимания было уделено выделению продуктов реакции аминов с флуорескамином, обладающих низкой полярностью, для анализа которых могла оказаться пригодной высокоскоростная хроматография. Более того, в этом случае можно было бы обойтись без реакционной спирали. Такой путь оказался приемлемым для анализа первичных аминов [97—99]. Что касается аминокислот, то большинство из них, вопреки ожиданиям, давали с флуорескамином два продукта реакции, соотношение которых определялось природой аминокислоты. [c.340]

Тролл и Каннан [112] установили, что органические растворители — диоксан, этанол, метилцеллозольв, пиридин и фенол — ускоряют развитие окраски в различной степени. При комнатной температуре теоретический выход дают десять из всех обычных аминокислот. При 100 °С все аминокислоты, за исключением триптофана и лизина, реагируют количественно. Фенол (80%) в абсолютном этаноле и КСМ-пиридиновый реагент используются как наиболее эффективные растворители для нингидрин — гид-риндантиновой реакционной смеси. Другие аномальные реакции нингидрина описаны Шиллингом с сотр. [ИЗ]. [c.25]

При реакции (100 °С) нингидрин — гидриндантина и аминокислот образуется двуокись углерода [104]. При попадании пузырьков этого газа в кювету может нарушиться световой поток. Поэтому пузырьки газа, образующ,иеся в результате химической реакции или по другим причинам, должны легко и быстро удаляться. По той же причине необходимо удалять из кюветы и коллоидный осадок, образующийся из солей олова и, возможно, метилцеллозольва (см. обсуждение приготовления нингидринового реагента). Плотность таких коллоидных осадков в отличие от плотности пузырьков газа в некоторых случаях настолько высока, что поток буфера не может вымыть их из кюветы. Поэтому при конструировании кюветы всегда нужно учитывать возможность их загрязнения коллоидными осадками. [c.27]

Кроме детекторов, предназначенных для количественного анализа аминокислот и пептидов по реакции с нингидрином или другими реагентами, дающими цветную реакцию, были описаны Также и другие детекторы. Полярографическое определение аминокислот в виде их медного комплекса основано на образовании из двух молекул аминокислоты и одного иона меди темно-синего комплекса. Этот комплекс пропускают через ячейку поляро-графа, где определяется количество меди [122]. Аминокислоты можно также определять путем использования динитрофторбен-зола с последующим фотометрическим определением ДНФ-ами-нокислот при 420 нм [123]. [c.27]

Обычно пептиды при реакции с нингидриновым реагентом дают слабое окрашивание, так как они реагируют только свободной аминогруппой. Если же пептид подвергнуть щелочному гидролизу, то все освобождающиеся аминокислоты будут реагировать с нингидрином, давая интенсивное окрашивание. Метод [c.38]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология