Трипсин анализ

Рис. 94. Анализ кинетических данных [39] активации субстратом реакции гидролиза я-нитроанилида -лизина, катализируемой трипсином, в координатах выражения (6.96)

Подробный анализ небольших изменений при ассоциации трипсина и панкреатического трипсинового ингибитора быка проведен Хубером и стр. [269]. [c.126]

Для определения аминокислотной последовательности применяют частичный гидролиз, используя ферменты (такие, как пепсин, трипсин, химотрипсин) или химические реагенты, достаточно специфичные по их расщепляющей способности. Однако анализ таких гидролизатов дает неполную информацию относительно последовательности аминокислот. Дополнительная информация может быть получена путем анализа С- и К-концевых аминокислот. Большая часть последовательности может быть установлена путем получения различной величины пептидов с перекрывающимися аминокислотными остатками при использовании целого ряда ферментативных и химических методов. [c.8]

Электрофоретическое разделение НЬА и НЬ8 по методу подвижной границы показывает, что разница между зарядами этих молекул составляет один элементарный заряд на половину молекулы. Вполне возможно, что эта разница обусловлена заменой всего лишь одной аминокислоты в а- или р-цепи. Для того чтобы дать точный ответ, нужно было бы иметь данные полного анализа аминокислотной последовательности в обеих цепях. Однако установить участок, в котором два вида молекул гемоглобина различаются по аминокислотному составу, можно и без полного определения последовательности аминокислот. Протео-литический фермент трипсин гидролизует пептидные связи, в образовании которых участвуют карбоксильные группы остатков лизина и аргинина. И лизин, и аргинин имеют сравнительно длинные неразветвленные боковые цепи с положительным зарядом на конце. В каждой половине молекулы гемоглобина на 287 аминокислотных остатков приходится около 26 остатков лизина и аргинина. Таким образом, трипсиновый гидролизат половины молекулы гемоглобина должен содержать около 28 пептидов (поскольку в каждой половине имеются две различные цепочки), каждый из которых содержит в среднем немногим больше 10 остатков. В действительности при таком гидролизе отщепляется устойчивое ядро , содержащее около четверти аминокислотного состава половины молекулы. Анализ состава этого ядра , отделенного центрифугированием от прочих пептидов, показывает, что в НЬА и в НЬЗ оно имеет одинаковый аминокислотный состав и, вероятно, одинаковую последовательность аминокислотных остатков. [c.223]

Авторы использовали уточненную кристаллическую структуру небольшого белка (ингибитора трипсина) как систему, на которой можно испытать методы анализа структуры растворителя вблизи поверхности белка в терминах 6— 12-схемы и электростатических потенциалов. [c.218]

Солюбилизация углеводородов изучалась в водных растворах глобулярных белков яичного альбумина, сывороточного альбумина, 7-глобулина, лизоцима, а-кааеина, пепсина, а-химотрнпси-на, трипсина. Анализ аминокислотного состава белков позволил сделать заключение об определяющей роли гидрофобных взаимодействий в стабилизации их глобулярной структуры. [c.22]

Одним из наиболее исследованных семейств ферментов являются сери-нопротеазы. Все они предназначены для расщепления полипептидньгх цепей белков по механизму, в котором участвует боковая цепь аминокислоты серина (— Hj—ОН), находящейся в активном центре фермента. Три такие протеазы (трипсин, эластаза и химотрипсин) синтезируются в поджелудочной железе и вьщеляются ею в кишечник, где они превращают содержащиеся в пище белки в аминокислоты, способные всасываться через стенки кишечника. Благодаря возможности легко изолировать эти ферменты и их сравнительно высокой устойчивости их удалось интенсивно исследовать химическими способами еще до того, как стало возможным проведение рентгеноструктурного анализа белков. В настоящее время биохимический и рентгеноструктурный анализы позволили установить достаточно ясную картину функции этих ферментов, иллюстрирующую два аспекта действия любых ферментов каталитический механизм и специфичность к субстрату. [c.318]

Попытка обобщить данный материал сделана в настоящей книге, которая представляет собой логическое продолжение первой части, опубликованной ранее отдельным томом и посвященной анализу специфичности и кинетических аспектов действия ферментов на относительно простые субстраты, такие как алифатические и ароматические спирты и альдегиды, производные карбоновых кислот, замещенные аминокислоты и их производные (не выше ди- или три-пептидов). Главное внимание в первой части книги уделялось характеру фермент-субстрат ных взаимодействий на достаточно ограниченных участках активного центра и кинетическим проявлениям этих взаимодействий. В основе первой части книги лежит экспериментальный материал, полученный при изучении специфичности, кинетики и механизмов действия цинк- и кобальткарбоксипеп-тидазы, химотрипсина и трипсина из поджелудочной железы быка, алкогольде-гидрогепаз нз печени человека и лошади и пенициллинамидазы бактериального происхождения. Итогом первой части книги явились обобщение и формулировка кинетико-термодинамических принципов субстратной специфичности ферментативного катализа. [c.4]

А (Б. Меррифилд, 1969). Дальнейшее развитие получили аналит. методы стал широко использоваться автоматич. аминокислотный анализатор, созданный С. Муром и У. Стайном в 1958, существенно модифицированы хроматографич. методы, до высокой степени совершенства доведен рентгеноструктурный анализ, сконструирован автоматич. прибор для определения последовательности аминокислотных остатков в Б.-секвенатор (П. Эдман, Г. Бэгг, 1967) Благодаря созданию прочной методнч. базы стало возможным проводить широкие исследования аминокислотной последовательности Б. В эти годы была определена структура неск. сотен сравнительно небольших Б. (до 300 аминокислотных остатков в одной цепиХ полученных из самых разл. источников как животного, так и растит., бактериального, вирусного и др. происхождения. Среди них — протеолитич. ферменты (трипсин, химотрипсин, субтилн-зин, карбоксипептидазы), миоглобины, гемоглобины, цитохромы, лизоцимы, иммуноглобулины, гистоны, нейротоксины, Б. оболочек вирусов, белково-пептидные гормоны и др. В результате были созданы предпосылки для решения актуальных проблем энзимологии, иммунологии, эндокринологии и др. областей физ.-хим. биологии. [c.248]

Следующий этап теоретического конформационного анализа трипсино- ого ингибитора является одним из наиболее ответственных, узловых мо- [c.457]

Из четырех основных типов биополимеров — нуклеиновых кислот, полисахаридов, липидов и белков — последние наиболее изучены к настоящему времени, поскольку они доступнее для выделения и анализа. Белки оказались на переднем крае исследования биополимеров более столетия назад, когда Кюне [1] выделил и охарактеризовал фермент трипсин, а Хоппе-Сейлер [2] получил кристаллы гемоглобина. Эти опыты показали, что белки имеют вполне определенную структуру, что, однако, не было общепризнанным до тех пор, пока не удалось непосредственно наблюдать детали их атомного строения с помощью дифракции рентгеновских лучей. [c.8]

Гидролиз белков ЗМ /г-толуолсульфокислотой или АМ метан-сульфокислотой [7,8], содержащей 0,2% триптамина, в вакууме при 110°С, в течение 3 суток с хорощим выходом приводит к аминокислотам, включая триптофан, однако углеводы могут мешать. Триптофан можно определять также после щелочного гидролиза, но при этом разрушаются полностью аргинин, цист(е)ин, серин и треонин. Общее содержание амидов, обусловленное наличием аспарагина и глутамина, можно определить после гидролиза 10 М НС1 при 37°С в течение 10 суток и последующего анализа на аммиак с помощью микродиффузионной техники. Раздельное определение аспарагина и глутамина можно провести с помощью предварительной этерификации (метанол-уксусный ангидрид) свободных карбоксильных групп, последующего восстановления (борогидрид лития) образовавшихся сложноэфирных групп и определения аспарагиновой и глутаминовой кислоты после кислотного гидролиза соответственно в виде v-гидрокси-а-аминомасляной кислоты и б-гидрокси-а-аминовалериановой кислоты. Содержание аспарагина и глутамина получают путем вычитания этих величин из содержания аспарагиновой и глутаминовой кислот после полного гидролиза немодифицированного белка. Полный ферментативный гидролиз белков без деструкции аминокислот можно осуществить, используя смешанные конъюгаты Сефарозы с трипсином, химотрипсином, пролидазой и аминопептидазой М [9] [c.260]

После того как установлена первичная структура- какого-либо белка, обычно нет необходимости проводить полное изучение аминокислотной последовательности у гомологичных белков из близких (соответствующих) источников. Быстрый ответ можно получить, используя технику трипсинового фингерпринта . Для этого подвергают гидролизу трипсином белок с известной структурой и параллельно ему гомологичный белок полученные в результате гидролиза пептиды разделяют обычно с помощью двумерного электрофореза или хроматографии. Если разница в последовательностях невелика, то больщинство пептидов должны занимать идентичное положение на двумерном фингерпринте. Те немногие пептиды, которые отличаются по подвижности, необходимо элюи-.ровать и подвергнуть аминокислотному анализу по Эдману. Эта техника особенно полезна при изучении аномальных гемоглобинов, которые отличаются от нормального природой только одного участка. [c.276]

В работе [153] проведен анализ структуры лизоцима, химо-трипсина, миоглобина, эластазы, рибонуклеазы, папаина и карбоксипептидазы. Указанные положения в целом подтвердились. Так, в лизоциме определено 17 поворотов цепи, причем в них входят практически все остатки Гли. Установлено, что наличие Гли является достаточным, но не необходимым условием резкого поворота. В семи поворотах из 16 в участках максимальной кривизны находятся Сер, Асп, Арг, Три. Эти же остатки соседствуют с поворотными остатками Гли. Аналогичные закономерности установлены для химотрипсина, эластазы, рйЬонуклеа-зы, папаина. Из 19 остатков Гли а-химотрипсина 17 располагаются в поворотных участках, в эластазе из 25 Гли 23 находятся в поворотах. Наряду с названными остатками в поворотах участвуют еще Тре, Асн, Лиз, Глн. Включение наряду с Гли одного из этих остатков, по-видимому, существенно для анализа поворотов. Для поворотов весьма важно также наличие водородных связей между боковым радикалом и основной цепью (Сер). [c.252]

Расщепление полипептидной цепи на фрагменты проводят обычно при помощи протеолитических ферментов, таких, как трипсин, химотрипсин или пепсин. Эти ферменты действуют на различные участки полипептидной цепи, так как имеют повышенное сродство к различным аминокислотным остаткам. Необходимо учитывать также соседние аминокислотные остатки, т. е. пространственное окружение атакуемой пептидной связи. Оказалось, что трипсин гидролизует только те пептидные связи, в образовании которых участвует карбоксильная группа лизина или аргинина, а химотрипсин гидролизует связи по фенилаланину, триптофану и тирозину Обычно протеолитические ферменты, гидролизующие полипептидные цепи, предварительно иммобилизуют на нерастворимых матрицах для более легкого отделения их от продуктов гидролиза. Далее определяют аминокислотные последовательности каждого полипептидного фрагмента. Для этого чаще всего используют метод Эдмана, заключающийся в анализе полипептида только с Ж-конца. Концевая аминокислота при взаимодействии с фенилизотиоцианатом в щелочной среде образует стойкое соединение, которое можно отщепить от полипептида без его деградации. Фенилтиогидантоиновое (ФТГ) производное аминокислоты идентифицируется хроматографическим методом. После идентификации концевого Ж-амино-кислотного остатка метка вводится в следующий аминокислотный остаток, [c.41]

В к лассических работах 60-х — начала 70-х годов для расщепления белка использовались главным образом такие методы, которые позволяли получать большое число фрагментов небольшого размера. Структура их изучалась классическими методами анализа (ручной метод Эдмана. ДНС-Эдман, расщепление карбоксипепти-дазами и амииопептидазами). При этом для основного гидролиза применялся главным образом трипсин, а для получения перекрывающихся пептидов также использовались ферментативные методы гидролиза (химотрипсин, термолизин и пепсин). [c.76]

Бактериологическое исследование. Перед посевом исследуемый материал предварительно растирают в фарфоровой ступке. Засевают 10—12 мл материала в среду накопления (Китта —Тароцци или др.). Одну пробу засевают в 4 флакона, два из которых прогревают один при 60 °С в течение 15 мин (для селекции С. botulinum типа Е), другой — при 80 °С в течение 20 мин. Накопление культур клостридий ботулизма типов Е и F происходит при 28 °С, а для выращивания клостридий типа Л и В посевы культивируют при 35 °С в течение 48 ч. Для активации токсина Е (из протоксина) к питательной среде добавляют трипсин (до конечной концентрации 0,1 %). Остатки образцов исследуемого материала сохраняют в холодильнике до окончания анализа. [c.197]

Основное внимание мы будем уделять тем белкам, структура которых в ативном состоянии была (расшифровала с 1по мощью рентгеноструктурного анализа лизоциму, рибонуклеазе, миоглоби-ну, гемоглобину и инсулину. Некоторое внимание будет уделено трипсину, химотрипсину и их предшественникам, а также цитохрому, для которых структура известна частично или, по крайней мере, определена последовательность аминокислот. В основном исследования выполнялись с помощью протонного магнитного резонанса, но ограниченное применение в специальных исследованиях получил и ЯМР других ядер ( Р, Р, и др.). [c.348]

Анализы показывают, что образовавшийся трипсин (третий столбец) лишь частично отражает долю превращенного трипси- [c.227]

Для установления точной последовательности аминокислот четыре больших пептидных фрагмента, полученных из окисленной рибонуклеазы при гидролизе ее трипсином, подвергались гидролизу с химотрипсином [78]. Миллиграммовые количества были выделены и освобождены от солей для уменьшения потерь при последующем анализе. Эти пептиды были исследованы всеми доступными методами белковой химии (автоматический аминокислотный анализ [162], ступенчатое расщепление фенилизотиоцианатом [50, 156, 157], динитрофенилирование и определение К-концевых аминогрупп [57, 77], гидролиз концевых групп карбоксипептидазой [57] и лейцинаминопептидазой [161]). [c.415]

При определении лейцинаминопептндазы и трипсина, ковалентно связанных с сефарозой, Кельш и др. [41] сопоставили пять методов определения связанных белков 1) основанный на балансе белка перед и после связывания 2) аминокислотный анализ после кислотного гидролиза 3) модифицированный метод Лоури 4) спектрофотометрический и 5) флуориметрический. Преимущество двух последних методов, которые они исследовали детально, состоит в том, что эти методы не приводят к разрушению геля. Как и метод Лоури, они характеризуются простотой, низким пределом обнаружения и высокой воспроизводимостью. [c.244]

Концентрация выделяемого вещества в сорбируемом растворе влияет на скорость достижения равновесия главным образом при сорбции в статических условиях. На рис. 10.4 показаны ориентировочные опыты, проведенные Поратом и Сандбергом (см. в [32]). Порции (по 1 г) сефарозы с прикрепленным соевым ингибитором трипсина встряхивались с растворами, содержащими равные количества трипсина, но отличающимися по концентрации измерялась остаточная активность трипсина через различные интервалы времени. Анализ полученных результатов позволил сделать вывод, что для суспензии, содержащей 1% частиц адсорбирующего 6%-ного (или менее сшитого) геля диаметром 50—100 мкм, в растворе, содержащем выделяемое вещество молекулярной массы 10 000—100 000, для сорбции необходимое время контакта с веществом составляет 20—30 мин. Объемистые белковые молекулы или частицы размером >10 дальтон требуют более продолжительного времени для диффузии к связывающим участкам аффин- [c.265]

Осуществленный таким способом гидролиз пептидньк связей-это необходимый шаг в определении аминокислотного состава белков и последовательности составляющих их аминокислотных остатков. Пептидные связи могут быть гидро-лизованы также под действием некоторых ферментов, таких, как трипсин и химотрипсин, представляющие собой протеолитические (белок-расщепляю-щие) ферменты, секретируемые в кишечник и способствующие перевариванию, т. е. гидролитическому расщеплению, белков, входящих в состав пищи. Если кипячение пептидов с кислотой или щелочью приводит к гидролизу всех пептидных связей независимо от природы и последовательности соединенных при их помощи аминокислотных звеньев, то трипсин и химотрипсин осуществляют каталитическое расщепление пептидов избирательным образом. Трипсин гидролизует только те пептидные связи, в образовании которьсс участвуют карбоксильные группы лизина или аргинина. Химотрипсин же атакует только те пептидные связи, которые были образованы с участием карбоксильных групп фенилаланина, триптофана и тирозина. Как мы увидим дальше, такой избирательный ферментативный гидролиз оказьшается очень полезным при анализе аминокислотных последовательностей белков и пептидов. [c.130]

Каждый из этих ферментов атакует вполне определенные пептидные связи. Трипсин катализирует гидролиз пептидных связей, карбонильная группа которых принадлежит одной из основных аминокислот, обычно аргинину или лизину. Пепсин и химотрипсин предпочтительно катализируют гидролиз тех пептидных связей, в образовании которых участвуют ароматические аминокислоты, в частности триптофан, тирозин и фенилаланин. Среди протеолитических ферментов наиболее высокой специфичностью обладает трипсин поэтому именно он наиболее подходит для такого рода анализа. Ясно, однако, что при помощи только одного, пусть даже абсолютно специфичного, фермента невозможно определить полную последовательность аминокислот в полипептиде. Если, например, триптическое расщепление полипептида дало пять фрагментов (пептидов), в сумме соответствующих всей цепи, и если даже для каждого из них удалось установить аминокислотную последовательность, то это еще не все требуется узнать, в каком порядке эти пептиды располагались в нативном полипептиде. Чтобы узнать это, необходимо получить другие пептиды, которые перекрывались бы с первыми. Главное преимущество ферментативного гидролиза — специфичность реакции расщепления в отношении природы расщепляемых пептидных связей накладывает в то же время строгое ограничение на применимость этого метода. В идеале желательно было бы, например, иметь возможность расщеплять иногда те пептидные связи, которые в норме трипсином не атакуются, или, наоборот, предохранять от расщепления связи заведомо чувствительные. Недавно были предложены некоторые модификации методики, которые позволяют в какой-то мере решить эту задачу. Так, например, реакция е-аминогруппы лизина с этилтрифтортиоацетатом в слабо щелочном растворе дает блокированный по аминогруппе остаток, пептидная связь которого не атакуется трипсином [c.90]

Карбоксипептидазы А и В образуются при гидролизе трипсином соответствующих прокарбоксипептидазных предшественников, синтезируемых в поджелудочной железе [187J. Из этих двух ферментов более подробно изучена карбоксипептидаза А, и проведено ее детальное исследование методом рентгеноструктурного анализа [29, 188, 189]. Карбоксипептидаза А быка (КПА) представляет собой фермент, содержащий 307 аминокислот в единственной полипептидной цепи, которая прочно связывает 1 г-ион Zn(II) на 1 моль фермента. Необходимость Zn(ll) для ферментативной активности была впервые продемонстрирована тем, что КПА, свободная от иона металла, неактивна, но активность восстанавливается при добавлении Zn(II) [190, 191]. По-видимому, фермент, не содержащий металла, в основном сохраняет структурные свойства активной КПА [191]. Позже на основе данных рентгеноструктурного анализа [29] было четко установлено, что роль иона Zn(ll) при гидролизе пептидов заключается в связывании субстрата. При протеолизе фермент проявляет стереохимическую специфичность, отщепляя С-конце-вую аминокислоту от пептидной цепи только в том случае, если С-концевая карбоксильная группа свободна и если аминокислота имеет L-конфигурацию [192, 193]. Обычно наблюдается более высокая активность, если остаток С-концевой аминокислоты содержит ароматическую группу или разветвленную цепь [194]. [c.76]

Эффективным заместителем иона Са(П) при активации а-амила-зы [309] и при конверсии трипсиногена в трипсин [308] является ион N(1(111). Предварительные исследования [316, 317] показали, что специфическая активность нуклеазы стафилококка с тимидин-3 -фосфат-5 -(п-нитрофенилфосфатом) в качестве субстрата примерно в полтора раза выше в присутствии иона Мс1(111), чем в присутствии иона Са(11). Однако из данных ЯМР следует, что связывание иона N(1(1 И), вероятно, происходит вблизи гистидина-46 и остатка глу-тамата [316, 318]. Для определения различия структурных ограничений при связывании Са(П) и ионов лантанидов нуклеазой стафилококка необходим детальный анализ стереохимии расположения ионов лантанидов относительно соседних аминокислотных остатков. В отличие от термолизина [311] попытки получить лантанид-замещенную нуклеазу стафилококка в кристаллической ( юрме до сих пор не увенчались успехом [299]. Таким образом, эти результаты показывают, что структурные требования при связывании иона [c.121]

Аминокислотный состав точно установлен сейчас для многих десятков ферментных белков, так как с развитием методов препаративной энзимологии (кристаллизации и иных способов очистки) их можно получать весьма чистыми и в больших количествах. Анализы показали, что ферменты по составу не отличаются от других белков и состоят только из аминокислот, если не включают в себя еще простетической группы. Каких-либо особых компонентов в них нет. Расшифровка же последовательности аминокислот в цепях — задача более сложная и пока разрешена для небольшого числа ферментов рибонуклеазы, цитохрома С, лизо-цима (мурамидазы), трипсина, химотрипсина, папаина и ряда других. В настоящее время заканчивается исследование еще ряда белков. Молекула рибонуклеазы, например, оказалась состоящей из одной полипептидной цепи, содержащей 124 аминокислотных остатка молекула химотрипсиногена, предшественника химотрипсина,— также из одной цепи с 246 остатками трипсиногена— с 229 остатками аминокислот. Тем не менее в молекуле а-химотрипсина найдены три цепи. У большинства изученных [c.72]

Смотреть страницы где упоминается термин Трипсин анализ: [c.308] [c.219] [c.240] [c.288] [c.113] [c.191] [c.181] [c.277] [c.489] [c.546] [c.166] [c.261] [c.181] [c.261] [c.205] [c.77] [c.623] [c.409] [c.44] [c.124] [c.217] [c.364]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология