Гистидин, ионизация

Для обнаружения ароматических и гетероциклических а-ал нокислот используется ксантопротеиновая реакция (реакция фенилаланин, тирозин, гистидин, триптофан). Например, п действии концентрированной азотной кислотой на тирозин ( разуется нитросоединение, окрашенное в желтый цвет. При j бавлении к нему щелочи окраска становится оранжевой в Bf ионизацией фенольной гидроксильной группы и увеличени вклада аниона в сопряжение. [c.336]

Определение температурной зависимости рК гистидиновых остатков показало, что энтальпия и энтропия ионизации Гис-105, который расположен на внешней поверхности глобулы доступен для взаимодействия с растворителем, имеют нормальные значения, такие же, как и для самого гистидина. Но они совершенно аномальны для Гис-119 и Гис-12. Оказалось, что значения энтальпии ионизации этих остатков изменяются от аномально малых до аномально больших при повышении температуры, в то время как значения энтропии меняются от отрицательных до положительных. Температура этого перехода около 32 °С. Можно предполагать, что при этой температуре в структуре белка могут. иметь место лишь незначительные конформационные перестройки. Для подтверждения и более полной интерпретации этих фактов необходимы дальнейщие исследования. [c.366]

Из анализа этих данных следует, что в каталитическом акте принимает участие группировка с рКь 6,48, которая при образовании комплекса Михаэлиса теряет способность к ионизации, но освобождается после отщепления холина. Аналогично ведет себя вторая группировка активного центра, имеющая в исходном ферменте рКа 9,35. Величине рК основной группы наиболее близка к значению рК имидазольной группы гистидина. Кислотная группа с рК 9,35 может представлять ОН-группу тирозина, либо 5Н-группу цистеина. Таким образом, из данных Лейдлера и Крупки следует, что рк тех же группировок в ацетилированном ферменте отличается от значений рК в исходном ферменте. [c.183]

При 25° значения р/С для гистидина последовательно равны 1,82, 6,00 и 9,17, а величины теплоты ионизации соответственно-примерно 1,2, 6,9 и 9,4 ккал/моль. Сделайте набросок кривой титрования. Укажите, к каким группам молекулы гистидина относятся приведенные значения рКа- [c.101]

Гуанидиновая группа аргинина и е-аминогруппа лизина (рК 12,48 и 10,53) являются сильными основаниями, и их ионизация более резко выражена, чем ионизация аминогрупп моноаминокислот имидазольная же группа гистидина обладает лишь слабоосновными свойствами. Отдаленные молекулярные группировки оказывают лишь незначительное влияние на постоянные диссоциации аминокислот. В связи с этим можно ожидать, что и постоянные ионизации белков будут близки к постоянным ионизации аминокислот. [c.78]

Однако существуют веские свидетельства в пользу того, что для проявления каталитической активности необходима имидазольная группа остатка гистидина в активном центре фермента. Зависимость от pH максимальных скоростей как стадии ацилирования, так и деацилирования показывает, что активность фермента пропорциональна доле основной формы группы с рК 7, что лежит в области рК, ожидаемой для имидазольной группы. Одно это не может служить строгим доказательством, что имидазольная группа включается в активный центр это значение рК может отражать 1) ионизацию некоторой другой ионогенной группы, величина рК которой искажена белком 2) имидазольную группу, протонизация которой вызывает образование каталитически неактивной конформации фермента 3) изменение скорость определяющей стадии, а не ионизацию какой-либо группы. Более строгое свидетельство, что имидазольная группа участвует в катализе, следует из факта, что фермент необратимо инактивируется при алкилировании имидазольной группы аналогом субстрата хлоркетоном VIH. [c.177]

Влияние pH среды на скорость ферментативных реакций обусловлено тем, что ферменты содержат большое количество групп, способных к ионизации (а-карбоксильная, а-аминогруппа, карбоксильные и аминогруппы в дикарбоновых и диаминокислотах, сульфгидрильная группа цистеина, фенольный гидроксил тирозина, имидазольное кольцо гистидина, гуанидиновая группировка аргинина и т. д.). Изменение pH среды влияет на состояние ионизации этих групп и, следовательно, на заряд молекулы фермента. В зависимости от pH среды изменяется пространственное расположение полипептидных цепей молекулы фермента, что сопровождается сближением или удалением некоторых функциональных групп. Наибольшее значение, по-видимому, имеет характер ионизации групп активного центра и близлежащих функциональных групп. [c.231]

Самый ценный вывод, который был сделан на основании данных, полученных методом рентгеноструктурного анализа, состоит в том, что основной группой, отщепляющей протон от 2 -гидроксила, является Н1з-12, в то время как кислотная группа, отдающая протон уходящему 5 -кислороду, принадлежит Н1з-П9 [59]. (Любопытно, однако, что синтезированное производное рибонуклеазы с М -карбоксиметилированным остатком Н13-12 проявляет некоторую каталитическую активность — факт, в связи с которым возникает ряд вопросов [60].) Характер зависимости активности рибонуклеазы от pH согласуется с предложенным механизмом, поскольку найдены два значения р а (5,4 н 6,4), соответствующие двум группам, состояние ионизации которых контролирует активность фермента. (На основании ЯМР-спектров, показанных на рис. 2-42, было получено значение р/Са, равное 5,8.) Вблизи двух остатков гистидина расположен остаток Ьуз-41. Возможно, его положительный заряд используется для частичной нейтрализации отрицательного заряда на атомах кислорода фосфатной группы, облегчая атаку нуклеофильным агентом. С точки зрения химии рибонуклеазы интересен тот-факт, что под действием бактериальной пептидазы отщепляется фрагмент, содержащий двадцать аминокислотных остатков. Этот 5-пептид . Может воссоединяться с остальной частью молекулы с образованием активного фермента, называемого рибонуклеазой 5. Структура этого, фермента была определена методом дифракции рентгеновских лучей и по существу оказалась аналогичной структуре нативной рибонуклеазы. [c.121]

Подобно аминокислотам, белки сочетают в себе как кислотные, так и основные свойства. Являясь амфотерными полиэлектролитами, белки тем не менее существенно отличаются от свободных аминокислот, кислотно-основные свойства которых обусловлены а-амино- и а-карбоксильными группами. В белках основной вклад в формирование кислотно-основных свойств вносят заряженные радикалы аминокислотных остатков, расположенные на поверхности белковой глобулы. Основные свойства белков связаны с такими аминокислотами, как аргинин, лизин или гистидин, а кислые — с аспарагиновой и глутаминовой аминокислотами. Что касается а-аминных и а-кар-боксильных групп аминокислот, то их ионизация не имеет существенного значения, так как подавляющее их число участвует в образовании пептидных связей. Кривые титрования белков достаточно сложны для интерпретации. Это связано, во-первых, с наличием большого числа титруемых групп, а также с тем, что рА для каждой титруемой группы в белке может существенно отличаться от таковой в аминокислоте. Это связано с электростатическими взаимодействиями между ионизированными группами белка, наличием близко расположенных гидрофобных остатков, а также влиянием водородных связей. [c.52]

ВгО. Зависимости химических сдвигов протонав гистидина от рВ показаны на рис. 13.5. Наибольшие изменения химического сдвига с увеличением рО наблюдаются для С-2-протона, сигнал которого лежит в самом слабом поле. Соответствующая кривая на рис. 13.5 описывает ионизацию имидазольного цикла и совершенно не зависит от степени ионизации амино- и карбоиоильной Лрупп. Химический сдвиг а-яротона не зависит от ионизации цикла. Все четыре стадии ионизации гистидина, протекающие соглас- [c.263]

В главе 7 (стр. 107) обсуждается ряд типичных амфотерных соединений (табл. 8.13). Большинство из них — аминокислоты они являются составной частью протеинов, их нижнее значение рКа около 2,0, а верхнее значение в пределе 8—10 (некоторые имеют оба значения рКа = 8—10). Гистидин несколько отличается от других соединений, имея значения рКа=1,8 6,1 и 9,2. Значения рКа тринадцати нафтиламиносульфокислот (приведены только константы ионизации с отщеплением протона)— ценные дополнения к значениям рКа анилинсульфокислот (табл. 8.13). [c.144]

Такое поведение характерно для имидазольной или аминогруппы, но не для тнрозинового или серинового гидрокспла. Теплота ионизации группы, принимающей частие в лимитирующей стадии, составляет 7 ккал/моль для трипсина [74а] и 11 ккал/моль для а-химотрипсина [53]. Величина ЛЯ для имнд-азольной группы гистидина в белках равна 6,9—7,5 ккал/моль, а для фенольной группы тирозина - 6,0 ккал/моль. Естественно, необходимо учитывать то обстоятельство, что, если механизм реакции включает предравновесные стадии или конформацион-ные превращения, предшествующие лимитирующей стадии, то величина ЛЯкаж не обязательно должна быть идентичной ЛЯ . [c.258]

Многие интересные и важные свойства белков объясняются тем, что белки содержат большое число ионизирующихся групп, в результате чего они почти при всех условиях являются полиэлектролитами. В ионизации у таствуют главным образом боковые цепи глутаминовой и аспарагиновой кислот, лизина, гистидина, аргинина, цистеина и тирозина (см. табл. 8). Что касается а-аминогрупп и а-карбоксильных групп аминокислот, составляющих молекулу белка, то их ионизация не имеет существенного значения, так как подавляющее большинство этих групп участвует в образовании пептидных связей. [c.70]

Из косвенных методов чаще других используется метод, основанный на изучении рН-зависимости некоторых параметров реакции, таких, например, как максимальная скорость или константа Михаэлиса. Изменение этих параметров в зависимости от pH часто напоминает по своему характеру титрование одной ионизируемой группы (см. гл. VI). Можно поэтому определить соответствующее значение pi a этой группы и попытаться идентифицировать ее путем сравнения полученного значения рЛТ с известным значением p7i для боковых цепей различных аминокислот. Все это сопряжено с известными трудностями. В результате взаимодействия с соседними группами в белке, а также с субстратом или буфером величина pZ для ионизируемой группы в белке может заметно отличаться от соответствующей величины для той же группы, присутствующей в свободном виде в растворе. Кроме того, величины pifa для различных титруемых групп белков в значительной степени перекрываются. Например, группа с pif 10 может быть либо аминогруппой, либо фенольной гидроксильной группой, либо сульфгидрильной группой. В некоторых случаях определение величины A/i ионизации помогает приписать данное значение рЛТ той или иной группе, однако нередко однозначное отнесение полученного значения рЖ к определенной функциональной группе оказывается все же невозможным. Известно также, что рН-зависимость может отражать титрование нескольких остатков, а не какой-либо одной индивидуальной группы. Наконец, крутые перегибы кривых, описывающих зависимость скорости реакции от pH, могут вызываться ие только титрованием, но также и другими факторами, например изменением стадии, лимитирующей скорость реакции. К счастью, все эти ослол<иения возникают не всегда. Часто заключения, сделанные на основании рН-зависимости, удается подкрепить другими методами. Исходя из данных по зависимости максимальной скорости реакции от pH, следует, например, считать, что у всех ферментов, перечисленных в табл. 29, в каталитическом акте участвует остаток гистидина. Для химотрипсина это заключение подтвернодается тем, что соответствующий хлоркетон, являющийся аналогом субстрата химотрипсина, избирательно реагирует с одним остатком гистидина и вызывает таким путем инактивацию фермента. На основании [c.199]

Тщательное исследование рН-функций оказалось весьма ценным при изучении механизма действия гидролаз. Возможность изолировать индивидуальные кинетические стадии с помощью методов остановленного потока, стационарной кинетики и релаксационной техники позволила получить вполне четкие результаты. Наиболее определенные данные при использовании некоторых субстратов были получены для трипсина и химотрипсина [2,3]. Именно с помощью такого подхода впервые было уста-йовлено участие остатков гистидина в механизме действия химотрипсина на стадиях ацилирования и деацилирования. Некоторые данные стационарной кинетики привели к полезным выводам о механизме действия негидролитических ферментов. Можно думать, что этот метод анализа механизмов ферментативных реакций будет быстро развиваться. Группа Альберти [4] провела очень тщательное измерение величин р/С и энтальпии ионизации связывающих группировок фумаразы. Данные о [c.217]

Итак, электрический заряд на поверхности белковой молекулы и ее изоэлектрическая точка определяются ионогенными группами боковых цепей аминокислот, ибо в зависимости от pH окружающей среды эти группы способны либо присоединять протоны, либо отдавать их. Количество этих группировок и их тип могут быть определены с помощью электрометрического титрования, кривые которого показывают зависимость числа связанных белком протонов от pH окружающей среды. Однако необходимо сразу же заметить, что в белковой молекуле может содержаться очень большое число титруемых групп, в силу чего перекрывание областей ионизации различных групп може быть значительным. Это, естественно, затрудняет вычисление точного количества данного вида групп по кривой титрования, равно как и дифференцирование количества а-карбоксильных групп белков от р- и у-карбоксильных групп дикарбоновых кислот, так же как и концевых а-аминогрупп от гуанидиновых групп гистидина. [c.160]

В состав активного центра ферментов входят кислотные или основные группы, находящиеся в необходимом для данного типа реакции состоянии ионизации. В состав каталитических центров большинства изученных ферментов в различном сочетании входят имидазол гистидина, флавины, тиоловая группа цис еина, карбоксильные группы аспарагиновой и глутаминовой кислот, спиртовая группа серина, пиродоксалевая группа и некоторые другие группы. [c.499]

Белки обладают, по существу, теми же ионными группами, что и аминокислоты. Однако в белке большинство сс-аминогрупп и с -карбоксильных групп связаны друг с другом пептидными связями. Кислые группы белков представлены главным образом свободными карбоксильными группами аспарагиновой и глутаминовой кислот, ионизация которых соответствует рК 3,87 и 4,28 (табл. 7). К основным группам белков относятся гуанидиновые группы аргинина (рК 12,48) и е-аминогруппы лизина (рК 10,53). Гидроксильные группы тирозина и сульфгидрильные группы цистеина отдают свои протоны в одной и той же области pH (рК около 10), в то время как имидазольные группы гистидина титруются вблизи pH 6 (табл. 7). [c.81]

Если входящие в состав пептида аминокислоты содержат по одной амипной и карбоксильной группе, молекула пептида имеет ионизируемые группы только на своих концах. В цепях природных пептидов, белков, часто встречаются аминокислоты, исходно обладающие более чем двумя ионизируемыми группами. К таким аминокислотам относятся гистидин (см. выше), глутаминовая и аспарагиновая кислоты (более одной карбоксильной группы), лизин (две аминогруппы), аргинин (гуанидиновая группа) и т. д. Высокомолекулярные соединения, содержащие много ионных (или способных к ионизации) групп, называются полиэлектролитами. Наряду с другими соединениями к полиэлектролитам относятся нуклеиновые кислоты. В нейтральном растворе каждая субъединица нуклеиновой кислоты несет отрицательный заряд, обусловленный диссоциацией фосфатной группы (рис. 20). В кислых растворах в ионизационное равновесие нуклеиновых кислот значительный вклад вносят пуриновые и пиримидиновые основания. В табл. 6 приведены также примеры некоторых синтетических полиэлектролитов [24]. [c.65]

Третье предположение было выдвинуто Каннингемом [31], который считал, что хотя р/С фосфорилируемой группы активного центра химотрнпсина и подтверждает участие гистидина в реакции, но теплота ионизации этой группы (определенная по изменению р/С в зависимости от температуры) выше, чем найденная для гистидина. Как и Портер и др., Каннингем считал, что в активном центре находится модифицированный серин , но, по его мнению, серин был модифицирован соседним имидазольным кольцом (возможно, принадлежащим гистидину). Его гипотеза применима также и для холинэстеразы. [c.104]

Главное отличие кислотно-основных свойств изофермента С от описанной выше формы В заключается в положении изоэлектрической точки (при pH 7,3 и 5,8 соответственно) [70]. Оба изофермента имеют похожие кривые титрования (скачок при pH 4 7 скрытых остатков гистидина [70]). Три тирозильных остатка титруются нормально, остальные шесть находятся в глубине молекулы. Медленная ионизация последних сопровождается необратимыми изменениями конформации. Форма С, по-видимому, более чувствительна к щелочной денатурации, чем форма В [70]. [c.572]

Помимо нолиэлектролитов с гибкими цепными полиионами, которые могут иметь широкий набор конформаций, рассмотрению подлежат заряженные макромолекулы, принимающие специфические конформации, обсужденные в гл. III. Белки имеют разнообразное множество ионогенных групп в боковых цепях аминокислотных остатков, а именно карбоксильные группы глутаминовой и аспарагиновой кислот, имидазольпые группы гистидина, аминогруппы лизина, фенольные группы тирозина, тиольные группы цистеипа и гуанидиновые остатки аргинина. Поэтому в зависимости от состояния ионизации они могут обладать суммарным положительным или отрицательным зарядом. Третичная структура глобулярных белков обычно достаточно устойчива для того, чтобы допустить значительное увеличение суммарного заряда до начала денатурации. Другим полиэлектролитом со специфической конформацией является нативная форма дезоксирибонуклеиновой кислоты. Мы видели, что она существует в растворе в виде двойной спирали, которая ведет себя почти так же, как и жесткая стержневидная частица. В нейтральном растворе вследствие ионизации функциональной группы фосфорной кислоты частица имеет один отрицательный заряд, приходящийся на нуклеотидный остаток. В кислой или щелочной среде в установлении ионизационного равновесия принимают участие пуриновые и пирамидиновые остатки, что, как будет показано ниже, влияет на устойчивость нативной формы ДНК. [c.268]

Для бутирил- и пропионилхолинэстераз показано, что в их эстераз-ных центрах находится по одной основной нуклеофильной группе с рК 5,8—7,0 и по кислой электрофильной группе с рК 8,9—9,5. Имидазольная группа гистидина — единственная группа белка с рК5,6— 7,1 среди основных групп белка. Теплота ионизации для холинэсте- [c.165]

Нуклеофильный атом азота имидазольной группы гистидина оттягивает на себя протон, активируя молекулу перекиси водорода, которая замещает ОН-группу у атома железа. Последняя протонируется гистидином и образует молекулу воды. Первое пероксосоединение Ре +—О—О—Н разлагается с образованием еще одной молекулы воды, одновременно присоединяя вторую, депротонированную гистидином молекулу Н2О2. Для регенерации исходной структуры активного центра достаточно обратимой ионизации имидазола, что является довольно быстрым процессом в области pH от 6 до 8. [c.216]

По зависимости скорости ферментативной реакции от концентрации водородных иопов можно определить, какие ионогенные группы фермента участвуют в каталитическом процессе (входят в активный центр фермента). Так как группы, входящие в активный центр фермента, могут выполнять каталитические функции только в определенной ионной форме, то, определив константу ионизации (р ) этих групп, можно сделать предположение о присутствии той или иной функциональной группы в активном центре фермента. Например, для целого ряда гидролитических ферментов значение рК лежит в области 6,5—7,5 и совнадает со значениями рК имидазольной группы свободного гистидина. [c.232]

К настоящему времени получено большое количество фактов, объясняющих механизм действия ферментов фенолазного комплекса. О детальной структуре переносящих кислород белков известно мало. Есть данные, что они содержат два атома меди (Си+). Исходя из константы ионизации иона меди (Си+) с гемоцианином, которая близка по величине константе комплекса Си+-цистеин, полагают, что местом связи меди с белком являются группы — SH (цистеина или гистидина). [c.148]

На основании последующих исследований был сделай вывод, что кз катализируемого химотрипсином гидролиза этилового эфира ацетил-/,-тирозина, этилового эфира ацетил-1.-трш1тс>фана и амида aцeтил-L-тиpoзинa зависит от ионизации группы с кажущейся р/Са, равной 6,7 (388, 389]. Эти данные можно объяснить участием имидазольной группы гистидина о каталитическом процессе. Применение метода, заключающегося в изучении влияния pH в стадии катализа, является само по себе важным достижением в деле изучения активной области гидролитических ферментов, так как ранее обычно рассматривалась только графическая зависимость общей скорости ферментативных реакций от pH, имеющая колоколообразную форму. [c.143]