Значение определения конечных аминокислот

Альбумины от других протеинов отличаются сравнительно низки№ молекулярным весом так, по Зеренсену молекулярный вес яичного альбумина, определенный по осмотическому давлению и по Сведбергу— скоростью седиментации, равен 34 000—34 500. Молекулярный вес альбумина кровяной сыворотки равняется приблизительно 15000-Молочный, или лактоальбумин, мало изучен, и количество его в молоке незначительно (0,1%). В растениях альбумины встречаются в небольшом количестве. Для пластических масс имеет значение лишь альбумин кровяной сыворотки, так как два других животных альбумина,, ввиду их высокой пищевой ценности, не могут служить сырьем для пластических масс. Молочный альбумин в СССР при получении-казеина из молока в настоящее время не выделяется, он идет в отход, вместе с остальными веществами снятого молока. Но если бы даже удалось организовать у нас рациональную переработку молочных, отходов с получением других продуктов, кроме казеина и, в частности, лактоальбумина, то использование его конечно должно итти по пищевой линии, так как в составе молочного альбумина имеется до 7 /(к триптофана, значительно больше, чем в других белковых веществах В отличие от прочих аминокислот, триптофан не может быть синтезирован организмом животного и должен быть введен извне. Потребность молодого растущего организма в этой аминокислоте очень, значительна, и поэтому молочный альбумин должен утилизироваться прежде всего для пищевых целей- Табл. 14 дает аминокислотный состав альбуминов. [c.191]

Экспериментально было установлено, что метод титрования формальдегидом дает заниженные результаты при определении аминного азота в таких аминокислотах, как лизин. Несколько менее заниженные результаты получаются при анализе некоторых других аминокислот, например, гистидина и фенилаланина. Как показывает опыт, истинные конечные точки при титровании индивидуальных аминокислот не соответствуют одной и той же величине pH. При титровании смесей всегда необходимо выбрать для конечной точки определенное значение pH и в зависимости от этого [c.211]

ЗНАЧЕНИЕ ОПРЕДЕЛЕНИЯ КОНЕЧНЫХ АМИНОКИСЛОТ [c.214]

Проблема синтеза пептидов имеет чрезвычайно важное значение, поэтому ей было уделено очень большое внимание. Основная трудность при конструировании цепи, например, из 100 аминокислот, расположенных в определенном порядке, заключается в величине конечного выхода. Требуется по крайней мере 100 отдельных синтетических стадий, и если выходы на всех стадиях составляют величину, равную п-100%, то конечный выход будет равен п -100%. Так, если выход на каждой стадии составляет 90%, то конечный выход составит только 0,003%. Очевидно, что лабораторный синтез пептидной цепи, сравнимой по величине с теми, которые содержатся в белках, должен быть необычайно эффективным процессом. Способность живых клеток осуществлять синтез таких веществ (причем не какого-либо одного, а большого их набора) производит поистине огромное впечатление. [c.117]

Титрование проводят, добавляя небольшие порции титрованного раствора щелочи с помощью бюретки и измеряя соответствующие потенциалы между стеклянным и каломельным электродами с помощью обычной потенциометрической схемы или, еще лучше, с помощью прибора для определения pH. Величины потенциалов наносят по одной из осей графика, тогда как по другой откладывают количество добавленного раствора щелочи. В результате получают обычную кривую титрования. Кривую можно построить также, нанося по одной оси количество раствора щелочи, а по другой — значения разностей потенциалов, полученных вычитанием соответствующих отсчетов. В этом случае кривая титрования имеет такой же вид, как описанная выше кривая, полученная при работе с дифференциальным электродом. В литературе опубликована лишь одна работа, посвященная практическому использованию метода титрования со стеклянным электродом этим методом было выполнено титрование аминокислот формалином. Все же, несмотря на это, можно утверждать, что метод титрования со стеклянным микроэлектродом может быть применен также для титрования других систем, содержащих слабые кислоты. Следует отметить, что для проведения точных анализов в тех случаях, когда конечная точка титрования лежит в щелочной среде, подходящим методом может служить только метод потенциометрического титрования. Если проводить титрование в присутствии цветных индикаторов, то фенолфталеин можно успешно применять только в тех случаях, когда с целью снижения влияния углекислоты воздуха титруют быстро или когда раствор в процессе титрования находится в атмосфере, не содержащей углекислоты, как это было описано выше. В этом случае метод с применением цветных индикаторов незначительно уступает методу со стеклянным электродом при титровании слабых кислот, являясь в то же время значительно более удобным в работе. [c.144]

Конечно, прямой доступ к иону железа для лигандов закрыт аминокислотами, особенно дистальным гистидином. Как уже отмечалось, один из атомов азота имидазольного кольца гистидина обращен к железу, а другой фактически находится на поверхности, так что этот гетероцикл может работать как своего рода люк, перекрывающий лигандную полость. Поэтому связывание любого лиганда представляет собой сложный процесс, включающий промежуточные изменения конформации белка, например поворот гистидина Е7 вокруг его связи Са —Сз или небольшое искажение структуры спирали Е [161]. Тем не менее скорость связывания кислорода исключительно велика. Константа скорости реакции второго порядка при 20°С для различных миоглобинов находится в интервале 1,0-10 — 1,9-10 дм -моль с [определенные к настоящему времени значения свободной энергии активации для этих процессов составили в трех случаях 23,0, 23,0 и 29,3 кДж/моль (5,5, 5,5 и 7,0 ккал/моль) соответственно], а константы скорости для изолированных, но слегка модифицированных а- и 3-цепей составили 5-10 — 8-10 дм моль с , тогда как для мономерного гемоглобина hironomus получено более высокое значение 3-10 дм -моль 1-с [6]. Для гемоглобйнов кинетика реакции имеет сложный характер вследствие изменений четвертичной структуры, однако константы скорости и в этом случае попадают в интервал 10 — 10 дм моль с . Константы скорости отщепления кислорода составляют 10—70 с , а соответствующие энергии активации равны 80—88 кДж/моль (19—21 ккал/моль) для миоглобинов и 10— 15 с и 67—105 кДж/моль (16—25 ккал/моль) для большинства гемоглобйнов (эти значения сильно зависят от pH). Библиографию по этому вопросу см. в работе [8]. Даже если гистидин существенно уменьшает величину константы скорости, которая была в отсутствие белка, наблюдаемые скорости вполне достаточны для физиологических потребностей. Мутантные гемоглобины, в которых гистидин замещен на аргинин или тирозин, обнаруживают несколько более высокие скорости, особенно в реакциях с СО [8]. Некоторые гемоглобины с очень малыми константами скорости диссоциации ( 10 с 1), которые явно не могут функционировать как переносчики кислорода, встречаются у нематод [91]. [c.163]

Для получения этих данных было необходимо сделать некоторые допущения, доказательства которых ненадежны. Поэтому эти данные экспериментально не так строго обоснованы, как соответствующие данные для аминокислот. Эти оценки следует рассматривать как предварительные. Тем не менее, несмотря на отсутствие вполне достоверных данных по парциальным удельным объемам гликонротеинов, вычисленные и найденные значения хорошо согласуются. В табл. 2 сравниваются вычисленные и найденные парциальные удельные объемы ряда гликопротеинов с высоким содержанием углеводов, причем ни в одном случае расхождение не превышает 2,8%. Приходится признать, что неидеальность растворов гликонротеинов лишь в малой степени отражается на значениях их парциальных удельных объемов и что вычисленный парциальный удельный объем является полезным приближением, хотя, конечно, и не заменяет величин, тщательно определенных экспериментально. Кажется вероятным, что отождествление обратной величины парциального удельного объема с плотностью сухого гликопротеина, к чему обычно приходится прибегать на определенном этапе при оценке формы молекул (см. стр. 73), не приводит к существенным ошибкам. Тем не менее следует учитывать, что в случае заряженных гликопротеинов допускается небольшое изменение объема. [c.70]

Как известно, наиболее точным, простым и быстрым методом определения первичных, вторичных аминов и аминокислот является метод неводного титрования хлорной кислотой. Чаще всего неводной средой служит ледяная уксусная кислота, не содержащая уксусного ангидрида. Наличие уксусного ангидрида в количестве 0,005% при иопользовании 20 мл ук>-сусной кислоты для растворения навески 0,1—0,2 г и грамм-эквиваленте амина 100 уже будет давать снижение содержания амина на 0,5—1%, что, конечно, совершенно недопустимо. Поэтому метод определения малых количеств уксусного ангидрида в уксусной кислоте имеет большое практическое значение. [c.215]

В статьях настоящего сборника представлены основные современные методы анализа белков и аминокислот. Сводные обзоры этих методов даны в статьях П. Кирка Химическое определение белков и особенно А. Мартина и Р. Синджа Аналитическая химия белков . Последующие три статьи Э. Снелла Микробиологические методы анализа аминокислот , А. Тизелиуса Адсорбционный анализ смесей аминокислот и Г. Свенссона Препаративньи электрофорез и ионофорез , специально посвящены трем группам методов, получившим за последние годы особенно большое значение. Необходимо, однако, отметить, что теория хроматографических и электрофоретических методов анализа разобрана в этих статьях недостаточно. Кроме того, в статьях сборника неполно представлены изотопный и спектрофотометрические методы анализа. В статье С. Фокса Конечные аминокислоты в пептидах и белках рассматривается весьма важный для изучения структуры белков, но, как видно из материала статьи, еще очень слабо изученный вопрос о конечных группировках полипептидных цепей. Две заключительные статьи сбор- [c.10]

Методы титрования. Была проведена большая работа по титрованию аминокислот и пептидов при различных условиях. Многие методы дают точные результаты с чистыми аминокислотами, но нет методов, дающих удовлетворительные и имеющие определенное значение данные для сложных биологических жидкостей. Как правился, Атектрометрический способ определения конечной точки имеет значительное преимущество мо сравнению с методом титрования с индикатором. [c.105]

Относительное значение каждой из этих характеристик зависит, конечно, от задачи исследования. Первые реагенты применялись в виде характеристических ацил-производных аминокислот. Во многих прежних работах применялись нафталинсульфокислоты часто также применялся -иафталинсульфохлорид [86]. Школа Абдергальдена особенно активно применяла этот реагент для определения последовательности аминокислот в пептидах, выделенных из фиброина шелка и других белков [93]. Р-Нафталинсульфохлорид и другие вещества, применявшиеся для аминогруппы, перечислены ниже. [c.223]

Из организмов человека и млекопитающих животных выделяется в виде конечного продукта обмена белков и других азотистых веществ мочевииа. Данные о механизме образования мочевины изложены на стр. 413, здесь же укажем, что в синтезе мочевины участвуют глютаминовая и аспарагиновая кислоты. Один из двух атомов азота, входящих в состав молекулы мочевины — С0(ЫНа)2, доставляется аспарагиновой кислотой, которая в свою очередь образуется путем перенесения аминогруппы от глютаминовой кислоты на щавелевоуксусную кислоту. При синтезе мочевины аминогруппа аспарагиновой кислоты используется без промежуточного выделения аммиака. Это обстоятельство дает основание предполагать, что при синтезе мочевины в определенном объеме (до бО/о) используется не свободный аммиак, а аминогруппа глютаминовой кислоты. В этом процессе снова проявляется значение реакций переаминирования аминокислот. [c.355]

Выявление в продукте ферментации аминокислотсинтезирующих микроорганизмов - опосредованный способ определения потенциальной ценности конечного продукта, рекомендуемого к использованию в качестве кормовой добавки. Относительное содержание аминокислотсинтетиков достигало высоких значений в ходе всего процесса, что дало основания предполагать накопление в конечном продукте мономеров белковой субстанции - свободных аминокислот. [c.243]

Однако действительность, конечно, гораздо сложнее. Нельзя заменить 20 типов остатков, с их индивидуальными свойствами, всего лишь двумя типами. Следует говорить о степени гидрофобности остатка и ввести ее количественную меру. В качестве таковой Танфорд предложил изменение свободной энергии, AG, приходящееся на боковую группу (радикал R) свободной аминокислоты, при переносе ее из этанола в воду. В табл. 4.5 приведены относительные значения AG, экспериментально определенные Танфордом, причем AG для Гли принято за нуль, так как Гли не содержит бокового привеска. [c.107]

Следует отметить, что в рассмотренных нами работах авторы не указывают, когда внутренний стандарт добавляется к анализируемой смеси аминокислот до их превращения в сложные эфиры N-ТФАпроизводных или после. Поэтому неясно, трансформируется ли внутренний стандарт в соответствующее производное вместе с исследуемыми аминокислотами иди его производное синтезируется отдельно, а затем добавляется к полученным производным аминокислот. Особенно это относится к стандартным веществам, являющимся по своей химической природе также аминокислотами, например гомосерин, а-аминомасляная и транексамовая кислоты. Порядок же введения внутренних стандартов в исследуемую смесь имеет большое значение при определении поправочных коэффициентов, от которых в конечном итоге зависит результат газохроматографического определения. [c.72]

Поверхность фибриллярных и глобулярных белков имеет большое количество гидрофильных группировок, создающих вокруг этих макроструктур почти сплошную водную оболочку. Гидрофобные радикалы аминокислот, образующих полипептидные цепочки, обращены, видимо, преимущественно внутрь структуры. Тем не менее некоторые количества воды связаны (иммобилизованы) и внутри их 1) диполи воды могут вклиниваться в водородные связи, не нарушая их прочности 2) гидрофильные группировки содержатся, конечно, и во внутренних отделах макроструктур белков, где связывают определенное количество воды 3) некоторое количество воды замкнуто внутри белковых молекул в своеобразных сотах , образованных гидратированными полипептидными цепочками. Благодаря этому различают интрамицеллярную воду, находящуюся внутри белковых глобул, и интермщел-лярную воду, находящуюся в свободном состоянии между ними. Конечно, для устойчивости коллоидных частиц имеет значение только вода, создающая внешнюю водную оболочку, препятствующую столкновению и объединению частиц. [c.233]

Настоящее обсуждение имеет большое практическое значение, хотя это, может быть, и не вполне очевидно. В самом деле, если хромагографичеакое разделение обусловлено распределением, то применимы простые законы, управляющие таким распределением. Но если на указанный процесс накладываются довольно неясные адсорбционные явления, то приходится применять приближенные методы. В случае аминокислот это, конечно, не является большим недостатком, так как здесь можно поставить все необходимые контрольные опыты. Однако в случае пептидов желательно исходить из определенных теоретических положений. [c.139]

Первичным источником белка на нашей планете являются растительные организмы с их замечательной способностью синтезировать белок из углекислоты, воды и неорганических источников азота. Поэтому понятно, какое большое теоретическое значение имеет исследование генетических и биохимических механизмов процессов, лежащих в основе усвоения азота растениями и его превращений в аминокислоты и белки. Ассимиляция нитрата у большинства культур — это основной способ превращения неорганического азота в органические соединения. При этом нитрат превращается в аммоний за счет действия механизма поглощения нитрата и двух ферментов нитратредуктазы (НР) и нитритредуктазы (НИР). Таким образом, азот становится доступным для многих биосинтетических процессов, наиболее важным из которых с количественной точки зрения является синтез белка. Сейчас известно, что в регуляции процессов на этом пути определенную роль играют доступность нитрата и гормонов, свет и конечные продукты реакции. Данные физиологических и биохимических исследований, однако, почти не раскрывают молекулярные механизмы, лежащие в основе развития и регуляции реакций, входящих в этот процесс. Такая информация очень важна, если ученые стремятся понять, каким образом новые методы молекулярной биологии могут быть использованы для повышения эффективности ассимиляции нитрата и, следовательно, повышения содержания белка в растениях. [c.378]

Большинство обычных методов введения аминогруппы в органические соединения нелегко приспособить для микропрепаративной работы. Как было указано в гл. V, раздел И, 4, для аминирования миллиграммовых количеств веществ может быть использовано каталитическое гидрирование нитрогрупп и в меньшей степени цианогрупп. Основным затруднением при определении большинства реакций аминирования является одновременное образование нескольких продуктов (обычно первичных, вторичных и третичных аминосоединений), поэтому процесс аминирования необходимо проводить в таких условиях, при которых образование нежелательных продуктов по возможности подавляется. Это можно проиллюстрировать на примере аммонолиза галоидалкилов или алифатических а-галоидкислот с целью получения первичных аминосоединений. В литературе для этой реакции рекомендуется брать на каждый моль галоидного соединения 10—60 молей водного раствора аммиака [1—4]. Однако можно избежать большого избытка аммиака, если применить углекислый аммоний [5, 6], который, с одной стороны, уменьшает значение pH среды, в которой проводится аммонолиз, а с другой стороны—блокирует первичную аминогруппу благодаря образованию иона карбамата ЫНдСОО и таким образом затрудняет образование вторичных и третичных аминосоединений. Этот метод хорошо подходит для получения полумикроколичеств первичных аминов и а-аминокислот. Однако за небольшим исключением, если количество исходного вещества меньше 1 г, то получение чистого конечного продукта с хорошим выходом затруднительно. В таких случаях желаемый продукт целесообразно выделять и очищать в виде соответствующего производного. Нижеследующие разделы посвящены краткому изложению наиболее важных методов аминирования и применению их к микроколичествам веществ. [c.274]

Пример 14-Д. Спектрофотометрическое титрование белков. При многих исследованиях структуры белков возникает необходимость определения величины р/С диссоциации протонов ионизуемых боковых групп аминокислот, поскольку эти величины указывают на локализацию аминокислоты в белке (правило 2 в табл. 14-2). Это часто можно сделать спектрофотометрически, так как при диссоциации зачастую меняется спектр одного из хромофоров (например, в случае тирозина) см. рис. 14-7. Рассмотрим гипотетический тирозинсодержащий белок и для определения числа внешних тирозиновых остатков воспользуемся правилом 2 (табл. 14-2). Предположим, что в этом белке имеется пять тирозиновых остатков. Если все они расположены на поверхности и ионизуются при увеличении pH, спектр, отвечающий остаткам тирозина, будет приближаться к спектру свободного тирозина при высоких значениях pH, изображенному на рис. 14-7 (правило 26). Другими словами, зависимость "Огаз ( макс для ионизованной формы) от pH будет выглядеть, как кривая А на рис. 14-17. Когда же, наоборот, три тирозиновых остатка расположены внутри в неполярном окружении, полученная кривая аналогична кривой Б (правило 2а) отношение величины первого плато к конечной величине равно Отметим, что при очень высоких pH на кривой видно большое возрастание 0295. Это указывает на то, что внутренние тирозиновые остатки стали доступны растворителю, т. е. белок развернулся (денатурировал). [c.399]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология