Цистин, разделение

После окончания разделения хроматограмму высушивают на воздухе и проявляют раствором нингидрина путем опрыскивания из пульверизатора. З-атем нагревают 15—20 мин при 60° С в термостате или сушильном шкафу. Расположение аминокислот сверху вниз по направлению движения растворителя следующее цистин, лизин, аргинин, гистидин, аспарагиновая кислота, серии (три последние аминокислоты располагаются в виде тесно сближенных пятен) глутаминовая кислота, треонин, аланин, пролин, тирозин, валин, метионин, триптофан, фенилаланин, лейцин, изолейцин (последние три аминокислоты также часто располагаются в виде тесно сближенных пятен). [c.301]

Нек-рые Ь-а-А. ввиду сложности синтеза и разделения оптич. изомеров получают микробиол. способом (лизин, триптофан, треонин) или выделяют из гидролизатов прир. белковых продуктов (пролин, цистин, аргинин, гистидин). Перспективны смешанные химически-ферментативные способы синтеза, напр. [c.139]

Необходимо, чтобы растворы А и В имели строго определенный pH, поскольку даже небольшое изменение pH вызывает значительное ухудшение разделения. При элюировании раствором А маркером на хроматограмме может служить цистин. В идеальном случае он выходит между аланином и валином. Если же pH выше 3,28, пик цистина смещается ближе к пику аланина или даже сливается с ним. С другой стороны, если pH раствора ниже 3,28, пик цистина смещается к пику валина, перекрывает его или даже предшествует ему на хроматограмме. В первом случае буфер подкисляют добавлением 0,5—1,0 мл концентрированной НС1 на 1 л раствора. [c.175]

Следовательно, если, например при хроматографии в тонком слое, основные и нейтральные аминокислоты до Вал имеют необычно высокие значения и вместе с тем разделение в верхней части пластинки оказалось неполным, можно сделать вывод, что pH буферного раствора выше 3,3. К сожалению, большинство приборов для измерения pH недостаточно надежны и точны, поэтому приходится поступать так, как это принято при фракционировании в анализаторе, где pH буферного раствора проверяют по месту цистина . В тонкослойной хроматографии pH также проверяют по относительной подвижности компонентов. В оптимальном варианте цистин располагается между Ала и Вал. [c.256]

Содержание влаги в силикагеле является, по-видимому, решающим фактором при разделении некоторых ДНФ-аминокислот (например, цистина, глутамина и аспарагиновой кислоты) Неудачные эксперименты объясняют обычно повышенной влажностью воздуха. Во избежание этого полезно готовить большие партии частично увлажненного силикагеля. Для этого встряхивают, например, 1000 г высушенного силикагеля со 150 мл деионизованной воды и хранят раствор в плотно закрытых склянках. [c.371]

Одноколоночный метод анализа, смола JR-30. При постоянной температуре колонки, концентрации цитрат-ионов и ионов натрия и скорости течения буфера варьируют величину pH первого буфера. Ее увеличение с 3,28 до 3,31 ухудшает разделение треонина и серина. Цистин элюируется быстрее, но при этом ухудшается разделение глицина и аланина. Увеличение pH второго буфера с 4,30 до 4,50 при прочих неизменных условиях анализа ухудшает разделение как метионина и изолейцина, так и изолейцина и лейцина. Увеличение pH третьего буфера позволяет элюировать гистидин быстрее. [c.41]

Кислые и нейтральные аминокислоты, смола UR-30, натрий-цитратные буферы. Увеличение pH буфера со значения 3,20 (0,20 н.) до 3,26 (0,20 н.) улучшает разделение аспарагиновой кислоты и треонина приблизительно до 0,10 (отношение высоты впадины к высоте пика). Цистин элюируется быстрее, а глутаминовая кислота перемещается ближе к пролину. Разделение глицина и аланина ухудшается. Увеличение pH буфера оказывает общее влияние на элюирование аминокислот они элюируются из колонки быстрее. [c.42]

Двухчасовой метод, смола иР-ЗО. Повышение концентрации цитрата до 0,10 М не влияет на разделение пиков треонин — серин и серин — глутаминовая кислота. Цистин элюируется с пролином, но улучшается разделение глицина и аланина. [c.44]

Одноколоночный метод, смола 11Н-40. При сохранении постоянными температуры колонки (48°С), концентрации ионов натрия (0,20 н.), величины pH первого буфера (3,545) и скорости течения буфера (60 мл/ч) увеличение концентрации цитрата с 0,066 до 0,200 М не сказывается на разделении треонина и серина. Значительно улучшается разделение глицина и аланина, а цистин элюируется из колонки быстрее. [c.45]

Кислые и нейтральные аминокислоты, смола иЯ-ЗО, натрий-цитратные буферы. По мере повышения температуры улучшается разделение а-аминоадипиновой и а-амино-н-масляной кислот, но ухудшается разделение валина и цистина. Повышение температуры способствует также более полному разделению следующих пар аминокислот аспарагиновая кислота — треонин и тирозин— фенилаланин. При повышении температуры цистин, как и глутаминовая кислота, элюируется из колонки значительно быстрее. Триплет пиков пролин — глутаминовая кислота — цитруллин сжимается, в результате чего ухудшается разделение этих аминокислот. [c.46]

Наиболее старый метод определения тирозина основан на его малой растворимости в нейтральных водных растворах. Э. Финюр, Осборн и Абдергаль-ден пользовались в своих работах главным образом этим методом. Метод обладает одним существенным недостатком вместе с тирозином обычно выкристаллизовывается и цистин. Разделение этих двух аминокислот достигается или при помощи разбавленной азотной кислоты, в которой тирозин растворяется легко, а цистин плохо, или при помощи раствора сульфата ртути (П) в 5-процентной серной кислоте, из которого цистин выпадает в виде осадка, в то время как тирозин остается в растворе (Гопкине и Коле). [c.283]

Рибонуклеаза. — Одна из рибонуклеаз была выделена в кристаллическом виде из бычьей поджелудочной железы Купит-цем (1940). Панкреатическая рибонуклеаза гидролизует рибонуклео-тидные связи, в которых пиримидиновый нуклеозид этерифицирован по З -положению сахара. Этот фермент содержит 124 остатка аминокислот и четыре дисульфидные связи. Установление первичной структуры этого фермента Муром и Штейном (1960) явилось важной вехой в химии белка. Последовательность частично была определена на окисленной рибонуклеазе, которая при энзиматическом расщеплении дает 24 пептида. Их размеры позволяют непосредственно определить последовательность химическими и ферментативными методами. Наконец, ферментативный гидролиз нативного белка, разделение содержащих цистин пептидов, окисление их до цистеиновых пептидов и аминокислотный анализ последних позволили выяснить, каким образом восемь по-луци1стинооых о статков связаны друг с другом (рис. 27, стр. 740). [c.739]

Рассмотрение принципа действия и особенностей использования аминокислотного анализатора начнем с того, что сформулируем представления об анализируемом препарате. Для наиболее интересного случая — анализа состава белка — им является смесь 20 природных аминокислот. Все компоненты этой смеси представляют одинаковый интерес, подлежат полному разделению и количественной оценке. Интервал. молекулярных масс простирается ог 75 (Gly) до 204 (Тгр), диапазон значений р1 — от 2,97 (Glu) до 10,76 (Arg). Различия в стеиени гидрофобности тоже выражены сильно от гидрофильных дикарбоновых и оксикислот до весьма гидрофобных, несущих довольно протял<енные алифатические и ароматические боковые группы. Заметим сразу, что такие различия должны облегчить задачу хроматографического разделенпя, но вряд лн позволят обойтись без ступенчатой смены элюентов. В обычных условиях хроматографии все алшнокислоты достаточно устойчивы, но следует обратить внимание с этой точки зрения и на предшествующий хроматографии этап исчерпывающего гидролиза белков и пептидов (от него будут зависеть и результаты анализа). Агрегация аминокислот маловероятна, за исключением возможности окисления цистеинов до цистинов. Не-специфическая сорбция за счет гидрофобных взаимодействий с материалом матрицы безусловно возможна, но здесь она будет использоваться в интересах фракционирования. [c.515]

Глутаминовая кислота, например, кристаллизуется прямо из концентрированного гидролизата, насыщенного хлористым водородом, цистин и тирозин отделяют благодаря их плохой растворимости в воде. Селективное отделение ароматических аминокислот удается выполнить с помощью адсорбции на активированном угле. Полученную при гидролизе смесь аминокислот лучше всего разделить хроматографически. Выделению отдельных компонентов предшествует обычно разделение на кислые, основные и нейтральные группы аминокислот, при этом большое значение имеют электрофорез и специфические иоиообменники. Раннее распространенные методы разделения, такие, как фракционная перегонка эфиров (по Фишеру), экстракция моноаминокарбоновых кислот н-бутиловым или амиловым спиртом (по Дакину), осаждение гексоновых оснований лизина, аргинина и гистидина фосфорновольфрамовой кислотой или флавиановой кислотой, теперь имеют только второстепенное значение. [c.39]

Для полного восстановления обычно необходимо использовать тиол и реагент, вызывающий разрыв водородных связей, а следовательно, и разделение пептидных цепей. Так, инсулин полностью восстанавливается только тногликолятом в присутствии 8 М раствора мочевины [202], а электрофорез на бумаге в 8 М растворе мочевины позволяет разделить две полипептидные цепи. В отсутствие мочевины цистин восстанавливается не более чем на з- Степень восстановления дисульфидных связей рибонуклеазы [282] также определяется концентрацией мочевины. Тиогликолят при pH 7 в отсутствие поверхностно-активного вещества [209] или гуанидина [171] восстанавливает только одну цистиновую связь из 17 связей, имеющихся в альбуминах человека и быка (мол. вес 65 000). В 0,2 М растворе натриевой соли децилсульфата при pH.7 в течение 1 час при комнатной температуре восстанавливаются все цистиновые связи. [c.172]

Разделение й /-цистина-3,3 -С на оптические изомеры через образование нерастворимой в бутиловом спирте соли 8-бензил-Ы-формил- -цистеина-3-С подробно описано Арнштейном и Грантом [4]. Количество примеси С1 - -диастереоизомера в маточном растворе уменьшено до 0,1% с помощью изотопного разбавления носителем — нерадиоактивной -солью. Гидролиз с последующим восстановлением и окислением приводит к образований) сиотиетственно й- и /-цистина-3, З -Сг . Выход в рас- [c.221]

По сравнению с оптическими методами определение радиоактивности представляет собой более чувствительный метод установления присутствия небольших примесей изомеров. Метод разделения является, вероятно, общим для меченых а-аминокислот, а также других рацемических соединений (см. синтез цистина-3,3 -Са ). Способ расщепления в общих чертах описан Томасом [8] и Гильваргом [9] и подробно изложен Peno [10]. [c.246]

Такое разделение реакционной способности цистиновых остатков связано, по-видимому, с тем, что в реакции (8.1) участ-вуют цистиновые остатки, непосредственно контактирующие с ооверхностью ртутного электрода, а в реакции (8.2) участвуют, вероятно, удаленные от поверхности группы (по мнению Кузнецова,— находящиеся на расстоянии до 1 нм). При сравнении поведения белков с поведением низкомолекулярных соединений, содержащих группы 55 и ЗН (в частности, с цистином и цистеином), оказалось, что такого разделения реакций и высокой необратимости процесса для низкомолекулярных соединений не наблюдалось, поскольку расщепление каталитической волны связано с необратимой адсорбцией белка, конформационными [c.236]

Количество цистеиновой кислоты в кислотном гидролизате пропорционально сумме количеств цистина и Цис в исходном образце. Цистеиновая кислота на катионообменной колонке и пластинке движется впереди всех остальных компонентов, так как она не связывается смолой. Благодаря своему сильно кислому характеру она хорошо связывается с анионообменной смолой, в результате чего ее движение значительно задерживается и она отделяется от остальных кислых компонентов (Асп, Глу). Хроматографию цистеиновой кислоты проводят в буферном растворе пиридин—уксусная кислота pH 3,8. Чтобы его приготовить, смесь 10 мл пиридина и 100 мл уксусной кислоты разбавляют деионизованной водой до 1000 мл. Колебания pH буферного раствора под влиянием примесей не существенны для разделения.- Поскольку гидролизованные образцы растворяют в 0,01 н. НС1, гидролизат можно фракционировать на катионообменной пластинке. На анионообменной пластинке адсорбция цистеиновой кислоты минимальна, поскольку она обладает самым низким значением [c.262]

В отличие от эфиров ТФА-аминокислот ацетиламинокислоты, впервые изучавшиеся Янгсом [129] в виде н-бутиловых эфиров, менее летучи и, следовательно, имеют больший удерживаемый объем. По-видимому, полярные основные аминокислоты, такие, как Арг, а также Гис, Три и цистин, вряд ли можно подвергать газовой хроматографии. Их нет среди 35 аминокислот (в том числе 18 природных), разделенных с помощью ГХ в виде н-амиловых эфиров Джонсоном и др. [42]. Эти авторы разделяли также н-бутило-вые,. изобутиловые и изоамиловые эфиры, приготовленные аналогично ТФА-производным. Эти эфиры получали в виде бромгидра-тов, а затем прямо ацетилировали уксусным ангидридом. Известно, что при этом из оксиаминокислот образуются также N, 0-диацетиль-ные соединения, но пока нет никаких данных о том, как взаимодействует ангидрид с другими полифункциональными аминокислотами. По сравнению с соответствующими ТФА-производными 0-ацетил-соединения гораздо меньше подвержены гидролизу и, по-видимому, обладают более высокой термоустойчИвостью правда, соответствующих количественных измерений еще не проводили. В литературе описано разделение н-пропиловых эфиров ацетиламинокислот [29], но подробные методики не были опубликованы. [c.321]

В гидролизатах коллагена и эластина содержатся десмозин и изодесмозин их разделяли в модифицированных условиях по одноколоночной [59, 60], а также по двухколоночной схемам анализа [61, 62]. Множество работ посвящено хроматографии серусодержащих аминокислот. Определены объемы выхода производных цистеина [63] и цистина, полученных после модификации белков и последующего гидролиза [64]. Найдены условия разделения производных лизина, полученных при модификации нативного белка, а также разработаны условия ускоренного анализа этих соединений [65, 66]. Метилгистидин и некоторые редкие аминокислоты разделяли на 15-сантиметровой колонке [67]. При снижении скорости потока в реакторе вдвое было достигнуто 10—20-кратное увеличение чувствительности при определении N-метиламинокислот, которые разделяли в специально разработанных условиях [68]. Триптофан и его производные разделяли на амберлите G-50 [69]. [c.349]

Сэнгером при установлении аминокислотной последовательности бьгаьего инсулина эта последовательность приведена на рис. 6-11. Бычий инсулин имеет молекулярную массу около 5700. Его молекула состоит из двух полипептидных цепей А-цепи, содержащей 21 аминокислотный остаток, и В-цепи, содержащей 30 аминокислотных остатков. Эти две цепи соединены двумя дисульфидными (—8—8—поперечными связями, причем в одной из цепей имеется еще одна внутренняя дисульфидная связь. При определении последовательности вначале были разорваны поперечные дисульфидные связи, что позволило разделить цепи. Для этой цели Сэнгер использовал в качестве окислителя надмуравьиную кислоту, которая расщепляет каждый остаток цистина на два остатка цистеи-новой кислоты (рис. 6-12), по одному в каждой цепи. После разделения цепей в них были определены аминокислотные последовательности. При этом не удалось обнаружить никаких закономерностей в расположении какой-либо аминокислоты, никаких периодических повторений того или иного аминокислотного остатка. Более того, последовательности двух цепей оказались совершенно разными. [c.153]

Несколькими исследователями разработаны ускоренные методы хроматографического анализа аминокислот не только для обнаружения многих врожденных дефектов метаболизма, о которых упоминалось выше, но и для быстрого анализа многих аминокислот физиологических жидкостей. Так, Льюис [79] использовал короткую ионообменную колонку для определения метионина и цистина. Для разделения при комнатной температуре была использована колонка размером 40X1.5 см, заполненная смолой зеокарб-225 (>200 меш) пробу предварительно окисляли. При скорости течения буферного раствора 200 мл/ч цистеиновая кислота элюируется при объеме элюата 36—40 мл. [c.13]

Двухчасовой метод анализа, смола иК-ЗО для кислых и нейтральных аминокислот. При увеличении pH первого буфера (pH 3,488 0,20 н. раствор) ухудшается разрешение сдвоенных пиков аминокислот треонина и серина. Кроме того, ухудшается разделение между пиками серина и глутаминовой кислоты, глицина и аланина. Цистин в этом случае элюируется быстрее и лучше отделяется от глицина. [c.41]

Одноколоночный метод анализа, смола иЯ-40. Поддерживая постоянными температуру колонки, концентрацию ионов натрия и цитрат-ионов и скорость течения буфера, варьируют величину pH первого буфера. Понижение pH с 3,545 до 3,515 ухудшает разделение треонина и серина (отношение высоты впадины к высоте пика равно 0,07 определение этого понятия см. в разд. 1.5.1). Цистин элюируется из колонки медленнее, но разделение серина и глутаминовой кислоты улучшается приблизительно до 0,19. Увеличение pH второго буфера с 4,25 до 4,30 при прочих неизменных условиях анализа ухудшает разделение изолейцина и лейцина. При увеличении pH третьего буфера гистидин элюируется быстрее. [c.41]

Кислые и нейтральные аминокислоты, смола UR-40. При постоянных значениях температуры колонки, концентрации ионов натрия и цитрат-ионов и постоянной скорости течения буфера увеличение pH первого натрийцитратного буфера (pH 3,175 0,18 и. Na+, 0,133 М цитрат) на 0,010 единиц pH улучшает разделение аспарагиновой кислоты и треонина до величины 0,045 (отношение высоты впадины к высоте пика). В результате увеличения pH буфера на 0,011 цистин выходит быстрее на 1 мин, раньше элюируется глутаминовая кислота, но, кроме того, сжимаются пики трех аминокислот — пролина, глутаминовой кислоты и цитруллина. При увеличении pH буфера ухудшается разделение глицина и аланина. [c.42]

Двухчасовой метод, смола иН-ЗО. При понижении температуры колонки улучшается разделение треонина и серина, а также серина и глутаминовой кислоты. Цистин вымывается позднее и может элюироваться вместе с глицином. Но понижение температуры способствует лучшему разделению пар аминокислот глицин— аланин и изолейцин — лейцин. При повышении температуры улучшается разделение тирозина и фенилаланина. [c.46]

Одноколоночный метод, смола 11Я-40. Повышение температуры колонки с 48,0 До 50,0 °С при постоянных значениях pH буфера, его концентрации и скорости течения приводит в основном к увеличению скорости элюирования аминокислот. Разделение треонина и серина уменьшается приблизительно до 0,01 (соотношение высот впадины и пика), а серина и глутаминовой кислоты— до 0,17. Подвижность цистина мало меняется с температурой, однако разделение пар глицин — аланин и тирозин — фенилаланин улучшается соответственно до 0,14 и 0,08. Из основных аминокислот только аргинин элюируется быстрее при повышении температуры. [c.46]

Кислые и нейтральные аминокислоты, смола UR-40. Повышение температуры колонки приблизительно на 1,5 °С при неизменных значениях pH буфера, концентрации ионов натрия и цитрат-ионов, а также скорости подачи буфера приводит в основном к ускорению элюирования аминокислот. Разделение аспарагиновой кислоты и треонина улучшается приблизительно до 0,12. Однако глутаминовая кислота элюируется настолько быстро, что не полностью разделяется с пролином. Цистин вымьшается быстрее на 2 мин, а пролин — глутаминовая кислота — цитруллин выходят более узкой зоной и поэтому разделяются хуже. При повышении температуры значительно улучшается разделение тирозина и фенилаланина, но несколько ухудшается разделение изолейцина и лейцина. [c.47]

Слово белок (греч. proteios — первый, первичный) впервые было использовано Берцелиусом в 1838 г., и с тех пор изучение структуры и функций белка находится на переднем крае биохимических исследований. Период выделения чистых аминокислот охватывает 132 года — с 1806 г. (цистин) по 1938 г. (оксили-зин) и за это время было разработано много новых и изящных методов их выделения и разделения. [c.85]

Другая цель качественного органического анализа состоит в открытии определенного органического вещества в какой-либо смеси продуктов. Эта задача, по причине чрезвычайного разнообразия и большой изменяемости органических соединений, сопряжена со значительными трудностями, и здесь нет возможности установить точных общих правил, как в анализе неорганическом [4, с. 139]. Происходило это потому, что методы неорганического анализа для разделения или осаждения ионов практически не могли найти применения в органическом анализе. Правда, существует, казалось бы, некоторая аналогия между качественными реакциями на неорганические ионы и реакциями на определенные функциональные группы в органических соединениях. Но, во-первых, органические реакции вообще менее специфичны и избирательны во-вторых, идентификация какой-либо функциональной группы редко дает представление вообще о соединении, скорее она может быть использована для группового анализа, для установления, к какому классу соединений можно отнести испытуемое вещество. Присутствие некоторых функциональных групп с трудом можно было установить химическими методами исследования, а физические методы еще не были в достаточной степени разработаны. Тем не менее в конце аналитического периода истории органической химии, как это видно из цитированного руководства Жерара и Шанселя, имелась уже некоторая система в вещественном качественном анализе, позволяющем идентифицировать определенные органические соединения, особенно имеющие практическое значение, и в первую очередь для медицины. В этом руководстве указаны, например, способы идентификации органических оснований, или алкалоидов (анилина, никотина), большой группы собственно алкалоидов (морфина, наркотина, стрихнина, хинина и др.), органических кислот (синильной, уксусной, муравьиной, бензойной, щавелевой, виннокаменной, лимонной и яблочной), а также группы углеводов, белковых веществ, мочевой кислоты, карбамида (мочевины), креатина, цистина, ксантина и т. д. [c.290]

В результате полного гидролиза белка получается сложная смесь различных аминокислот, которые трудно разделить и получить каждую аминокислоту в чистом виде. Поэтому химически чистые аминокислоты, необходимые для проведения научно-исследовательских работ, за небольшими исключениями, являются очень дорогими и трудно доступными веществами. Получение аминокислот путем гидролиза белка оказывается выгодно только в отношении небольшого числа аминокислот, преимущественно содержащихся в каком-либо биологическом субстракте. Так, например, аланин получают при гидролизе шелковых очесов, цистин— при гидролизе шерсти. В последнее время все большее техническое применение получает метод хроматографического разделения смеси аминокислот (стр. 247). [c.236]

На колонку наносят пробу аминокислот в количестве, составляющем половину пробы для 150-сантиметровой колонки. Элюцию проводят при 50° буферным раствором pH 5,28 со скоростью 30 мл час. Первым пиком из колонки выходит смесь кислых и нейтральных аминокислот, затем смешанный пик фенилаланина и тирозина после этого основные аминокислоты и аммиак в последовательности лизин, гистидин, NHз, аргинин. Удерживаемый объем последнего составляет около 115—120 мл, т. е. для анализа требуется около 4 час. Положение гистидина, как и цистина, на выходной кривой весьма чувствительно к pH буферного раствора, значение которого должно быть таким, чтобы гистидин выходил между пиками лизина и КНд. Для лучшего разделения основных аминокислот рекомендуют вместо 15-сантиметровой колонки использовать колонку длиной в 30 см. Короткая колонка работает без регенерации, так как в большинстве исследуемых смесей нет нингидринположительных веществ, сорбирующихся па колонке сильнее аргинина. При необходимости регенерировать колонку через нее пропускают 10 мл 0,35 н. раствора МаОН, содержащего детергент, а затем 80 мл буферного раствора pH 5,28. [c.135]

Четырнадцать аминокислот в виде их метиловых и бутиловых эфиров были разделены на капиллярной колонке длиной 50 м и диаметром 0,25 мм [9]. При 200° С наблюдалась следующая последовательность разделения метиловых эфиров аланин, глицин, валин, треонин, лейцин, изолейцин, серин, цистин, аспарагиновая кислота, пролин, метионин, глутаминовая кислота, фенилаланин. В такой же последовательности делятся бутиловые эфиры, за исключением эфиров аспарагиновой и глутаминовой кислот, которые элюируются перед эфиром фенилаланина. [c.9]

В 1971 г. Герке и сотр. [135] предложили новую двухколоночную систему, на которой в течение 30 мин. были полностью разделены бутиловые эфиры N-ТФАпроизводных всех 20 аминокислот. Одна колонка (обе колонки 150 X 0,4 см) содержала сорбент с с 0,65% этиленгликольадипата, нанесенного на хромосорб W, прогретый в течение 12 час. при 140° С, другая — сорбент со смесью силиконовых НЖФ (2% 0V-17 и 1% OV-210), нанесенных на носитель супелкорт зернения 100—120 меш. На колонке со смесью силиконов производные гистидина, аргинина, триптофана и цистина разделяются полностью. Разделение на обеих колонках проводили при программировании температуры от 60 до 225° С со скоростью 6 град/мин (см. рис. 4). [c.51]

При разделении К,К -ди-ТФАпроизводных гистидина, триптофана, лизина и цистина, К,0-ди-ТФАпроизводного аргинина внутренними стандартами служили метиловые эфиры пальмитиновой и стеариновой кислоты. [c.70]

Особое затруднение при количественном анализе аминокислот в виде сложных эфиров их N-TФAпpoизвoдныx вызывает разделение гистидина и триптофана, так как каждое из этих производных элюируются двумя пиками [25, 33]. Сначала элюируются диацил-производные этих аминокислот, затем моноацилпроизводные. При анализе бутиловых эфиров К-ТФАпроизводных аминокислот на одной колонке не было получено количественного и воспроизводимого разделения аргинина, цистина и гистидина [128]. [c.70]

В 1968 г. Герке с сотр. [134] предложил для анализа указанных производных протеиновых аминокислот двухколоночную систему, в которой одна колонка служила для разделения бутиловых эфиров К-ТФАпроизводных 16 аминокислот, другая — для разделения производных аргинина, триптофана, гистидина и цистина. Гистидин в виде диацилпроизводного элюировался вместе с производным аспарагиновой кислоты, а затем диацилпроизводное гистидина было превращено на колонке в моноацилпроизводное после введения в нее бутанола. Предложенный метод давал удовлетворительные результаты разделения, но они очень зависели от точности дозировки вводимого в колонку бутанола и от конструктивных особенностей используемого прибора. [c.70]

Моно- и диацетилпроизводные гистидина, производные аргинина, триптофана и цистина разделялись на стеклянной колонке (150 X 0,4 см), заполненной сорбентом с 1,5% силикона ОУ-22 на хромосорбе W. Для разделения других 16 аминокислот была применена такая же колонка с сорбентом 0,325% этиленгликольадипата на том же твердом носителе. [c.71]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология