Элюирование изменение буфера

Изменение концентрации в зависимости от объема может быть либо линейным, либо нелинейным (рис. 501, б). В большинстве случаев выгодно, чтобы pH или ионная сила буфера при элюировании непрерывно возрастали. [c.559]

При изменении давления или при повышении температуры часто из буферного раствора начинают выделяться пузырьки растворенного воздуха. При элюировании несколькими литрами буфера это явление может привести к разрыву столбика ионита в колонке. Поэтому необходимо поглощенный воздух предварительно удалить. Для этого достаточно прокипятить буферный раствор и выдержать его под вакуумом водоструйного насоса в течение нескольких минут. [c.559]

В то время как амины и аминокислоты, несущие положительный заряд, более прочно удерживаются при более высоких значениях pH, для отрицательно заряженных сорбатов справедливо обратное. Систематические исследования, проведенные на серии N-бензоил-о, L-аминокислот, позволили глубже понять механизм взаимодействия сорбата с белком. Влияние изменения свойств подвижной фазы на величины к VI а демонстрирует рис. 7.10. Во-первых, удерживание в значительной степени возрастает с усилением гидрофобного характера аминокислоты (Ser > А1а> Phe). Во-вторых, увеличение суммарного отрицательного заряда белка с увеличением pH вызывает уменьшение к для всех шести соединений (вследствие ионного взаимодействия). Далее, влияние концентрации буфера можно объяснить усилением адсорбции вследствие ионных взаимодействий при низкой ионной силе. Небольшое, но вполне заметное возрастание к для наиболее сильно удерживаемых сорбатов при высоких концентрациях буфера вероятнее всего является результатом усиления гидрофобных взаимодействий. Поскольку ионные (кулоновские) и гидрофобные взаимодействия по-разному подвержены влиянию ионной силы, то оба эффекта приводят к возникновению минимума в адсорбции сорбата (к ) в определенной точке. И наконец, совершенно очевидно влияние органического растворителя-модификатора он всегда приводит к понижению удерживания сорбата и тем сильнее, чем более гидрофобен сорбат. Влияние pH и ионной силы на удерживание незаряженных соединений невелико, но выражено вполне отчетливо. Оно связано исключительно с изменениями в связывающем центре ХНФ. Добавление пропанола-1 вызывает уменьшение удерживания по сравнению с наблюдаемым у заряженных сорбатов, что свидетельствует о преимущественном вкладе в удерживание гидрофобных взаимодействий. Это подтверждает также наблюдаемое очень большое влияние на удерживание длины цепи алканола-1. Высшие спирты являются значительно более эффективными конкурентами за связывающий центр, а потому вызывают более быстрое элюирование сорбата. Возможность регулирования удерживания путем изменения подвижной фазы, которую демонстрирует схема 7.6, говорит о том, что эту особенность данных хроматографических систем можно использовать в целях оптимизации разделения. [c.135]

Необходимо, чтобы растворы А и В имели строго определенный pH, поскольку даже небольшое изменение pH вызывает значительное ухудшение разделения. При элюировании раствором А маркером на хроматограмме может служить цистин. В идеальном случае он выходит между аланином и валином. Если же pH выше 3,28, пик цистина смещается ближе к пику аланина или даже сливается с ним. С другой стороны, если pH раствора ниже 3,28, пик цистина смещается к пику валина, перекрывает его или даже предшествует ему на хроматограмме. В первом случае буфер подкисляют добавлением 0,5—1,0 мл концентрированной НС1 на 1 л раствора. [c.175]

ЭТОМ оказалось, что оптимальная скорость элюирования основных аминокислот достигается лишь при использовании более концентрированных буферных растворов. Однако при значительном изменении концентрации и pH буфера наблюдалось увеличение объема набухшего ионита и возрастание гидродинамического сопротивления колонки. Одновременно повышался уровень базовой линии. Кроме того, в этих условиях после каждого опыта приходилось извлекать иониты из колонки, а затем, после их регенерации, вновь набивать колонку. В итоге оказалось удобнее проводить анализ образца на двух колонках. На первой осуществляли анализ кислых и нейтральных аминокислот, а сумму основных аминокислот вытесняли в конце анализа гидроокисью натрия. На второй, более короткой колонке вначале в виде суммарного пика элюировали смесь кислых и нейтральных аминокислот, а затем осуществляли разделение основных аминокислот. После получения более качественных ионитов и усовершенствования метода детектирования был разработан современный одноколоночный аминокислотный анализ. [c.306]

Смену буфера производят на 330-й минуте, когда практически закончится постепенное изменение концентрации и pH буфера и в колонку будет подаваться только конечный буфер для элюирования более прочно адсорбированных на смоле пептидов. Анализ выполняется за 430 мин. На рис. 10 представлена хроматограмма деления пептидов, получаемых при триптическом гидролизе гемоглобина. [c.80]

Элюирование осуществляют, либо изменяя pH, что приводит к уменьшению или устранению ионного заряда, либо путем повышения ионной силы до такой величины, при которой ион буфера вытесняет интересующий нас ион. Элюцию проводят с помощью ступенчатого или постепенного изменения указанных параметров. В случае анионообменников снижают pH или повышают ионною силу, при использовании же катионообменников элюирование осуществляют путем повышения pH или ионной силы. [c.201]

Ход элюирования регистрируют по изменению оптической плотности при 280 нм (или с помощью методов, описанных в разд. 1.2.2.1), элюат собирают по фракциям. Компоненты смеси, удерживаемые ионитом, элюируют, изменяя ступенчато или плавно ионную силу или pH рабочего буфера. Элюирование в ступенчатом градиенте приводит к появлению артефактов и вследствие этого применяется все реже. [c.42]

С1 ] есть концентрация ионов хлора в элюенте, а z — число кислотных групп в полностью диссоциированной кислоте. Удерживаемый объем значительно менялся в зависимости от температуры, и ширина пика была прямо пропорциональна квадратному корню скорости потока элюента. В растворы хлорида натрия, используемого для элюирования, добавляли буфер, затем буфер удаляли из элюата на колонке с катионообменной смолой амберлит ХЕ-64 и дауэкс-50 W и кислоты определяли титрованием 0,01 н. раствором NaOH или путем измерения окрашивания, образованного красителем бромфеноловый синий. Таким способом были разделены уксусная, янтарная, малеиновая, фумаровая и лимонная кислоты. Для элюирования использовали 0,01 М раствор хлорида натрия при pH 2, 0,1 М раствор хлорида натрия при pH 4 или 0,15 и 0,2 М растворы хлорида натрия при pH 12. Ввиду линейности изменения окрашивания и нестабильности индикатора раствора определение не являлось количественным [60, 61]. [c.178]

Дальнейшую очистку ферментного препарата, содержащего в небольших количествах примеси белков, сходных по физико-химическим свойствам с ферментом, ведут методом ионообменной хроматографии. Белки в ионообменном процессе взаимодействуют с ионитом и при помощи электростатического взаимодействия связываются с его поверхностью. Для элюирования белков с поверхности ионита используют изменение концентрации при pH пропускаемого через ионит буфера или введение нейтральных солей (ЫаС1, КС1). [c.203]

Для разделения полиаминов наиболее пригодным ионитом, по-видимому, является биорекс 70 (400 меш). Применение его описано в нескольких статьях [4, 6, 7]. Колонки (7X0,9 см) с этим сорбентом присоединяются к обычному прибору для автоматического анализа аминокислот. Элюирование осуществляют со скоростью 2 мл/мин последовательно несколькими буферными растворами. Первый буферный раствор представляет собой 0,438 М раствор ацетата натрия с pH 7,5. После того как 100 мл первого раствора пройдет через колонку, его немедленно заменяют вторым буферным раствором, представляющим собой 0,5 М раствор ацетата пиридина с pH 4,4. Времена удерживания полиаминов в указанной выше системе опубликованы в работе [8]. Способ Морриса [9] предусматривает внесение небольших изменений в состав буферных растворов. После введения пробы в колонку смолу начинают промывать первым буфером (0,33 М раствором ацетата пиридина с pH 5,7). После того как через колонку пройдет 100 мл первого буфера, промывание продолжают вторым буфером (0,38 М раствор ацетата натрия с pH 4,4) [c.270]

При элюировании в градиенте концентрации буфера и при изменении концентрации детергента в элюенте на объем капли влияет изменение плотности и поверхностного натяжения элюата. При необходимости в этом случае следует вводить определенную поправку. Некоторые модели коллекторов снабжены микропереключателем, подающим электрический импульс при достижении заданного числа фракций. Этот сигнал используют для смены элюента или изменения температуры в колонке. В случае необходимости такое устройство можно изготовить в лаборатории. Переключатель устанавливают на корпусе коллектора под фотоячейкой для отсчета капель. Он включается при помощи штырька, закрепленного на соответствующей пробирке. [c.312]

Аминокислоты белковых гидролизатов разделяют на колонке 0,9x150 см в две стадии. Вначале 0,2 н. буферным раствором с pH 3,25 элюируют кислые и часть нейтральных аминокислот, а после выхода глицина (250 мл 8 ч 20 мин) насос переключают на подачу второго 0,2 н. буферного раствора с pH 4,25, которым элюируют остальные нейтральные и ароматические аминокислоты (тирозин и фенилаланин). В соответствии с константами диссоциации тирозин и фенилаланин должны элюироваться в меньших объемах их задержка объясняется адсорбцией на матрице ионита. Основные аминокислоты элюируются с большой задержкой, ускорить их выход можно лишь существенным увеличением концентрации буфера. Однако это в свою очередь вызывает дрейф нулевой линии, изменение объема смолы и ряд других отрицательных последствий. Поэтому элюирование заканчивают, а оставшиеся аминокислоты вымывают разбавленным раствором гидроокиси натрия. Вторую половину образца хроматографируют на короткой колонке (15 см) в 0,38 н. буфере с pH 5,28. При этом вначале получают суммарный пик кислых и нейтральных аминокислот, а затем в области между триптофаном и аргинином элюируют основные аминокислоты. При скорости подачи 30 мл/ч и 50 °С общее время анализа составляет 21 ч 30 мин (16 ч 30 мин и 5 ч). Хроматограмма стандартной смеси аминокислот приведена на рис. 32.12. [c.343]

При фракционировании белков обычно применяют иониты, содержащие карбоксиметильную и диэтиламиноэтильную функциональные группировки, однако эти иониты не вполне подходят для разделения пептидов. Как правило, почти все кислотные пептиды адсорбируются на катионите при pH 3,0—3,5 в буфер ном растворе с низкой ионной силой, откуда могут быть элюи рованы при рн 6—9 и при более высокой ионной силе. Карбо ксилсодержащие иониты слабо диссоциированы при pH 3, и следовательно, обладают пониженной емкостью. Кроме того в разбавленных электролитах, т. е. в условиях проведения сорб ции, слишком велика буферная емкость ионита. Скачкообразное изменение pH элюента приводит на практике к одновременному элюированию группы пептидов. Аналогичные недостатки свойственны ионитам с ВЕАЕ-группой, особенно при работе с летучими буферными растворами. Изменение ионной силы и значения pH во время элюирования вызывает сжатие столбика сорбента, нарушение скорости потока и искажение профиля элюирования. В наибольшей степени этот эффект выражен у ионитов на основе слабосшитых гелей, однако в какой-то степени это свойство характерно и для модифицированных целлюлоз. И тем не менее некоторые типы ионитов на основе целлюлозы находят применение для разделения небольших пептидов. К ним относятся фосфоцеллюлоза, ЗЕ-целлюлоза, 8Р-целлюлоза и РАЕ-сефадекс. [c.411]

Ряд алкилагароз со структурой СНз(СН2)пМН—сефароза (где п принимает значения от О до 7), и-аминоалкилагароз со структурой ЫН2(СН2)п ЫН—сефароза (где п — от 2 до 8) характеризуется близким содержанием алкильных боковых цепей на гранулу геля [15, 49]. В одинаковых условиях (pH, ионная сила, состав буферного раствора и температура) способность СНз(СН2)пЫН—сефарозы удерживать фосфорилазу Ь зависит от длины углеводородных цепей. При хроматографии на производных сефарозы (я = 0 или 1) фосфорилаза Ь выходила из колонки с фронтом растворителя при п = 2 происходила задержка фермента, а при п = 3 фермент адсорбировался. Элюирование фосфорилазы Ь с модифицированной сефарозы (п = 3) возможно с помощью деформирующих буферных растворов, которые, как было показано, приводят к обратимым структурным изменениям фермента. На производном сефарозы с л = 5 связывание фосфорилазы было настолько сильным, что фермент не элюировался с колонки, даже когда pH деформирующего буферного раствора понижался до 5,8, хотя деформирующая способность такого буфера намного выше. Освободить фосфорилазу Ь из комплекса с этим производным можно только в неактивной форме после промывки колонки 0,2 М уксусной кислотой. Сама агароза содержит отрицательные заряды, а связывание алкил- или ариламинов на активированной бромцианом агарозе вводит в гель положительные заряды (разд. 8.2.4). В связи с этим йост и др. [28] обращали внимание на то, что на сефарозе с алкиламинами, прикрепленными после предварительной активации носителя бромцианом, связывание белков происходит большей частью при pH выше изоэлектрической точки выделяемых белков. Поэтому допускалось, что в этих случаях электростатические взаимодействия с положительно заряженной Ы-замещенной изомочевиной более существенны для связывания, чем гидрофобные взаимодействия с гидрофобной боковой цепью. Тем не менее гранулы агарозы не связывают фосфорилазу Ь, пока к ним не будут прикреплены алкильные боковые цепи некоторой минимальной длины. Кроме того, отмеченные выше заряды в равной мере присутствуют во всех членах гомологического ряда, и, следовательно, они не могут быть причиной различий в степени [c.152]

Для сорбции лучше всего образец выделяемого вещества растворять непосредственно в буфере, из которого будет производиться сорбция, и, если необходимо, проводить замену состава солей, присутствующих в образце, с помощью диализа или гель-фильтрации. Если вещество, образующее в данных условиях прочный комплекс с иммобилизованным аффинным лигандом, выделяют колоночной хроматографией, то объем образца, вводимого в колонку, может быть любым. Однако, если выделяют аффинной хроматографией вещество с низким сродством к связанному аффинному лиганду, объем наносимого образца не должен превышать 5% удерживаемого объема, для того чтобы предотвратить элюирование выделяемого вещества неадсорбированным материалом. Если выделяют вещество с низким сродством к связанному аффинному лиганду, его элюирование с колонки происходит часто даже без замены буфера. В этом случае выделяемое вещество получают в разбавленном растворе. Для иллюстрации сказанного можно сопоставить хроматографию химотрипсина на сефарозе с присоединенным метиловым эфиром е-аминокапронил-О-триптофана с хроматографией этого же вещества на сефарозе с непосредственно связанным метиловым эфиром О-триитофаиа (рис. 5.4) [8]. Для элюирования химотриисина с нерастворимого носителя, на котором ингибитор укреплен через е-аминокапроновую кислоту в качестве прострапственной группы, необходимо изменение pH, при этом фракция химотрипсина элюируется в виде острого пика. Если ингибитор присоединен непосредственно к нерастворимому носителю, его пространственная доступность понижена, и химотрипсин только замедляет свое движение через колонку. Фермент элюируется в значительно большем объеме, при том же pH, в непосредственной близости к неактивному материалу. [c.264]

Пример градиентного элюирования специфическим элюентом приведен на рис. 10.6 нативный лизоцим, специфически сорбированный на три-(М-ацетилглюкозамин) —сефарозе, элюируется концентрационным градиентом три-(Ы-ацетилглюкозамина), различной крутизны [7]. Концентрационный градиент специфически элюирующего реагента всегда задавался после промывки исходным буфером. Количество наносимого на колонку фермента, параметры колонки, состав буфера и другие условия были одинаковыми для трех разбираемых случаев. Отличались только скорости изменения концентрации три-(Ы-ацетилглюкозамнна), как это видно из рисунка. Выходы белка составляли приблизительно 90%. Лизопим [c.267]

Позднее Миллер [83] описал ускоренный одноколоночный метод анализа, устраняющий такое изменение фоновой линии. Для этого в стартовый буфер добавляют цистеиновую кислоту (8,3 мкмоль/л), не анализируемую по этому методу, которая повышает фоновую линию в начале анализа до уровня, равного высоте фоновой линии в конце анализа. Одноколоночный метод анализа с использованием градиентного элюирования с добавкой 10% метанола к буферу для поддержания разделения треонина и серина был описан также Томсоном и Майлсом [84]. Полностью автоматический одноколоночный метод анализа на высокоразрешающей колонке размером 125X0,636 см с использованием последовательной дискретной смены буферов был описан Гамильтоном [85]. Высокие чувствительность и разделяющая способность были достигнуты благодаря тщательному изучению характеристик ионообменной смолы, конструкции колонки, кюветы и характеристик регистрирующего потенциометра. [c.17]

Заключительная часть этой главы посвящена методам деления пептидов. В соответствии с традиционными методами смесь пептидов, особенно больших, разделяют на смолах с низкой сшивкой. Пье [154] на колонке со смолой дауэкс 1-Х2 при низкой скорости элюирования разделил пептиды, содержащие более 100 аминокислотных остатков. Мур и Стейн [5] при изучении разделения пептидов на суль-фированных катионообменных смолах пришли к выводу, что для больших пептидов предпочтительнее смола с 2% сшивки, чем смолы с 4 и 8% сшивки. При использовании низкосшитых смол пептиды элюируются относительно узкими зонами. Однако такие смолы имеют недостаток они сжимаются при изменении концентрации буферов. Усадка смолы сопровождается обычно повышением давления на колонке. В таких случаях перед проведением следующего анализа приходится, как правило, заполнять колонку смолой заново. [c.77]

В основе ее лежит процесс ионного обмена между белками, находящимися в растворе, и адсорбентами — ионообменниками. При адсорбировании белков связывание осуществляется за счет множества разнохарактерных электростатических связей, которые образуются между заряженными радикалами адсорбента — лолиэлектролита — и группами, несущими противоположный заряд, находящимися на поверхности молекул белков. Прочность связывания отдельных белков различна, ее определяет величина общего заряда белковой молекулы, а величина заряда зависит от pH среды и ионного состава буфера, иначе говоря, от концентрации солей в среде. Во время элюирования связи между белками и ионообменным адсорбентом разрушаются. Происходит это при двух основных воздействиях — изменении pH протекающего через колонку раствора или увеличении его ионной силы, т. е. повышении в нем концентрации солей. [c.151]

Изменение концентрации буфера или Na l и pH в буферном растворе, употребляемых для элюирования, можно проводить скачкообразно (ступенчатое элюирование) и постепенно (градиентное элюирование). [c.64]

Asp(NHi- y-Phe -Val -Ангиотензин II. Этот пептид (рис. 19) был синтезирован Шрёдером [1980]. Исходным веществом в этом синтезе служил защищенный дипептид (А 7—8), к которому после удаления N-защитной группы последовательно присоединяли блокированные по N-концу дипептиды с помощью азидного (С 5—8 и Е 3—8) и карбодиимидного (G 1—8) методов. грег-Бутильную группу полностью защищенного пептида (G 1—8) удаляли обработкой хлористым водородом в трифторуксусной кислоте в течение 3 час при 0°. Полученный после каталитического гидрогенолиза свободный октапептид (I 1—8) был, судя по его поведению при электрофорезе, практически чистым. Дальнейшую очистку осуществляли или путем хроматографии на карбоксиметилцеллюлозе (элюирование 0,001—0,27И аммонийноацетатным буферным раствором), или электрофорезом без носителя в пиридин-ацетатном буфере при pH 5. При испытаниях на изменение кровяного давления у крыс с удаленными почками активность октапептида составляла около 1 % активности Asp (NH2-P) -Уа15-ангиотензина II. [c.83]

Разделение олигосахаридов с более высокой молекулярной массой (СП>5) в течение приемлемого времени не представляется возможным в стандартных условиях, описанных для ВЭЖХ углеводов его, однако, можно провести с программированием скорости элюирования (65%-ный водный ацетонитрил со скоростью 2 мл/мин в течение 10 мин, далее скорость увеличивают до 4 мл/мин в течение 20 мин). Этот прием позволяет разделить мальтодекстрины с СП до 10 за 30 мин [28, 31]. Альтернативный подход заключается в изменении pH подвижной фазы до 5 прибавлением ацетатного буфера, что приводит к уменьшению ширины пиков и повышению эффективности разделения [32]. Разделение мальтодекстринов с СП до 10 на колонке [c.13]

Дальнейшая очистка пероксидазы проводилась на ионообменнике ДЭАЭ-сефадексе А-50. Не удерживаемые ионообменником белки снимались исходным буфером, затем для элюирования использовали ступенчатый градиент буфера с добавлением хлористого натрия. При изменении ионной силы буфера элюировались искомые анионные изопероксидазы. Каталитическая активность этих пероксидаз с бензидином для вирозных растений оставалась в 2 раза выше контрольной (табл. 19). На рис. 19 дан спектр пероксидаз, элюируемых с колонки исходным буфером (а), и двух анионных изоэнзимов фермента (б), элюируемых буфером с добавлением 0,2 М Na l. Спектр, приведенный на рисунке, соответствует только изопероксидазам вирозного растения, так как он для изоэнзимов пероксидазы здорового растения был идентичным. [c.84]

При проведении аффинного элюирования необходимо учитывать некоторые аспекты взаимодействия лиганд — макромолекула. Увеличение концентрации соли может значительно уменьшить биоспецифическое взаимодействие, но может также ослабить последующее взаимодействие со свободным лигандом при аффинном элюировании. Увеличение концентрации соли уменьшает неспецифические ионные взаимодействия, но может также усиливать гидрофобные взаимодействия, особенно при наличии на сорбенте полиметиленовых вставок. Если важную роль при связывании играют гидрофобные взаимодействия, то более эффективным может быть уменьшение концентрации соли. Кроме того, можно использовать изменение pH или введение агентов, уменьшающих поверхностное натяжение (для ослабления гидрофобных и вандерваальсовых взаимодействий). В качестве последних могут применяться неионный детергент, такой, как тритон Х-100 до 1%-ной (об./об.) концентрации в буфере, зтиленгликоль [10—50% (об./об.)] или относительно небольшие количества этанола [до 5% (об./об.)]. Маловероятно, чтобы эти вещества могли вызывать изменения константы ассоциации с заряженными лигандами. После предварительного уравновешивания колонки указанным буфером в него вводят лиганд для аффинного элюирования. Очевидно, могут быть использованы также аллостерические модифицирующие агенты или ингибиторы взаимодействия лиганд — макромолекула, причем приведенное выше обсуждение по применению свободного лиганда полностью относится и к указанным агентам. [c.114]

Систематические исследования по оптимизации элюирования белков с алкил-агароз выявили множество факторов, влияющих на элюирование были найдены агенты, понижающие полярность, специфические деформаторы , мягкие детергенты кроме того, изучалось влияние концентрации денатурирующих веществ, изменения pH, температуры, ионной силы и состава буфера. Поскольку доступность гидрофобных положений на поверхности белка обусловлена, по-видимому, его конформацией, а удерживание белков на алкилагарозах зависит в основном от липофильности, размера, формы и локализации этих положений, то способы элюирования, описанные выше, могут приводить либо к непосредственному разрушению гидрофобных взаимодействий между адсорбентом и белком, либо к изменению конформации белка, либо к комбинации обоих эффектов. [c.183]

Это выражение устанавливает связь между изменением экспериментально измеренного объема элюирования подвижного компонента и концентрациями иммобилизованного и растворимого конкурирующих лигандов [Ь] и [Ь], а также константами диссоциации ТСь/ и /Сь. Для систем с моновалентным взаимодействием с помощью уравнения (2) можно определить КС и Кь непосредственно по хроматографическим данным. Для специфической аффинной матрицы с фиксированной концентрацией иммобилизованного лиганда [Ь] проводится ряд экспериментов с изменяющимися значениями [Ь] в элюирующем буфере. Объемы элюирования зон подвижной макромолекулы определяются при различных значениях [Ь]. Строят зависимость 1/ У—Уо) от [Ь]. Тогда /Сь можно найти по тангенсу угла наклона прямой, а Кь — по отсекаемому отрезку на оси ординат. Кь и Кь можно рассчитать также аналитически, обработав полученные данные по элюированию линейным методом наименьщих квадратов. [c.222]

Принципиальной основой ионообменной хроматографии является то, что сродство вещества к ионообменнику зависит от электрических свойств его самого и относительного сродства других заряженных веществ, находящихся в растворителе. Следовательно, связанное вещество можно элюировать с помощью изменения pH до значения, изменяющего заряд вещества, или добавлением конкурирующего вещества, одним из примеров которого могут служить соли. Поскольку различные вещества обладают разными электрическими свойствами, условия элюирования будут меняться для каждого вида связанных молекул. В общем, для получения хорошего разделения следует выбрать либо непрерывное элюирование в градиенте ионной силы, либо ступенчатое элюирование, (Градиент только pH не используют по причине трудности создания его без одновременного увеличения ионной силы.) При хроматографии на анионитах постоянно повышают либо pH и ионную силу, либо только ионную силу элюента. Хроматографию же на катионитах проводят как в градиенте pH, так и в градиенте ионной силы элюирующего буфера. На практике выбор условий элюирования проводится методом проб и ошибок с учетом условий стабильности анализируемого вещества. Напри- [c.211]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология