Белки по остаткам гистидина

Рис. 62. Схема активного центра карбоксипептидазы А (остаток Туг 198 на схеме не изображен) фермента, катализирующего гидролитическое отщепление С-концевого аминокислотного фрагмента от полипептидов. Фермент абсолютно специфичен к Ь-конфи-гурации отщепляемого аминокислотного остатка и резко преимущественно катализирует отщепление остатков гидрофобных аминокислот. Гидролиз в этом случае протекает по механизму электрофильного катализа и требует участия иона цинка — в белке какие-либо группы, способные выступать в роли электрофиль-ных катализаторов, отсутствуют. Ион цинка фиксирован в активном центре фермента путем координации тремя аминокислотными остатками — двумя остатками гистидина 1118-69 и Н18-196 и одним глутамат-ионом С1и-72. Четвертая координата (для ионов цинка характерна тетраэдрическая зр -конфигурация координационных связей) направлена в комплексе фермент — субстрат на карбонильную группу гидролизуемой пептидной связи. Фиксация С-концевой части гидролизуемого пептида в активном центре обеспечивается в первую очередь взаимодействием с двумя остатками аргинина — Aгg-145 и Arg-127 и кластером гидрофобных

Кооперативный эффект связывания кислорода гемоглобином имеет структурную природу и может быть объяснен на основе данных конфор-мационного анализа. В геме гемоглобина за счет стерического отталкивания, возникающего между проксимальным остатком гистидина и атомами азота пиррольных колец порфиринового цикла, аксиальный лиганд вытягивает ион Ре " из плоскости порфиринового макроцикла на 0,75 А. При взаимодействии с кислородом ион Ре " возвращается в плоскость порфирина (рис. 5.10). При этом высокоспиновое пирамидальное состояние координационного узла гема переходит в октаэдрическое искаженное состояние. Дистальный остаток гистидина не взаимодействует с молекулой О2, но обеспечивает оптимальные условия для ее эффективного связывания. Одновременно с ионом железа происходит перемещение остатка проксимального гистидина, что, в свою очередь, вызывает конформационные изменения белка данной субъединицы и полипептидных цепей остальных субъединиц гемоглобина. В результате этого после присоединения первой молекулы О2 к субъединице гемоглобина активные центры — гемы выходят из глобул наружу, благодаря чему [c.213]

Вирус табачной мозаики (ВТМ). Из всех вирусов наиболее хорошо изучен растительный вирус табачной мозаики. Тем не менее сведения, которыми мы располагаем в настояш,ее время, вероятно, еще далеко не достаточны для полного описания его строения. Физические исследования показали, что ВТМ представляет собой тонкий стержень длиной 3000 А и диаметром 150 А. Вес такой частицы равен 39- 10 . Из этого числа 5% приходится на РНК, константа седиментации которой равна 27S, а молекулярный вес 2,0 10 . Если бы цепь РНК вируса полностью вытянуть, она была бы в 10 раз длиннее вирусной частицы. Остальные 95% вируса приходятся на белок, который состоит из 2130 идентичных субъединиц. В состав каждой субъединицы, имеющей молекулярный вес 17 420, входит 158 аминокислот. Белок вируса табачной мозаики является третьим белком после инсулина и рибонуклеазы, для которого полностью установлена последовательность аминокислот. Каждая белковая субъединица представляет собой единую полипептидную цепь, на N-конце которой находится ацетилированный серии. Это один из редких случаев особой модификации N-конца полипептидной цепи. Различные штаммы этого вируса отличаются по аминокислотному составу белка. У всех исследованных штаммов белковая часть содержит только один остаток цистеина. В некоторых штаммах отсутствуют метионин и гистидин. [c.359]

Биологические функции имидазола самым тесным образом связаны с основностью его молекулы. Именно по этой причине остаток гистидина в белке содержит в физиологической области pH около 7,4 одновременно заметные количества свободного основания и протонированного имидазолия. Это означает, что он может функционировать как акцептор и как донор протонов в зависимости от потребностей своего ближайшего окружения. Такую же роль играют остатки гистидина и в различных ферментах, например в рибонуклеазе, альдолазе, некоторых протеазах. Другим важным результатом проявления основных свойств имидазола является буферное действие гистидина в системе гемогло-бин-оксигемоглобин [7]. Отмечалось [7], что имидазольная группа в гистидиновой единице полипептидов — самое сильное основание, какое присутствует в каких-либо количествах при физиологических значениях pH, а катион имидазолия является самой сильной из кислот, обнаруженных в заметной концентрации (колебания р/(а зависят от местного окружения). [c.439]

Конформация белка стабилизирует центры связывания меди. Тиоловые группы вряд ли могут быть единственными лигандами,, связывающими медь. Наиболее вероятным лигандом в этом отношении является имидазольный остаток гистидина. [c.417]

Это свойство имидазола играет важную роль в механизме действия гидролитических ферментов,, содержаш,их остаток аминокислоты гистидина (см. 11.1.1) в активном центре ферментов, расщепляющих пептидные связи в белках (см. 11.2.1). [c.288]

Хотя активный центр относительно невелик, он должен все же представлять собой довольно сложную структуру. Известно, что он определяет и каталитическую активность, и специфичность, а поэтому должен обеспечить весьма тесное взаимодействие, точное в пространственном (геометрическом) и химическом отношении с молекулами субстрата или с их необходимыми частями. Для проявления активности этого центра необходима его трехмерная структура, кооперативное действие его различных участков, возникающее при их топографическом сближении и соответствующей ориентации. Следовательно, необходима определенная трехмерная структура всей молекулы фермента. В настоящее время принято считать, что активный центр не располагается Б пределах какого-либо небольшого отрезка одной пептидной цепи, а представляет совокупность групп, расположенных на двух или нескольких цепях или на различных участках одной, но сложно изогнутой пептидной цепи. Структуру подобного рода мы видим на гипотетической модели молекулы химотрипсиногена, представленной Г. Нейратом (рис. 12). На модели черными линиями показан активный центр химотрипсина, который занимает небольшую область и включает два остатка гистидина и один остаток серина. Здесь имеется одна единственная пептидная цепь, изогнутая таким образом, что различные участки ее (различные аминокислотные остатки) сближены и образуют каталитически активный центр. Ясно, что каталитическая способность химотрипсина зависит не только от наличия тех или иных функциональных групп, но главным образом от конфигурации всей макроструктуры белка, поскольку эта конфигурация определяет взаимное расположение групп активного центра. Отсюда ясно и значение стабильности макроструктуры (третичной структуры) белка для выявления и сохранения ферментативной активности. [c.74]

На рис. 16.20, Л и Б приведены две карты электронной плотности с разрешением 2 А. Одна из них соответствует плоскости, в которой находится ион цинка, а вторая — плоскости, расположенной сразу над ним. Наибольшей плотности на картах отвечает ион металла. Вокруг него заметны три координированные группы белка, электронные плотности которых хорошо совмещаются со структурой остатков гистидина (рис. 16.20,В). Так как аминокислотная последовательность пока не известна, идентификация должна считаться лишь предварительной. Интересно, что два из этих трех лигандов (на рис. 16.20, В они расположены левее) относятся к одному и тому же участку пептидной цепи и их разделяет только один остаток. [c.610]

Так как свойства белков сильно зависят от pH среды, необходимо знать, при каких значениях этого параметра титруются различные функциональные группы аминокислот, а также то, как эти значения изменяются при включении аминокислот в белок. Для отдельных аминокислот и небольших пептидов такую информацию можно получить прямым потенциометрическим титрованием. Присоединение или потеря протона аминокислотой выявляются по изменению pH раствора. Для интактных белков полное потенциометрическое титрование при наличии достаточно большого количества вещества представляет собой довольно простую процедуру. Однако интерпретация результатов затруднена тем, что часто неясно, какой остаток из множества сходных или идентичных определяет ту или иную область кривой титрования. В таких случаях необходимо использовать другие, более специфичные методы исследования. Так, при титровании аминокислотных остатков с такими боковыми группами, как у гистидина, удобно применять ядерный магнит- [c.43]

В свое время считали, что значение р/Са = 4,2, полученное из рН-зависимости активности фермента, относится к карбоксильной группе боковой цепи, поскольку обычно эти группы ионизируются именно в данной области pH. Однако ближайшая к ys-25 карбоксильная группа ( Asp-158) находится от этого остатка на расстоянии 7,5 А [92], т. е. слишком далеко, чтобы выступать в роли кислотно-основного катализатора, в отличие от благоприятно расположенного имидазольного кольца His-159. Низкое значение р/Са гистидина связано в основном с тем, что этот остаток частично погружен в гидрофобную область белка. Системы, эквивалентной системе с переносом заряда, у сериновых протеаз нет имидазольное кольцо His-159 не взаимодействует с погруженной в белковую молекулу карбоксильной группой. [c.375]

Из косвенных методов чаще других используется метод, основанный на изучении рН-зависимости некоторых параметров реакции, таких, например, как максимальная скорость или константа Михаэлиса. Изменение этих параметров в зависимости от pH часто напоминает по своему характеру титрование одной ионизируемой группы (см. гл. VI). Можно поэтому определить соответствующее значение pi a этой группы и попытаться идентифицировать ее путем сравнения полученного значения рЛТ с известным значением p7i для боковых цепей различных аминокислот. Все это сопряжено с известными трудностями. В результате взаимодействия с соседними группами в белке, а также с субстратом или буфером величина pZ для ионизируемой группы в белке может заметно отличаться от соответствующей величины для той же группы, присутствующей в свободном виде в растворе. Кроме того, величины pifa для различных титруемых групп белков в значительной степени перекрываются. Например, группа с pif 10 может быть либо аминогруппой, либо фенольной гидроксильной группой, либо сульфгидрильной группой. В некоторых случаях определение величины A/i ионизации помогает приписать данное значение рЛТ той или иной группе, однако нередко однозначное отнесение полученного значения рЖ к определенной функциональной группе оказывается все же невозможным. Известно также, что рН-зависимость может отражать титрование нескольких остатков, а не какой-либо одной индивидуальной группы. Наконец, крутые перегибы кривых, описывающих зависимость скорости реакции от pH, могут вызываться ие только титрованием, но также и другими факторами, например изменением стадии, лимитирующей скорость реакции. К счастью, все эти ослол<иения возникают не всегда. Часто заключения, сделанные на основании рН-зависимости, удается подкрепить другими методами. Исходя из данных по зависимости максимальной скорости реакции от pH, следует, например, считать, что у всех ферментов, перечисленных в табл. 29, в каталитическом акте участвует остаток гистидина. Для химотрипсина это заключение подтвернодается тем, что соответствующий хлоркетон, являющийся аналогом субстрата химотрипсина, избирательно реагирует с одним остатком гистидина и вызывает таким путем инактивацию фермента. На основании [c.199]

Атом железа(П) в составе протопорфирина IX координационно ненасыщен (имеет вакантные -орбитали) и способен присоединять один или два дополнительных электронодонорных или электроноакцепторных лиганда по оси, перпендикулярной плоскости макроцикла. В таких случаях координационное число Fe(II) равно 5 или 6. Такой тип координации у МР называется аксиальным (от греч. ахоп — ось), а соответствующие координируемые дополнительные лиганды — аксиальными. Именно это свойство гема и определяет способность молекул гемоглобина и миоглобина к присоединению молекулярного кислорода и других лигандов, лежащую в основе жизненно необходимых функций данной группы сложных белков. Формирование и стабилизация пространственной структуры гемоглобина и миоглобина происходят благодаря образованию аксиальных связей между Fe(II) и аминокислотными остатками полипептидных цепей этих хромопротеинов. При этом аминокислотный остаток гистидина занимает пятое координационное положение Fe(II) в составе МР (рис. 5.4). Такой остаток гистидина получил название проксимальный (от лат.proximus — ближайший). Второй остаток гистидина глобиновой полипептидной цепи — дистальный гистидин (от лат. disto — отстою) находится близко к кислородсвязывающему участку гема, но не имеет непосредственной связи с ним. [c.207]

Протонированкый остаток гистидина в белках является другим важным местом атаки гидратированного электрона. Константы скоростей реакций восстановления имидазола и гистидина при взаимодействии с составляют 4 10 дм / (моль с) при рН- 6. Однако [c.198]

Кристаллографические данные, а также анализ первичной структуры показывают, что в активных центрах многих белков в связывании металла участвует остаток гистидина (примерами служат кар-боксипептидаза А, цитохром с, рубредоксин, мет-миоглобин и метгемоглобин см. гл. 6). Лимитирующей стадией образования бинарных (двухкомпонентных) комплексов Enz—М во многих случаях является вытеснение воды из координационной сферы иона металла. Активация многих пептидаз ионами металла является медленным процессом, длящимся несколько часов. Эта медленная реакция. [c.96]

В обоих белках (гемоглобине и миоглобине) гем прочно связан с белковой частью (глобином) с помощью 80 гидрофобных взаимодействий и одной координационной связью между имидазольным кольцом так называемого проксимального гистидина и атомом железа. Несмотря на многочисленные различия в их аминокислотных последовательностях, миоглобин и гемоглобино-вые субъединицы имеют сходную третичную структуру, включающую восемь спиральных участков. Гем вклинивается в щель между двумя спиральными участками кислород связывается по одну сторону порфирина, в то время как гистидиновый остаток координируется по другую. По-видимому, уникальное свойство гемоглобина связывать кислород зависит от структурных особенностей всей молекулы гемоглобина или миоглобина. [c.360]

Одной из нерешенных проблем биологии является механизм Т1ревраш,ения химической энергии в механическую работу. Самыми маленькими движуш,имися органами являются жгутики бактерий, и можно думать, что исследования данного объекта помогут хотя бы отчасти проникнуть в эту тайну. Жгутики прокариот построены из белка одного типа — флагеллина. Молекулы флагеллина совсем не содержат остатков цистеина и триптофана, а остатки фенилаланина,, пролина и гистидина присутствуют в них лишь в небольших количествах. Этот белок характеризуется высоким содержанием гидрофобных аминокислот и имеет один остаток необычной аминокислоты — е- -метиллизина. Субъединицы жгутиков образуют спиральную структуру (рис. 4-7), формируя в ней также 11 почти параллельных оси опирали рядов— надспиралей с шагом 2,3 мкм Д. Эта последняя особенность жгутиков очень важна для понимания механизма их-функционирования. Мутантные бактерии, жгутики которых имеют линейную структуру, неподвижны. [c.281]

Вещества, загрязняющие окружающую среду, азотистая кислота и SOs могут способствовать дезаминированию цитозина в урацил схема (7) . Такая модификация, как видно из рассмотрения генетического кода (см. табл. 22.5.1) может иметь три вида последствий на синтез белка. Во-первых, замены С на U в третьей позиции кодового слова не будут оказывать влияния на включение аминокислот во всех 16 случаях. Во-вторых, замена С на U в первой позиции кода может заменить кодон САА (глутамин) на кодон UAA (Стоп) и, таким образом, привести к преждевремен ному окончанию синтеза отдельного белка. В равной мере, замена AU (гистидин) на UAU (тирозин) может заменить каталитически активный остаток аминокислоты на неактивный. Для белка, играющего в клетке жизненноважную роль, обе такие замены будут летальными нет потомков, которые могли бы пережить репликацию модифицированной таким образом цепи ДНК. В-третьих, некоторые из таких замен могут вводить аминокислоту с функцио [c.212]

ТД модифицирует остатки гистидина и тирозина в белках с образованием моно- и быс-азопроизводных, характеризующихся разными полосами поглощения [90, 91] (рис. 4.) Б с-азотирозин (быс-Туг) обладает полосой поглощения в районе 550 нм, тогда как б с-азогистидин (б с-Н1з) поглощает при 480 нм. Остаток моноазотирозина (моно-Туг) имеет при pH 10,0 максимум поглощения при 480 нм моно-Туг при pH 8,0 и моно-Н1з при pH 8,0 и [c.357]

Приведенная последовательность реакций не является общей для всех белков. Это было показано Френкель-Конратом [100] на примере. лизоцима. В этом белке единственный гистидиновый остаток реагирует с иодом в условиях, при которых иодируется лишь 50% тирозиновых звеньев. Это наблюдение, несомненно, отражает влияние структуры на доступность и реакционную способность соответствующих групп данного белка, а также затруднения, возникающие при перенесении результатов, полученных для одного белка, на другой. Скорость иодирования гистидина, взятого в виде свободной аминокислоты, в 30—100 раз меньше скорости иодирования тирозина [103] из этого следует возможность предположения о взаимодействии с иодом присутствующего в белках гистидина, особенно в присутствии избытка иода и при длительных периодах контакта реагентов. Это в свою очередь указывает на то, что наблюдения, сделанные при изучении иодирования лизоцима, обусловлены структурой белка, а не различиями в реакционной способности гистидиновых и тирозиновых остатков, входящих в состав этого белка. [c.352]

Избирательное фосфорилирование специфического остатка серина в так называемых сериновых протеиназах , таких, как химотрипсин, трипсин и тромбин, впервые осуществлено Янсеном с сотр. [167—169], применившим в качестве реагента диизо-пропилфторфосфат (ДФФ). Воздействие на эти ферменты мочевины [170—171] или фотоокисление (в присутствии метиленового синего) остатка гистидина активного центра, близкого остатку серина [85, 95], приводит к тому, что такие белки уже не удается модифицировать с помощью ДФФ. ДФФ не инактивирует бромелайн, папаин или така-амилазу А [172], поскольку эти ферменты не принадлежат к группе сериновых протеиназ вместо остатка серина они имеют в активном центре остаток цистеина. С помощью ДФФ в них можно фосфорилировать некоторые остатки тирозина, но не 5Н-группу активного центра [56, 173]. Напротив, -нитрофеннлацетат (НФА) ацетилирует 5Н-группу глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназы и тем самым инактивирует этот фермент [174, 175]. [c.367]

Причем центр положительного заряда находится на атоме углерода. Таким образом, положительный заряд и в лизине и в аргинине находится примерно на одном и том же расстоянии от асимметрического атома углерода. Гистидин содержит имид-азольный остаток, протонизация которого приводит к возможности возникновения резонансных структур в кольце. Отметим, что в состав белков наряду с остатками аспарагиновой и глутаминовой кислот могут входить и такие остатки этих кислот, у которых кислотные группы боковых цепей амидированы (аспарагин и глутамин). Для триптофана характерно наличие ин-дольного остатка. [c.13]

В табл. 14а приведены синтезированные фрагменты S-nen-тида, а также указаны их молярные количества на 1 моль S-белка, необходимые для проявления продуктами рекомбинации активности S-рибонуклеазы. Наиболее активным из всех фрагментов S-пептида является пептид с последовательностью аминокислотных остатков 1—13 (IV) (табл. 146). Продукт комбинации этого тридекапептида с 8-белком обладает 50%-ной активностью рибонуклеазы уже при их молярном соотношении 3 1. В случае фрагмента (1—12) (VIII) 50% активности сохраняется при молярном соотношении компонентов 88 I. Однако в случае фрагмента (1—И) (IX), содержащего всего лишь на один аминокислотный остаток меньше, на 1 моль S-белка требуется уже 8000 молей этого пептида. Приведенные данные определенно показывают важную роль остатка гистидина и не очень существенное значение аминокислотной последовательности 13—20 S-пептида для проявления ферментативной активности рибонуклеазы. Наличие остатка глутаминовой кислоты в положении 2 (от N-конца), по-видимому, существенно для [c.360]

Помимо нолиэлектролитов с гибкими цепными полиионами, которые могут иметь широкий набор конформаций, рассмотрению подлежат заряженные макромолекулы, принимающие специфические конформации, обсужденные в гл. III. Белки имеют разнообразное множество ионогенных групп в боковых цепях аминокислотных остатков, а именно карбоксильные группы глутаминовой и аспарагиновой кислот, имидазольпые группы гистидина, аминогруппы лизина, фенольные группы тирозина, тиольные группы цистеипа и гуанидиновые остатки аргинина. Поэтому в зависимости от состояния ионизации они могут обладать суммарным положительным или отрицательным зарядом. Третичная структура глобулярных белков обычно достаточно устойчива для того, чтобы допустить значительное увеличение суммарного заряда до начала денатурации. Другим полиэлектролитом со специфической конформацией является нативная форма дезоксирибонуклеиновой кислоты. Мы видели, что она существует в растворе в виде двойной спирали, которая ведет себя почти так же, как и жесткая стержневидная частица. В нейтральном растворе вследствие ионизации функциональной группы фосфорной кислоты частица имеет один отрицательный заряд, приходящийся на нуклеотидный остаток. В кислой или щелочной среде в установлении ионизационного равновесия принимают участие пуриновые и пирамидиновые остатки, что, как будет показано ниже, влияет на устойчивость нативной формы ДНК. [c.268]

Степень термостабильности белка и его поведение при денатурации зависит от свойств доменов, которые связаны с участками повышенной плотности в глобулярных белках (Макаров, 1996). Распределение зарядов и дипольных моментов в пространстве глобул влияет на размеры кооперативных областей — энергетических доменов. Перераспределение зарядов под действием условий среды приводит к изменению размера домена и свойств белка. Путем точечных мутаций можно заменять отдельные аминокислоты белка и тем самым влиять на распределение зарядов в критических точках, ответственных за термостабильность. Так, замена гистидина в тетрацитохроме в лиганде атома железа на остаток метионина привела к направленной модификации и увеличению термостабильности белка за счет связи железа с серой метионина. [c.182]

Модификация. В небольшой пробирке высушивают досуха гидролизат белка или раствор аминокислот. Растворяют остаток в 100 мкл буфера для конденсации и высушивают досуха на роторном испарителе или высокоскоростном концентраторе (Speed-Va on entrator). Эта предварительная обработка необходима для удаления следов НС1 и дает возможность избежать появления постороннего пика на хроматограмме вблизи гистидина. [c.284]

Полярность оставшихся пяти аминокислот не столь ясна. Значения р для цйстеина и гистидина настолько близки к 7, что во многих белках при физиологических условиях эти аминокислоты действительно могут быть заряженными. Таким образом, они могут быть полярными, но если они незаряжены, то они совершенно теряют свои полярные свойства. В тирозине ароматическое кольцо компенсирует влияние гидроксильной группы и обычно Туг ведет себя как неполярный остаток. Глицин и пролин — особые аминокислоты". Их структура значительно отличается от структуры остальных 18 остатков. Глицин лишен оптически активного асимметричного а-углерода, откуда следует, что он может существовать в конформационных состояниях, недоступных другим аминокислотам. Он не имеет боковой группы, но его поведение в составе белков позволяет отнести его к категории неполярных остатков. Пролин же на самом деле является имино-, а не аминокислотой. Поэтому его конформационные свойства отличаются от свойств всех остальных остатков. Трудно что-нибудь сказать о его полярности, но, учитывая его локализацию в белках, можно прийти к заключению, что Pro чаще ведет себя как полярный остаток. [c.52]

Метод ЯМР особенно ценен для определения р/Са гистидино-вых остатков в белках. Сигналы от протонов при углеродных атомах С-2 и С-4 сдвинуты в слабопольную область по отношению к сигналам от остальных атомов данной белковой молекулы и могут быть разрешены в растворах ОгО. При протонировании происходит изменение величины химического сдвига и, следовательно, гистидиновые группы можно легко оттитровать. Когда в белке присутствует более чем один гистидиновый остаток, возникают трудности, связанные с идентификацией от дельных р/Са. Решить эту задачу для рибонуклеазы помогли химическая модификация, избирательное дейтерирование и выяснение кристаллической структуры данного фермента в настоящее время идентифицированы р/Са всех четырех гистидиновых остатков рибонуклеазы 114, 15]. [c.184]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология