Триптофан определение методом

Спектрофотометрический метод определения белка основан на способности ароматических аминокислот (триптофан, тирозин и в меньшей степени фенилаланин) поглощать ультрафиолетовый свет с максимумом поглощения при 280 нм. [c.33]

С помощью измерения оптической плотности растворов при 280 нм могут быть обнаружены только пептиды, содержащие тирозин и триптофан. Для выявления пептидов, не имеющих в своем составе этих аминокислот, необходимо располагать другими методами определения пептидов. К ним относится, например, метод пря. [c.227]

Для определения аминокислот существуют разнообразные химические реакции, которые специфичны для некоторых из них (табл. 6.2). Эти реакции используются довольно редко, так как аминокислотный анализатор позволяет легко проводить качественный и количественный анализ и инструментальное детектирование этих соединений. Этим методом плохо определяется триптофан (Try) из-за его повышенной чувствительности к кислотам, поэтому его лучше идентифицировать с помощью химических реакций (табл. 6.2). Химической основой работы аминокислотного анализатора является реакция с нингидрином, описанная в опыте 20. [c.273]

При окислении альфа-аминокислот нингидрином при pH 1 образуется аммиак, двуокись углерода, восстановленный нингидрин и другие продукты. При pH выше 3 аммиак, восстановленный нингидрин и невосстановленный нингидрин образуют окрашенное в синий цвет соединение. Оно гидролизуется при pH 11 с выделением азота в виде аммиака, который затем, после аэрации, определяют реактивом Несслера. Метод применяют для определения альфа-аминного азота, хотя он дает некоторую ошибку вследствие того, что оксипролин, пролин и триптофан взаимодействуют с нингидрином при pH 1 не количественно. Из 23 исследованных альфа-аминосоединений для 14 точность результатов количественных определений находилась в пределах 5%, а для 16 соединений — в пределах +10%. [c.115]

Триптофан обычно определяют в белках, которые пе подвергались гидролизу [165, 186]. Однако в последнее время были сделаны попеки стабилизации его молекулы, а также молекулы тирозина, цистеина и метионина при помощи реакции восстановления, которой предшествовала реакция десульфурации [92]. Кроме того, был разработан количественный метод колориметрического определения аминокислот в гидролизатах, полученных при действии селенитов щелочных металлов [56]. [c.392]

Так как тирозин и триптофан частично разрушаются при кислотном гидролизе, был разработан спектрофотометрический метод их определения в нативном белке [7]. [c.402]

Наиболее общим методом определения концентрации пептидов является колориметрия продуктов реакции с нингидрином [2]. Это один из наиболее чувствительных колориметрических методов. Для обнаружения аминокислот и пептидов разработаны как обычный, так и полностью автоматизированный варианты, причем нингидриновый реагент не вызывает коррозии и его можно подавать обычным микронасосом. Реакция идет по свободным аминогруппам, но в некоторых случаях хромофор образуется с низким выходом. Данные по окрашиванию дипептидов можно найти в работе [3]. У всех дипептидов, содержащих в качестве Ы-концевой аминокислоты аргинин, треонин, серин, глутаминовую кислоту, глицин, фенилаланин, метионин, лейцин и тирозин, интенсивность окраски составляет 1,6-10 у лейцина эта величина составляет 1,7-10 . У дипептидов с М-концевым лизином и аспарагиновой кислотой интенсивность окраски несколько выше (на 20 и 29% соответственно), а дипептиды с Ы-концевым гистидином и триптофаном проявляются несколько слабее (42 и 67% соответственно от средней интенсивности). Дипептиды с М-концевым пролином, валином и изолейцином окрашиваются очень слабо [2,7 6,4 и 8,5% от средней (1,6- 10 ) интенсивности]. [c.391]

Описанные. методы включают определение тех незаменимых и заменимых аминокислот, для которых существуют достаточно надежные аналитические прие.мы. Расположение материала распадается на естественные группы так, основные аминокислоты собраны в одну группу, тирозин, триптофан и аланин — в другую, дикарбоновые аминокислоты — в третью серин и треонин — в четвертую и т. д. [c.8]

Гидролиз белков кислотой обычно сопровождается разрушением (в результате окисления) большей части триптофана, окислением цистеина в цистин и некоторым распадом серина и треонина. Щелочной гидролиз имеет то преимущество перед кислотным, что триптофан в этих условиях более стабилен. Однако при щелочном гидролизе имеет место интенсивный распад серина, треонина, цистина, цистеина и аргинина. Кроме того, при щелочном гидролизе наблюдается рацемизация природных аминокислот. Гидролиз белка как кислотой, так и щелочью сопровождается дезамидированием глутамина и аспарагина. Эти амиды аминокислот и триптофан можно выделить из гидролизатов, полученных при помощи протеолитических ферментов. Однако ферментативный метод также страдает определенными недостатками в частности, гидролиз может быть неполным и сам фермент может распадаться с освобождением аминокислот. Выделение аминокислот из белков и получение их с количественным выходом представляет очень сложную задачу, которой занимались многие исследователи. Эта обширная область всесторонне рассмотрена в монографии Блока и Боллинг [98]. [c.24]

Для детального изучения свойств и особенностей неорганической матрицы использовали органические соединения-примеси бензол, толуол, простейшие ароматические соединения, структурные спектры люминесценции которых в органической матрице хорошо известны фенол и анилин, имеющие электро-нодонорные группы, спектры люминесценции которых в органической матрице представляют собой широкие, практически бесструктурные полосы ароматические аминокислоты (/-фенилаланин, /-тирозин, /-триптофан), практически нерастворимые в органических растворителях, используемых в качестве матриц по методу Шпольского, и хорошо растворимые в воде. Выбор данных соединений был также обусловлен и практическими требованиями определение микроколичеств исследуемых веществ непосредственно в природных водах. [c.245]

Триптофан. Многочисленность вариантов альдегидных методов, которые были предложены для определения триптофана, показывает, как мало ими удовлетворены авторы. Применялись, между прочим, следующие альдегиды [c.113]

Следующий шаг в определении структуры белка сводится к определению длины его полипептидной цепи, с тем чтобы установить, из скольких связанных между собой аминокислот построена полимерная молекула белка. Если учесть, что полипептидная цепь должна содержать по крайней мере один остаток наиболее редко встречающейся в этом белке аминокислоты, то из данных по аминокислотному составу (аналогичных приведенным в табл. 2) можно определить минимальную длину цепи. Триптофан-синтаза, например, содержит 1,1 моль% наиболее редкой аминокислоты —метионина. Следовательно, ее полипептидная цепь должна содержать по крайней мере 100/1,1 = 91 аминокислотный остаток. Если на самом деле полипептидная цепь триптофан-синтазы содержит более одного остатка метионина, то действительная ее длина должна быть кратной этой возможной минимальной длине, равной 91 аминокислотному остатку. Приближенное значение действительной длины полипептидной цепи можно получить с помощью физико-химических методов, например измеряя скорость седиментации полипептидной цепи при центрифугировании или количество света, рассеиваемого раствором белка. (Чем длиннее цепь, тем быстрее она седиментирует и тем больше света [c.85]

Сделана поправка для глицина с гидролизованной нуклеиновой кислотой. Триптофан определен по методу Гордона и Митчелла. [c.69]

Определение качественного и количественного аминокислотного состава белков и пептидов проводят после их гидролиза кислотой или щелочью. Оба вида гидролиза разрушают некоторые аминокислоты. При щелочном гидролизе частично разрушаются цистеин, серии, треонин и происходит частичная рацемизация некоторых аминокислот. При гидролизе соляной кислотой (5,7 н., 105—110° С), которая обычно используется при кислотном гидролизе пептидных связей, практически полностью разрушается триптофан. В связи с этим содержание триптофана в пробах обычно определяют после щелочного гидролиза или спектрофотометрическим методом Кроме того, наблюдаются значительные потери оксиаминокислот (серина, треонина, тирозина), се-русодержащих аминокислот (цистеина, метионина) и частично пролива. При этом степень разрушения аминокислот зависит от чистоты и концентрации НС1, используемой для гидролиза, а также длительности и температуры гидролиза. Следует отметить, что примеси альдегидов при кислотном гидролизе приводят к значительной потере тирозина, а также цистеина, гистидина, глутаминовой кислоты и лизина, а примеси углеводов в больших концентрациях — к разрушению аргинина. [c.123]

Анализ. Методы анализа белковых макромолекул селективны и осуществляются в зависимости от того, какая структура является объектом исследования, и начинаются с определения аминокислотного состава. Для этого необходимо провести полный гидролиз пептидных связей и получить смесь, состоящую из отдельных аминокислот. Гидролиз проводят при помощи 6 М соляной кислоты при кипячении в течение 24 ч. Так как для гидролиза пептидных связей изолейцина и валина этого может быть недостаточно, проводят контрольный 48- и 72-часовой гидролиз. Некоторые аминокислоты, например триптофан, при кислотном гидролизе разрушаются, поэтому для их идентификации используют гидролиз при помощи метансульфоновой кислоты в присутствии триптамина. Для определения цистеина белок окисляют надмуравьиной кислотой, при этом цистеин превращается в цистеиновую кислоту, которую затем анализируют. Вьщеление и идентификацию аминокислот проводят при помощи аминокислотных анализаторов, принцип действия которых основан на хроматографическом разделении белкового гидролизата на сульфополистирольных катионитах, В основе количественного определения той или иной аминокислоты лежит цветная реакция с нингидрином, однако более перспективным следует считать метод, при котором аминокислоты модифицируют в производные, поглощающие свет в видимом диапазоне. Разделение смеси аминокислот проводят при помощи высокоэффективной жидкостной хроматографии, а само определение — спектрофотометрически. Следующим этапом является определение концевых аминных и карбоксильных [c.40]

Нами [8] впервые предложен потенциометрический метод количественного раздельного определения аминокислот в смеси в среде смешанного растворителя ацетонитрил — уксусная кислота (5 1). Титрантом служил — 0,1 метилэтилкетоновый раствор хлорной кислоты [9]. Исследовались аминокислоты ОЬ-валил-ВЬ-лейцин, глицил-Ь-тирозин, глицил-Ь-триптофан, л4-ами-нобензойная кислота, -цистеин, солянокислый гистидин. [c.108]

Таким образом, для чисто химических или физико-химических исследований основным требованием является точность для широкого обзора в области пищевых белков самое первое, что нужно, это — получить возможно больше материала по присутствию и содержанию незаменимых аминокпслот. В нашей практике часто встречалось, что пищевой белок является хорошим источником больщинства незаменимых аминокислот, которые легко определить (именно цистин, метионин, аргинин, гистидин, лизин, тирозин и триптофан), и все же неполноценен в отношении других аминокислот, для выявления которых нет простых и точных способов определения. Если в таких случаях руководствоваться только анализами первой группы аЛтинокислот, то можно было бы впасть в серьезную ошибку при биологической оценке данного белка. Поэтому только полный анализ аминокислот, имеющих значение для питания, может дать правильную и полноценную картину исследуемых продуктов, даже если определение отдельных аминокислот будет произведено не абсолютными, а скорее сравнительными методами. [c.9]

Примечание. Этот метод, которым пользовались авторы, открывшие триптофан, имеет не только исторический интерес. Поль, зуясь И.М, авторы выделили из казеина 1,5% триптофана. Это количество совпадает с теми, которые получены в ряде колори-метрически.х определений или выше. Только один исследователь (Дэкин [183]) получил более высокие результаты, выделив из казеина 1,7% триптофана. В обоих случаях пользовались техническим трипсином. Гопкинс и Коле [307] употребляли на 1 кг казеина 400 мл панкреатического сока. Дэкин [183] не указывает количества взятого экстракта панкреаса. Есть основания полагать, что в течение столь длительного переваривания (7—14 дней) в значительной степени гидролизуются белки панкреаса. Выделявшийся при этом триптофан считали за триптофан казеина. Наличие в панкреасе 1,4% триптофана, может быть, является причиной того, что из казеина выделяют больше триптофана, чем определяют наиболее точными колориметрическими методами. Для разрешения этого противоречия Шо и Мак-Фарлен [577] гидролизовали казеин трипсином. Но после гидролиза им удалось выделить менее 1% триптофана. Эта величина лишь немногим ниже устаксвленной колориметрически. [c.115]

Желатина. Желатина содержит, повидимому, определенное, хотя и небольшое количество тирозина. Пользуясь специфической цветной реакцией, Гернгросс [256] устанавливает, что содержание тирозина в желатине колеблется от 0,0 до 1,0 /г. Истинное содержание его зависит от метода приготовления желатины из коллагена. Если применяются сильные белящие средства, как например, гипохлориты, то весь триптофан и значительная часть тирозина, содержащиеся в природном коллагене, разрушаются. [c.139]

В основу метода определения белка по Лоури положена реакция Фолина, открывающая в белке тирозин и триптофан. Окрашенный белковый комплекс получают в два этапа 1) реакция меди с белком в щелочной среде 2) восстановление фос-фомолибденово-фосфовольфрамового реагента белком, обработанным медью. [c.71]

Другой удобный, но менее употребительный метод определения дезоксипентозы основан на появлении розовой окраски при нагревании ДНК с цистеином и серной кислотой [15]. Следующий метод, при помощи которого в известных условиях можно определять дезоксипентозу как пурин-, так и пиримидиннуклеотидов, сводится к цветной реакции дезоксипентозы с триптофаном и хлорной кислотой [16]. [c.104]

Каждый из этих ферментов атакует вполне определенные пептидные связи. Трипсин катализирует гидролиз пептидных связей, карбонильная группа которых принадлежит одной из основных аминокислот, обычно аргинину или лизину. Пепсин и химотрипсин предпочтительно катализируют гидролиз тех пептидных связей, в образовании которых участвуют ароматические аминокислоты, в частности триптофан, тирозин и фенилаланин. Среди протеолитических ферментов наиболее высокой специфичностью обладает трипсин поэтому именно он наиболее подходит для такого рода анализа. Ясно, однако, что при помощи только одного, пусть даже абсолютно специфичного, фермента невозможно определить полную последовательность аминокислот в полипептиде. Если, например, триптическое расщепление полипептида дало пять фрагментов (пептидов), в сумме соответствующих всей цепи, и если даже для каждого из них удалось установить аминокислотную последовательность, то это еще не все требуется узнать, в каком порядке эти пептиды располагались в нативном полипептиде. Чтобы узнать это, необходимо получить другие пептиды, которые перекрывались бы с первыми. Главное преимущество ферментативного гидролиза — специфичность реакции расщепления в отношении природы расщепляемых пептидных связей накладывает в то же время строгое ограничение на применимость этого метода. В идеале желательно было бы, например, иметь возможность расщеплять иногда те пептидные связи, которые в норме трипсином не атакуются, или, наоборот, предохранять от расщепления связи заведомо чувствительные. Недавно были предложены некоторые модификации методики, которые позволяют в какой-то мере решить эту задачу. Так, например, реакция е-аминогруппы лизина с этилтрифтортиоацетатом в слабо щелочном растворе дает блокированный по аминогруппе остаток, пептидная связь которого не атакуется трипсином [c.90]

Из обычных аминокислот флуоресцируют только те, которые содержат ароматические системы, например триптофан, тирозин и фенилаланин [343]. Они поглощают только ниже 300 нм, и в этой области возбуждаются также многие другие распространенные соединения, например продукты гидролиза белков. Поэтому Ваалкс и Юденфренд [344] разработали для тирозина химический метод (реакция с а-нитрозо-р-нафтолом в присутствии азотной и азотистой кислот) получения флуоресцирующего продукта, который можно возбудить в видимой области при 460 нм. Такой способ применяется, например, для определения тирозина в плазме или ткани с использованием сравнительно простой методики, не требующей полного выделения тирозина. В биохимических исследованиях такой принцип — сдвиг параметров флуоресценции в более длинноволновую область — очень часто используется с целью избежать помех, обусловленных многими сопутствующими веществами, и обеспечить более надежную идентификацию. [c.435]

Щелочной гидролиз и определение триптофана. Триптофан при кислотном гидролизе белка распадается почти полностью и поэтому для его определения, как правило, проводится отдельный анализ с щелочным гидролизом. Ранее для определения триптофана в щелочном гидролизате широко использовались многочисленные модификации колориметрического метода, основанного на реакции триптофана с пора-диметнламинобензальдегидом [7, 17, 42, 68]. Однако этот ме тод применим лишь при определении триптофана в чистых растворах и в какой-то мере в гидролизатах чистых белков, В случае использования его для определения триптофана в гидролизатах пищевых продуктов среда окрашивается в rpflSHOBato-зеленые тона, соверщенно не сопоставимые с ярко-синим стандартом [47]. [c.191]

Гюильбо и Любрано [549] описали амперометрический метод определения некоторых L-аминокислот (цистеин, лейцин, аланин, тирозин, фенилаланин, триптофан и метионин), основанный на применении электрода с оксидазой L-аминокислоты. Электрод содержит оксидазу L-аминокислоты, которая удерживается на поверхности платинового электрода (Бекман 39273) с помощью целлофановой пленки и резинового кольца. Концентрацию образующейся по реакции типа (15.2) перекиси водорода определяют амперометрически при pH 7,8. [c.191]

У. со свободной карбонильной группой дают реакции альдегидов, образуют гидразоны, озазоны и их замещенные. За счет полуацетального гидроксила идет образование гликозидов за счет спиртовых гидроксилов происходит алкилированне, арилирование, ацилирование У., образование эфиров неорганич. к-т. Наличие соседних гидроксилов обусловливает окисление У. йодной к-той, с образованием диальдегидов. У. дают ряд специфич. цветных реакций (с антроном, фенолом и триптофаном в серной к-те и др.) в основе большинства из них лежит образование из моносахаридов фурфурола и его замещенных (при определении полисахаридов в кислой среде идет гидролиз полисахаридов до моносахархщов). В основе количественных определений лежат методы окисления-восстановления и колориметрич. методы (подробнее о свойствах У. см. Моносахариды, Олигосахариды, Полисахариды, Гликозиды). [c.151]

Содержание триптофана определяют непосредственно в негидролизованном белке с помощью метода Эрлиха, основанного на образовании окрашенного комплекса триптофана с ди-метиламинобензальдегидом и ЫаЫОг в 23,8 н. серной кислоте. Триптофан может быть определен также путем щелочного или энзиматического гидролиза. [c.39]

Поглощение ультрафиолетового излучения. Большинство белков поглощает ультрафиолетовое излучение с длиной волны около 280 тр. Было показано1 [91—94], что это поглощение обусловлено тирозином, триптофаном и (в меньшей степени) фенилаланином. Таким образом, величина поглощения зависит от содержания этих аминокислот в белке. Измерение оптической плотности белкового раствора при 280 пу служит удобным и точным методом определения концентрации белка [95], если известен коэффициент экстинкции и в растворе нет других веществ, поглощающих свет с этой длиной волны. Рассматриваемый метод можно также применять для приближенного измерения общего содержания белков в смеси в тех случаях, когда допустимо использование среднего коэффициента экстинкции. Метод имеет то преимущество, что на поглощение света не влияют растворенные соли и многие другие вещества и что, следовательно, определение можно производить на образцах белковых фракций без всякой специальной их подготовки, Анализ производится быстро, причем требуются всего лишь доли миллиграмма белка. [c.20]

Определение химической структуры белка следует начинать с количественного анализа аминокислотного состава его полипептидных цепей. Для этого чистый и, если это возможно, кристаллический белок подпер-гают обычно кислотному гидролизу, чтобы гидролизовать все имеющиеся в белке пептидные связи, которые соединяют аминокислоты, входящие в состав этого белка. Затем определяют относительные количества высвобождающихся при таком гидролизе двадцати стандартных аминокислот. Определение количества аминокислот проводят с помощью метода хроматографии на ионообменных смолах, разработанного в начале 50-х годов У. Штейном и С. Муром (фиг. 39, 40). Результаты такого анализа аминокислотного состава двух ферментов Е. oli (Р-галактозидазы и триптофан-синтазы) приведены в табл. 2. (Триптофан-синтаза Е. соН, как скоро будет показано, состоит из двух различных полипептидных цепей, названных А-белком и В-белком. Данные, приведенные в табл. 2, касаются только А-белка.) [c.83]

К сожалению, метод с использованием динитрофторбензола применим ТОЛЬКО для определения нескольких первых от Н-конца аминокпслот. Для более отдаленных от конца аминокислот (начиная с шестой или седьмой аминокислоты от Н-конца) результаты анализа становятся настолько неоднозначнымн, что уже нельзя сделать надежного заключения о действительной структуре полипептида. Поэтому описанный метод можно использовать для определения последовательности аминокислот лишь в коротких полипептидах, состоящих из четырех или пяти аминокислотных остатков. Следовательно, для непосредственного анализа А- и В-це-пей инсулина длиной в 21 и 30 аминокислот этот метод неприменим, не говоря уже о последовательностях таких белков, как Р-галактозидаза и триптофан-синтаза, состоящих из сотен аминокислотных остатков. [c.89]

Таким образом Сэнгер показал, что инсулин состоит из двух полипептидных цепей, каждая из которых обладает вполне определенной последовательностью аминокислотных остатков. Методы, разработанные Сэпгером, были затем использованы для определения первичной структуры более длинных полипептидных цепей, и в частности для анализа ферментных белков. С тех пор было введено много технических усовершенствований, а со временем для определения аминокислотных последовательностей стали использовать и автоматическое оборудование. Тем не менее анализ полной аминокислотной последовательности ферментного белка, содержащего сотни аминокислот, все еще остается страшно трудным делом, требующим три или четыре человеко-года тяжелой работы. А-белок триптофан-синтазы В. соН, первичная структура которого показана на фиг. 43, является одной из самых длинных полипептидных цепей с известной аминокислотной последовательностью. [c.90]

Справочник химика 21

Химия и химическая технология